Zastosowanie badawcze fali uderzeniowej indukowanej laserem do badania uszkodzeń ślimaka wywołanych wybuchem

Aby ocenić czystą czuciową dysfunkcję neuro-ślimaka spowodowaną ekspozycją na blast, co skutkuje perforacją błony bębenkowej, opracowujemy eksperymentalny model zwierzęcy uszkodzenia ślimaka wywołanego wybuchem przy użyciu fali uderzeniowej indukowanej brzytwą. Metoda ta pozwala uniknąć perforacji błony bębenkowej i towarzyszących urazów ogólnoustrojowych oraz odtworzyć funkcjonalny spadek komponentu czuciowo-nerwowego ubytku słuchu w sposób zależny od energii po bezpośredniej ekspozycji. Ten model zwierzęcy może być idealną platformą do badania mechanizmów patologicznych i badania możliwości leczenia dysfunkcji ślimaka wywołanej wybuchem.

Na początek przygotuj zestaw do naświetlania falą uderzeniową indukowaną laserem lub LISW. Naświetl zespół ekspozycyjny za pomocą lasera ND YAG o długości fali 532 nanometrów, aby wygenerować LISW za celem. Skoncentruj impuls laserowy przez soczewkę płasko-wypukłą na plamkę o średnicy trzech milimetrów na tarczy laserowej.

Użyj promieniowania LISW, aby wytworzyć plazmę na powierzchni łączącej dwa materiały i odparować gumę, pozostawiając odparowaną gumę we wnęce. Ostrożnie ogol okolice postuszne znieczulonej myszy, aby uniknąć zatrzymywania powietrza uwięzionego w sierści. Umieść mysz na płytce tak, aby ich obszary zauszne były skierowane do góry w kierunku obszaru ogniskowego LISW.

Aby zapewnić dopasowanie impedancji akustycznej, należy użyć żelu przewodzącego ultradźwięki między celem lasera a powierzchnią skóry. Przymocuj czarną gumową tarczę przezskórnie do zausznej części ucha myszy. Zastosuj pojedynczy impuls LISW do ślimaka przez kość skroniową przy trzech gęstościach energii.

Umieść elektrodę uziemiającą pod ogonową częścią ogona. Następnie umieść elektrodę igłową ze stali nierdzewnej do zapisu elektroencefalogramu pod kanałem słuchowym i przednią częścią ucha. Zaprezentuj dźwięk stymulacji przez małą słuchawkę i zmierz poziom ciśnienia akustycznego w pobliżu błony bębenkowej myszy.

Generuj bodźce wyjściowe z generatora dźwięku przy 37 cyklach i wzmacniaj ciśnienie akustyczne z poziomu ciśnienia akustycznego 20 decybeli do 80 decybeli SPL w krokach co pięć decybeli SPL. Zmierz odpowiedź słuchową pnia mózgu lub szczyt ABR o jedną amplitudę, aby ocenić funkcje ślimaka. Następnie oprogramowanie do analizy pików ABR automatycznie analizuje przebieg ABR w odniesieniu do progów słyszenia i amplitudy ABR P1.

Ocena funkcji słuchowych przy użyciu ABR po ekspozycji na LISW wykazała znaczące przesunięcia progu ABR w ciągu jednego dnia, utrzymujące się przez miesiąc przy wyższych poziomach energii. Progi ABR w grupie dwóch dżuli na centymetr kwadratowy wykazały powrót do poziomów sprzed ekspozycji, co wskazuje na efekty zależne od energii. Po jednym dniu i miesiącu ekspozycji na LISW zaobserwowano znaczne spadki amplitudy ABR P1 we wszystkich grupach napromienianych LISW we wszystkich częstotliwościach.

Miesiąc po ekspozycji na LASW przeprowadź badanie patologiczne ślimaka myszy. Rozpocznij perfuzję hemoterapii roztworem Ringera z mleczanami, a następnie perfuzję transsercową z 4% paraformaldehydem. Po dekapitacji myszy należy usunąć ślimak i perfuzję bezpośrednio z 4% paraformaldehydem w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez noc.

Po uzyskaniu całego obrazu ślimaka, za pomocą oprogramowania ImageJ, oblicz mapę częstotliwości ślimaka, aby precyzyjnie zlokalizować określone regiony ślimaka o różnych częstotliwościach. Korzystając z podanego wzoru, oblicz wskaźnik przeżywalności komórek rzęsatych przy każdej częstotliwości. Po uzyskaniu obrazów stosu Z o wysokiej rozdzielczości wewnętrznych komórek rzęsatych oblicz liczbę synaps.

Wizualizuj skrawki ślimaka barwione hematoksyliną i eozyną i policz liczbę neuronów spiralnych zwojów w środkowym zwrocie kanału Rosenthala, aby obliczyć przeżycie neuronu spiralnego zwoju na kontrolę. W porównaniu z grupą kontrolną, fluorescencyjne barwienie immunologiczne wykazało nienaruszone struktury ślimaka bez znaczącej utraty komórek rzęsatych lub włókien nerwowych we wszystkich grupach. Oceny ilościowe wykazały jednak, że przeżywalność zewnętrznych komórek rzęsatych była znacznie niższa w grupie otrzymującej 2,5 dżuli na centymetr kwadratowy.

Tymczasem wewnętrzna przeżywalność komórek rzęsatych była spójna między grupami. Liczba wstęg synaptycznych była znacznie zmniejszona w grupach o wyższej częstości. Towarzyszył temu spadek gęstości neuronów zwojowych spirali w grupie 2,5 dżuli na centymetr kwadratowy, co wskazuje, że zwyrodnienie ślimaka zależy od ekspozycji na energię LISW.