Name: Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-03-08T13:50:00.000+00:00
Duration: 5 min 38 s
Description: Poznaj model przewlekłego uszkodzenia nerwu podoczodołowego u myszy do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. Metoda umożliwia analizę spontanicznych zachowań bólowych i alodynii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy nie mają żadnych podziękowań.

Zwierzęta są leczone i opiekowane zgodnie z wytycznymi Międzynarodowego Stowarzyszenia Badań nad Bólem Zwierząt (International Association for the Study of PAIN) dotyczącymi badań nad bólem oraz zgodnie z flamandzkimi i europejskimi przepisami dotyczącymi badań na zwierzętach oraz wytycznymi ARRIVE. Protokół jest zatwierdzany przez instytucjonalny Komitet ds. Etyki.
1. Zwierzęta
<ol>
	<li>Użyj samców i samic myszy C57BL/6J (Janvier, 10 tygodni w momencie przybycia).</li>
	<li>Samce i samice myszy należy trzymać oddzielnie w standardowych klatkach z pełnym dnem w pomieszczeniu kolonijnym o wilgotności 40%-60% i temperaturze pokojowej (RT) 21 ± 1 °C.</li>
	<li>Zapewnij wodę i jedzenie ad libitum.</li>
	<li>Utrzymuj myszy w normalnym cyklu ciemności/światła o godzinie 12:12 (światła włączone o 08:00).</li>
</ol>
2. Chirurgia
<ol>
	<li>Na każdą mysz przygotuj jeden kawałek chromowej ligatury jelitowej (6-0) o długości około 6 cm i umieść ją w sterylnym roztworze soli fizjologicznej, aby uniknąć wysuszenia i stania się sztywnym i łamliwym.</li>
	<li>Znieczulić mysz ketaminą/ksylazyną (75/15 mg/kg, dootrzewnowo, objętość wstrzyknięcia 10 ml/kg). Sprawdź głębokość znieczulenia, ściskając skórę między palcami. Upewnij się, że mysz nie zgina nogi. W razie potrzeby poczekaj, aż zwierzę zostanie w pełni znieczulone i/lub podaj dodatkową ketaminę/ksylazynę. 
	UWAGA: Nie należy podawać uzupełniających leków przeciwbólowych, aby uniknąć wyprzedzających skutków przeciwbólowych, które mogą zakłócać rozwój bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego.</li>
	<li>Delikatnie ogol włosy policzkowe między opuszką wąsów a okiem, aby wykonać nacięcie o średnicy około 4 mm tuż obok otworu podoczodołowego. Uważaj, aby nie uszkodzić wąsów, ponieważ może to wpłynąć na testy behawioralne.</li>
	<li>Zamocuj głowicę myszy w ramce stereotaktycznej lub w inny sposób unieruchomij głowę. Umieść mysz na podgrzewanej podkładce lub zadbaj o utrzymanie temperatury ciała w przeciwnym razie.</li>
	<li>Nałóż maść na oba oczy, aby uniknąć wysuszenia. Wyszoruj ogoloną okolicę głowy alkoholem, a następnie betadyną. Umieść serwetę chirurgiczną odsłaniającą ogoloną okolicę głowy.</li>
	<li>Użyj mikroskopu dla kroków od 2.7 do 2.14.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie skóry o średnicy 4 mm prostopadłe do linii środkowej mniej więcej w połowie odległości między krawędzią opuszki wąsa a okiem, tuż rostralne do otworu podoczodołowego i wyśrodkowane wokół linii między środkiem oka a środkiem opuszki wąsa.</li>
	<li>Odsłoń IoN, tępo oddzielając powierzchowną tkankę łączną. Uważaj, aby zminimalizować uszkodzenia mięśni i unikać włókien nerwów ruchowych. Upewnij się, że pień IoN (o średnicy 1-1,5 mm) jest dostępny na głębokości około 3 mm między miejscem, w którym wychodzi z czaszki, a miejscem, w którym rozgałęzia się do poduszki wąsów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Wykonując ruch obrotowy, wsuń główkę haczykowatego środka do podwiązywania pod IoN, uważając, aby nie uszkodzić nerwu.</li>
	<li>Umieść chromową ligaturę jelitową przez otwór na końcówce pomocy do podwiązywania i wsuń pomocnicę podwiązującą tak, aby ligatura pozostała pod IoN, a oba końce ligatury były mniej więcej w równej odległości od IoN.</li>
	<li>Zawiąż "węzeł poślizgowy" z dwóch końców ligatury i wsuń węzeł w kierunku IoN. Upewnij się, że węzeł poślizgowy umożliwia płynne działanie, aby można było dokładnie kontrolować stopień zwężenia. Przesuń węzeł dalej i zwęź IoN. Zmniejsz średnicę nerwu o zauważalną wartość4. Umieść normalny węzeł na węźle szczelinowym, aby zapobiec jego ślizganiu się.</li>
	<li>Odetnij końce ligatury, pozostawiając około 1,5 mm wolnych końców, aby zapobiec rozplątaniu się węzła.</li>
	<li>Wykonaj pozorowaną operację, wykonując kroki 2.2-2.8.</li>
	<li>Zamknij nacięcie skóry za pomocą syntetycznych wchłanialnych szwów (6-0) i pozwól zwierzęciu dojść do siebie na podgrzewanej podkładce lub pod lampą grzewczą na podczerwień.</li>
</ol>
3. Testy behawioralne
<ol>
	<li>Przyzwyczaj mysz do warunków panujących w pomieszczeniach przez co najmniej 8 dni przed badaniami przedoperacyjnymi.</li>
	<li>Przed badaniem przedoperacyjnym przyzwyczaj mysz do procedury testowej co najmniej raz dziennie przez 3 dni.</li>
	<li>Przeprowadź testy w normalnych warunkach oświetleniowych. W razie potrzeby zapewnij hałas w tle, aby zminimalizować zakłócenia spowodowane hałasami z zewnątrz.</li>
	<li>Obserwacja zachowań związanych z pielęgnacją twarzy
	<ol>
		<li>Przenoś pojedynczą mysz z obudowy do pomieszczenia testowego w zakrytej plastikowej klatce bez żadnego materiału ściółkowego. Unikaj stymulacji zewnętrznej podczas transportu zwierząt.</li>
		<li>Umieść mysz w zakrytej, przezroczystej plastikowej klatce bez ściółki (dł. x szer. x wys.: 12 cm x 12 cm x 17 cm) przed kamerą wideo. Umieść lustro, aby view twarz zwierzęcia, gdy jest ono odwrócone plecami w stronę kamery.</li>
		<li>Nagrywaj zachowanie myszy przez 10 minut. Podczas nagrywania upewnij się, że eksperymentator nie jest obecny w pomieszczeniu.</li>
		<li>Po nagraniu kolejnego zwierzęcia wyczyść klatkę obserwacyjną.</li>
		<li>Niech obserwator, który jest ślepy na warunki eksperymentalne myszy, przeanalizuje zarejestrowane zachowanie.</li>
		<li>Zwróć uwagę na każdy epizod pielęgnacji twarzy podczas analizy 10-minutowego nagrania. Pielęgnacja twarzy to wzorce ruchowe, w których zwierzę styka się przednimi łapami z obszarami twarzy.</li>
		<li>Rozróżnij izolowane zachowania związane z pielęgnacją twarzy i zachowaniami związanymi z pielęgnacją twarzy podczas pielęgnacji ciała9. Jeśli sekwencja nie jest poprzedzona lub nie następuje po niej pielęgnacja ciała, epizod jest oznaczony jako izolowana pielęgnacja twarzy. Pielęgnacja ciała jest definiowana jako wzorce ruchów, które sprawiają, że łapy, język lub siekacze stykają się z obszarem ciała innym niż twarz lub przednie łapy. Jeśli pielęgnacja ciała jest obecna przed lub po sekwencji pielęgnacji twarzy, epizod jest oznaczony jako pielęgnacja twarzy podczas pielęgnacji ciała.</li>
		<li>Określ liczbę epizodów pielęgnacji twarzy, stosując kryterium odcięcia 4 s. Okres między czynnościami pielęgnacyjnymi krótszy niż 4 sekundy definiuje się jako przerwę w obrębie jednego epizodu. Okres dłuższy niż 4 sekundy definiuje się jako całkowite przerwanie czynności pielęgnacyjnych między dwoma epizodami.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Testy stymulacji mechanicznej
	<ol>
		<li>Myszy należy przenosić w grupach do 6 zwierząt z pomieszczenia do pomieszczenia testowego w zadaszonej klatce z ściółką. Ponownie należy uważać, aby unikać stymulacji zewnętrznej.</li>
		<li>Umieść myszy pojedynczo na stole.
		<ol>
			<li>Umieść ogon myszy w miękkim silikonowym zacisku i przymocuj zacisk magnetycznie do metalowej płytki na stole. Silikonowy materiał zapobiega wyślizgiwaniu się ogona z zacisku, jednocześnie minimalizując nacisk na ogon.</li>
			<li>Umieść trójścienny plastikowy uchwyt (65 mm x 25 mm x 23 mm) nad zwierzęciem tak, aby z pojemnika wystawała tylko głowa myszy. Rozmiar uchwytu pozwala na ruchy głowy i przedniej łapy, ale zapobiega obracaniu się zwierzęcia w jego wnętrzu. Na koniec umieść ciężarek na wierzchu uchwytu, aby utrzymać uchwyt na miejscu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Użyj stopniowanej serii czterech włosów von Freya. Siła potrzebna do zgięcia włosów wynosi 0,02 g, 0,16 g, 0,4 g i 1,0 g.</li>
		<li>Przyzwyczaj myszy do krępowania i sięgania przez 10 minut. Co 30 s wykonuj ruch sięgający na zwierzę.</li>
		<li>Kiedy zwierzę jest w stanie zrelaksowanym, powoli nakładaj najjaśniejsze włosy von Freya na terytorium IoN w pobliżu środka wibrysów, aż włosy von Freya się ugną. Upewnij się, że stymulacja trwa nie dłużej niż 1 s.</li>
		<li>Oceń reakcję zwierzęcia na stymulację, aby dopasować się do jednej z poniższych kategorii reakcji.
		<ol>
			<li>Przyznaj wynik 0, gdy nie ma odpowiedzi.</li>
			<li>Daj wynik 1 za wykrywanie, tj. mysz odwraca głowę w kierunku obiektu stymulującego, a następnie bada obiekt bodźca.</li>
			<li>Przyznaj wynik 2 za reakcję odstawienia, tj. mysz delikatnie odwraca głowę lub szybko ciągnie ją do tyłu, gdy stosowana jest stymulacja; czasami dochodzi do pojedynczego przetarcia twarzy ipsilateralnie do stymulowanego obszaru.</li>
			<li>Daj wynik 3 za atakowanie, tj. mysz atakuje obiekt bodźca, wykonując ruchy gryzienia i/lub chwytania.</li>
			<li>Przyznaj wynik 4 za asymetryczną pielęgnację twarzy, tj. mysz wykazuje nieprzerwaną serię co najmniej trzech ruchów mycia twarzy skierowanych w stronę stymulowanego obszaru twarzy.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dla każdej myszy nałóż włosy von Freya w rosnącej kolejności intensywności i losowo stymuluj stronę ipsilateralną i przeciwległą. Zastosuj każdą intensywność bodźca jeden raz z każdej strony.</li>
		<li>Oblicz średni wynik na podstawie odpowiedzi na cztery włosy von Freya w każdym zwierzęciu. Oblicz oddzielne wyniki dla strony ipsilateralnej i kontralateralnej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Establishing the Mouse Model for Trigeminal Neuropathic Pain

<ol><li>Costigan, M., Scholz, J., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathic+pain%3A+a+maladaptive+response+of+the+nervous+system+to+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuropathic pain: a maladaptive response of the nervous system to damage.</a> Annu Rev Neurosci. 32, 1-32 (2009).</li>
<li>Torrance, N., Smith, B. H., Bennett, M. I., Lee, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epidemiology+of+chronic+pain+of+predominantly+neuropathic+origin.+Results+from+a+general+population+survey%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">The epidemiology of chronic pain of predominantly neuropathic origin. Results from a general population survey.</a> J Pain. 7, 281-289 (2006).</li>
<li>Jensen, T. S., Gottrup, H., Sindrup, S. H., Bach, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+clinical+picture+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">The clinical picture of neuropathic pain.</a> Eur J Pharmacol. 429 (1-3), 1-11 (2001).</li>
<li>Bennett, G. J., Xie, Y. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+peripheral+mononeuropathy+in+rat+that+produces+disorders+of+pain+sensation+like+those+seen+in+man%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man.</a> Pain. 33 (1), 87-107 (1988).</li>
<li>Backonja, M. M., Stacey, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuropathic+pain+symptoms+relative+to+overall+pain+rating%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">Neuropathic pain symptoms relative to overall pain rating.</a> J Pain. 5, 491-497 (2004).</li>
<li>Basbaum, A. I., et al. Measurrement and New Technologies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBasbaum%2C+AI+%22Emerging+Strategies+for+the+Treatment+of+Neuropathic+Pain%22">Emerging Strategies for the Treatment of Neuropathic Pain</a>. Campbell, J. N. , IASP Press. Seattle, WA. (2006).</li>
<li>Mogil, J. S., Crager, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+should+we+be+measuring+in+behavioral+studies+of+chronic+pain+in+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">What should we be measuring in behavioral studies of chronic pain in animals.</a> Pain. 112, 12-15 (2004).</li>
<li>Vierck, C. J., et al. Animal Studies of Pain: Lessons for Drug Development. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVierck%2C+CJ+%22Emerging+Strategies+for+the+Treatment+of+Neuropathic+Pain%22">Emerging Strategies for the Treatment of Neuropathic Pain</a>. Campbell, J. N. , IASP Press. Seattle, WA. (2006).</li>
<li>Deseure, K., Adriaensen, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonevoked+facial+pain+in+rats+following+infraorbital+nerve+injury+a+parametric+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Nonevoked facial pain in rats following infraorbital nerve injury a parametric analysis.</a> Physiol Behav. 81 (4), 595-604 (2004).</li>
<li>Deseure, K., Hans, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+constriction+injury+of+the+rat%27s+infraorbital+nerve+%28IoN-CCI%29+to+study+trigeminal+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Chronic constriction injury of the rat's infraorbital nerve (IoN-CCI) to study trigeminal neuropathic pain.</a> J Vis Exp. (103), e53167(2015).</li>
<li>Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+pain%3A+progress+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Animal models of pain: progress and challenges.</a> Nat Rev Neurosci. 10 (4), 283-294 (2009).</li>
<li>Wilson, S. G., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+pain+in+the+%28knockout%29+mouse%3A+big+challenges+in+a+small+mammal%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Measuring pain in the (knockout) mouse: big challenges in a small mammal.</a> Behav Brain Res. 125 (1-2), 65-73 (2001).</li>
<li>Ding, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+rodent+model+of+trigeminal+neuropathic+pain+by+unilateral+chronic+constriction+injury+of+distal+infraorbital+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">An improved rodent model of trigeminal neuropathic pain by unilateral chronic constriction injury of distal infraorbital nerve.</a> J Pain. 18 (8), 899-907 (2017).</li>
<li>Hardt, S., Fischer, C., Vogel, A., Wilken-Schmitz, A., Tegeder, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distal+infraorbital+nerve+injury%3A+a+model+for+persistent+facial+pain+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Distal infraorbital nerve injury: a model for persistent facial pain in mice.</a> Pain. 160 (6), 1431-1447 (2019).</li>
<li>Krzyzanowska, A., Avendaño, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+testing+in+rodent+models+of+orofacial+neuropathic+and+inflammatory+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral testing in rodent models of orofacial neuropathic and inflammatory pain.</a> Brain Behav. 2 (5), 678-697 (2012).</li>
<li>Martin, Y. B., Malmierca, E., Avendaño, C., Nuñez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+disinhibition+in+the+trigeminal+nucleus+caudalis+in+a+model+of+chronic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Neuronal disinhibition in the trigeminal nucleus caudalis in a model of chronic neuropathic pain.</a> Eur J Neurosci. 32 (3), 399-408 (2010).</li>
<li>Deseure, K., Hans, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+study+of+non+evoked+orofacial+pain+following+different+types+of+infraorbital+nerve+injury+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral study of non evoked orofacial pain following different types of infraorbital nerve injury in rats.</a> Physiol Behav. 138, 292-296 (2015).</li>
<li>Vuralli, D., Wattiez, A. S., Russo, A. F., Bolay, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+cognitive+animal+models+in+headache+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Headache+Pain%22%5BJournal%5D)">Behavioral and cognitive animal models in headache research.</a> J Headache Pain. 20 (1), 11(2019).</li>
<li>Krzyzanowska, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+nociceptive+sensitivity+in+mouse+models+of+inflammatory+and+neuropathic+trigeminal+pain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Assessing nociceptive sensitivity in mouse models of inflammatory and neuropathic trigeminal pain.</a> J Neurosci Methods. 201 (1), 46-54 (2011).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

U szczurów wcześniej argumentowano, że preferowane jest wewnątrzoczodołowe podejście do IoN, biorąc pod uwagę znaczenie nienaruszonej drobnej muskulatury kontrolującej złożone wzorce trzepania w dyskryminacji wibrysowo-dotykowej i względną odległość nacięcia linii środkowej do skórnego terytorium nerwu podoczodołowego10. Inni twierdzą, że podejście dystalne poprzez nacięcie w owłosionej skórze ogonowej do opuszki wibrysalnej ma szereg korzyści13,14. Chirurgicznie jest to łatwiejsza technika, która jest minimalnie inwazyjna. Można go wykonać bez użycia ramy stereotaktycznej i w krótszym czasie. Obie techniki skutkują porównywalnymi pooperacyjnymi efektami behawioralnymi, zarówno wywołanymi, jak i niewywołanymi zachowaniami bólowymi. Ponadto zabieg pozwala uniknąć ewentualnego dyskomfortu oczu wynikającego z odchylania treści oczodołu podczas zabiegu i potencjalnie drażniącego kontaktu między podwiązaniami nerwów a okiem. U myszy, ze względu na ich mniejsze rozmiary, stwierdziliśmy, że podejście wewnątrzorbitalne jest zbyt trudne do zastosowania jako standardowa procedura. Dlatego procedura ta ma na celu zastosowanie podejścia dystalnego do chirurgicznego wywołania uszkodzenia nerwu podoczodołowego u myszy, co prowadzi do rozwoju spontanicznych i wywołanych zachowań bólowych, które można wykorzystać do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego.
Kluczowym krokiem w zastosowaniu tego modelu, podobnie jak w przypadku innych modeli zwierzęcych bólu przewlekłego wywołanego podwiązaniem nerwów, jest umieszczenie ligatury z odpowiednią ilością zwężenia wokół nerwu podoczodołowego 4,15,16. Wyniki behawioralne są bardzo różne u zwierząt z różnym stopniem zwężenianerwów 17. Stosunek wielkości jelita chromowego (6-0) do średnicy nerwu podoczodołowego myszy nie jest taki sam jak u szczurów, u których stosuje się rozmiar 5-0. U myszy stwierdzono, że dwie ligatury indukowały poziom uszkodzenia nerwów, który był wyższy niż u szczurów. Ponieważ rozmiar 6-0 był najmniejszym chromowym jelitem, jakie można było znaleźć, w niniejszym badaniu zdecydowaliśmy się użyć pojedynczej ligatury, która dawała wyniki behawioralne podobne do tych u szczurów. Dwie niechromowane ligatury jelitowe w rozmiarze 7-0 mogą również dawać podobne wyniki.
Stymulacja terytorium IoN za pomocą włosów von Freya wymaga, aby zwierzęta były stosunkowo nieruchome. U szczurów można to osiągnąć, przyzwyczajając zwierzęta do klatki obserwacyjnej. U myszy, ze względu na ich wysoką aktywność lokomotoryczną, stosowanie tej metody utrudnia stymulację terytorium IoN z dużą precyzją. Trzymanie zwierzęcia w ręku jest stresującą metodą, która poważnie zagraża trafności i niezawodności reakcji zwierzęcia na bodziec. Umieszczanie zwierząt na małej podwyższonej platformie było również stosowane w badaniach18. Chociaż ruchy są bardziej ograniczone, stwierdzono, że platforma pozwala zwierzętom poruszać się więcej, niż jest to potrzebne do stymulowania terytorium IoN z precyzją i dobrze kontrolowaną siłą zginającą. Metoda krępowania została opracowana i częściowo wyprodukowana w naszym laboratorium przy użyciu druku 3D. Trójścienny plastikowy uchwyt i waga są podobne do tej używanej przez Krzyżanowska i in. (2011), ale metoda utrzymywania ogona zwierzęcia na miejscu jest inna19. Co ważne, urządzenie pozwala zwierzęciu reagować w bardziej naturalny sposób na bodziec, w tym ruchy łapy i głowy. Urządzenie uniemożliwia jednak zwierzęciu odsunięcie ciała, aby uniknąć dalszego kontaktu z bodźcem. U zwierząt swobodnie poruszających się w klatce obserwacyjnej to ostatnie zachowanie jest równoznaczne z chwytaniem lub gryzieniem bodźca (kategoria wyniku odpowiedzi 3).
Niniejszy artykuł pokazuje, że DIoN-CCI u myszy indukuje zmiany w spontanicznym zachowaniu w odpowiedzi na stymulację włosów von Freya, które są podobne do tych u szczurów IoN-CCI, tj. zwiększoną ukierunkowaną pielęgnację twarzy i nadreaktywność na stymulację włosów von Freya na terytorium IoN10. Średni czas trwania izolowanego epizodu pielęgnacji twarzy u myszy był krótszy niż u szczurów (2 s w porównaniu z 10 s), ale średnia szczytowa liczba izolowanych epizodów pielęgnacji twarzy była wyższa u myszy (13 vs 5). Nie jest jasne, czy jest to wyłącznie odzwierciedlenie różnic we wrodzonych wzorcach pielęgnacji, czy też jest związane z naturą spontanicznych odczuć bólowych.

Ból neuropatyczny wynika z uszkodzenia somatosensorycznego układu nerwowego, co prowadzi do nieprawidłowego przekazywania sygnałów czuciowych do mózgu. Somatosensoryczne uszkodzenie nerwów nie zawsze prowadzi do bólu neuropatycznego, ale częstość występowania wzrasta wraz z nasileniem klinicznej neuropatii1,2. Pacjenci z bólem neuropatycznym doświadczają specyficznych objawów, takich jak spontaniczne odczucia (pieczenie, mrowienie, odczucia elektryczne) oraz nienormalnie intensywny lub długotrwały ból po nieszkodliwą lub szkodliwą stymulację, która ma tendencję do stawania się przewlekłym i opornym na leczenie konwencjonalnymi lekami przeciwbólowymi3. Znaczący postęp w dziedzinie badań nad bólem neuropatycznym wynika z odkrycia, że luźno zaciskające się więzadła wokół nerwu kulszowego u szczurów prowadzi do zachowań przypominających ludzkie stany bólu neuropatycznego4. Zwierzęta wykazują obniżone progi na ciepło, zimno i stymulację mechaniczną oraz wykazują zachowania nocyfensywne. Pomimo nieodłącznych różnic biologicznych w przetwarzaniu bólu między ludźmi a gryzoniami, modele zwierzęce są cennym narzędziem do badania mechanizmów leżących u podstaw rozwoju bólu neuropatycznego i testowania nowo zaproponowanych strategii leczenia.
Paradygmaty testowania bólu oparte na odruchach sensorycznych były szeroko stosowane w modelach bólu neuropatycznego, ale pomiar trwającego bólu lub innych często towarzyszących zaburzeń (zaburzenia snu, depresja, lęk) nie otrzymał wystarczającej uwagi, biorąc pod uwagę, że są to powszechne objawy kliniczne wpływające na jakość życia5,6,7,8. Zachowanie związane z pielęgnacją twarzy u szczurów zostało udokumentowane jako miara spontanicznego bólu neuropatycznego po przewlekłym urazie zwężenia (CCI) nerwu podoczodołowego (IoN)9,10. Ponadto u szczurów rozwija się również nadreaktywność na łagodną stymulację dotykową terytorium IoN, co wskazuje na allodynię mechaniczną.
W porównaniu do myszy, ze względu na ich większe rozmiary, szczury lepiej nadają się do urazów chirurgicznych. Jednak myszy oferują oszczędność kosztów i miejsca oraz wymagają mniejszych ilości leków. Pojawienie się technologii transgenicznej jeszcze bardziej zwiększyło wykorzystanie myszy11,12. Dlatego ogólnym celem tej procedury jest przeprowadzenie chirurgicznego uszkodzenia nerwu podoczodołowego u myszy, podobnego do tego u szczurów, które wywołuje zmiany w spontanicznym i wywołanym zachowaniu w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego.

<table><tbody><tr><td>Chromowy katgut (6-0)</td><td>Dynek&nbsp;</td><td>CG602D</td><td>ligatury</td></tr><tr><td>Aplikator bawełniany</td><td>Apteka</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowa kamera wideo</td><td>Sony</td><td>HDR-CX330E</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>precyzyjnej 11251-10</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont - Mikro-końcówki (#5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>0037-820</td><td>maść okulistyczna</td></tr><tr><td>Haczykowaty środek do podwiązywania</td><td>Fine Science Tools</td><td>18062-12</td><td></td></tr><tr><td>Ketalar</td><td>Pfizer</td><td></td><td>ketamina (50 mg / ml)</td></tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>Kaps</td><td>SOM 62</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjny wacik bawełniany</td><td>Qosina</td><td>10225</td><td></td></tr><tr><td>Precyzyjny trymer</td><td>Philips</td><td>HP6392/00</td><td></td></tr><tr><td>Rompun</td><td>Bayer</td><td></td><td>ksylazyna (2 %)</td></tr><tr><td>Nożyczki - końcówki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14574-09</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do estezjometru Semmes-Weinstein Von Frey</td><td>Stoelting</td><td>58011</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl Rapide</td><td>Ethicon</td><td>MPVR489H</td><td>szwy</td></tr></tbody></table>

przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (dion-cci) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Chronic Constriction Injury of the Distal Infraorbital Nerve (DIoN-CCI) in Mice to Study Trigeminal Neuropathic Pain

Modele zwierzęce pozostają niezbędnymi narzędziami do badania bólu neuropatycznego. Ten manuskrypt opisuje model przewlekłego uszkodzenia zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego u myszy. Obejmuje to zabiegi chirurgiczne w celu wykonania przewlekłego urazu zwężonego oraz pooperacyjne testy behawioralne w celu oceny zmian w spontanicznym i wywołanym zachowaniu, które są oznakami trwającego bólu i allodynii mechanicznej. Metody i odczyty behawioralne są podobne do modelu przewlekłego uszkodzenia zwężenia nerwu podoczodołowego (IoN-CCI) u szczurów. Konieczne są jednak istotne zmiany w celu dostosowania modelu IoN-CCI do myszy. Po pierwsze, podejście wewnątrzoczodołowe zostaje zastąpione podejściem bardziej rostralnym z nacięciem między okiem a opuszką wąsa. IoN jest zatem podwiązany dystalnie na zewnątrz jamy oczodołu. Po drugie, ze względu na wyższą aktywność lokomotoryczną u myszy, umożliwienie szczurom swobodnego poruszania się w małych klatkach zostało zastąpione umieszczaniem myszy w specjalnie zaprojektowanych i skonstruowanych urządzeniach krępujących. Po podwiązaniu DIoN myszy wykazują zmiany w spontanicznym zachowaniu i w odpowiedzi na stymulację włosów von Freya, które są podobne do tych u szczurów IoN-CCI, tj. zwiększoną ukierunkowaną pielęgnację twarzy i nadreaktywność na stymulację włosów von Freya na terytorium IoN.

Myszy DIoN-CCI wykazują silny pooperacyjny wzrost czasu poświęcanego na izolowane pielęgnowanie pyska oraz liczby epizodów izolowanego pielęgnowania pyska (Rysunek 3). Najsilniejszy wzrost występuje w pierwszym tygodniu po operacji, a następnie maleje w kolejnych tygodniach, jednak pozostaje istotnie zwiększony przez co najmniej 6 tygodni. Pielęgnowanie pyska podczas pielęgnowania ciała pozostaje w niewielkim stopniu niezmienione.
Myszy z modelem DIoN-CCI są niemal całkowicie niewrażliwe na ipsilateralną stymulację mechaniczną w obrębie ipsilateralnego terytorium IoN podczas pierwszego tygodnia po zabiegu DioN-CCI (Rycina 4). W kolejnych tygodniach ta hiporeaktywność zostaje zastąpiona hiperreaktywnością, która utrzymuje się przez co najmniej 6 tygodni. Może również wystąpić niewielki wzrost reaktywności na kontralateralną stymulację mechaniczną.
<img alt="Ligacja dystalnego nerwu podoczodołowego; schemat i obraz ilustrujący procedurę chirurgiczną na modelu gryzonia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66420/66420fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Lokalizacja ligacji dystalnego nerwu podoczodołowego. Miejsce ligacji dystalnego nerwu podoczodołowego znajduje się rostralnie względem jego wyjścia z czaszki, ale kaudalnie względem miejsca, w którym rozgałęzia się on w stronę poduszeczki wibrysowej. (A) Schematyczny rysunek prawego IoN. (B) Widok chirurgiczny podwiązanego IoN po stronie lewej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66420/66420fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Doświadczenia na ogonach myszy na urządzeniu kompresyjnym; obraz przedstawia zestaw z obciążnikami i mechanizmem unieruchamiającym." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66420/66420fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Urządzenie unieruchamiające wykorzystywane do testów stymulacji mechanicznej. Ogon myszy jest utrzymywany w miejscu przez (A) miękki silikonowy zacisk, który jest magnetycznie przytwierdzony do (B) metalowej płyty na stole. (C) Plastikowy uchwyt umożliwia ruchy głowy i przednich łap, ale zapobiega obróceniu się zwierzęcia wewnątrz niego. Metalowe obciążenie utrzymuje uchwyt w miejscu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66420/66420fig02large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza pielęgnacji w grupach DIoN-CCI i Sham; wykres liniowy statystyczny; porównanie dni pooperacyjnych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66420/66420fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Pooperacyjne zmiany w zachowaniu izolowanej pielęgnacji pyszczka po DIoN-CCI. Punkty danych oznaczają (A) czas poświęcony (średnia ± SEM; n = 15 na grupę) na izolowaną pielęgnację pyszczka oraz (B) liczbę (średnia ± SEM; n = 15 na grupę) epizodów izolowanej pielęgnacji pyszczka 1 dzień przed operacją DIoN (Pre-op) oraz w dniach pooperacyjnych 3-42. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66420/66420fig03large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres reakcji na ból; DloN-CCI vs Sham; analiza statystyczna po operacji; wynik reakcji w czasie." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66420/66420fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Przebieg czasowy efektów DIoN-CCI w zakresie reaktywności na stymulację mechaniczną.Punkty danych reprezentują wynik reakcji (średnia ± SEM; n = 15 na grupę) na stymulację włóknami von Frey w obszarze (A) podwiązanego nerwu oraz (B) strony przeciwległej 1 dzień przed (Pre-op) i od 3 do 42 dni po zabiegu DIoN. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66420/66420fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.</a>

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego u myszy wywołuje zmiany w spontanicznym zachowaniu (zwiększona aktywność pielęgnacji twarzy) i zachowaniu nocyfensyjnym w odpowiedzi na stymulację dotykową (nadreaktywność na stymulację włosów von Freya), które są oznakami trwającego bólu i allodynii oraz służy jako model dla trójdzielnego bólu neuropatycznego.

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Animal models remain necessary tools to study neuropathic pain. This manuscript describes the distal infraorbital nerve chronic constriction injury ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie uszkodzenia nerwu podoczodołowego u myszy w celu zbadania rozwoju bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego i przetestowania nowych strategii leczenia. Izolowane zachowanie wzrostowe fazy po podwiązaniu nerwu podoczodołowego jest jednym z niewielu modeli zwierzęcych do badania spontanicznego bólu neuropatycznego, ale jego stosowanie od dawna jest utrudnione przez złożoność wykonywania podwiązania nerwu podoczodołowego. W porównaniu z testami bólu opartymi na odruchach sensorycznych, takimi jak von Frey lub reakcje wycofania po stymulacji ciepłem lub zimnem.Pomiar bólu samoistnego lub trwającego nie spotkał się z wystarczającym zainteresowaniem, biorąc pod uwagę, że jest to ważny objaw kliniczny wpływający na jakość życia. Dystalne podejście do nerwu podoczodołowego ma tę zaletę, że jest zabiegiem chirurgicznie mniej wymagającym niż dostęp wewnątrzoczodołowy. Jest mało inwazyjny i może być wykonywany bez użycia ramy stereotaktycznej.Na początek delikatnie ogol włosy na policzku między opuszką wąsów a okiem znieczulonej myszy. Zamocuj głowicę myszy w ramce stereotaktycznej lub w inny sposób unieruchomij głowę. Nałóż maść na oba oczy, aby uniknąć wysuszenia.Wyszoruj ogoloną okolicę głowy alkoholem, a następnie Betadine. Pod mikroskopem preparacyjnym wykonaj czteromilimetrowe nacięcie skóry prostopadłe do linii środkowej. Mniej więcej w połowie drogi między krawędzią opuszki wąsa a okiem tylko rostralnie do otworu podoczodołowego i wyśrodkowany wokół linii między środkiem oka a środkiem opuszki wąsa.Aby odsłonić nerw podoczodołowy, tępo oddziel powierzchowną tkankę łączną, minimalizując uszkodzenia mięśni i unikając włókien nerwu ruchowego. Wykonując ruch obrotowy, wsuń głowę haczykowatego środka do podwiązywania pod nerw podoczodołowy. Umieść chromową ligaturę jelitową przez otwór na końcówce środka do podwiązywania i wycofaj pomocnicę tak, aby ligatura pozostała pod nerwem podoczodołowym, przy czym oba końce ligatury znajdują się w równej odległości od nerwu.Zawiąż węzeł poślizgowy z obu końców ligatury i wsuń go w nerw podoczodołowy. Przesuń węzeł dalej, aby zwęzić nerw podoczodołowy. Następnie umieść normalny węzeł na węźle ślizgowym.Odetnij końce ligatury, pozostawiając około 1,5 milimetra wolnych końców, aby zapobiec rozplątaniu się węzła. Zamknij nacięcie skóry za pomocą syntetycznych wchłanialnych szwów 6-0. Pozwól myszy odzyskać sprawność na rozgrzanej podkładce lub pod ogrzewaniem na podczerwień lamp.Aby rozpocząć, przenieś pojedynczą mysz z obudowy do pomieszczenia testowego w zakrytej plastikowej klatce bez materiału ściółkowego. Umieść klatkę przed kamerą wideo, a następnie umieść lustro, aby view twarz myszy, gdy jest ona skierowana tyłem do kamery. Nagrywaj zachowanie myszy przez 10 minut.Po nagraniu wyczyść klatkę obserwacyjną przed nagraniem następnego zwierzęcia. Niech obserwator będzie ślepy na warunki eksperymentalne, aby przeanalizować zarejestrowane zachowanie myszy. Zwróć uwagę na każdy epizod pielęgnacji twarzy podczas 10-minutowego nagrania.Rozróżnij izolowaną pielęgnację twarzy i zachowania związane z pielęgnacją twarzy podczas pielęgnacji ciała. Określ liczbę epizodów pielęgnacji twarzy za pomocą czterosekundowego kryterium odcięcia. Czas między czynnościami pielęgnacyjnymi krótszy niż cztery sekundy jest definiowany jako przerwa w obrębie jednego epizodu.Czas dłuższy niż cztery sekundy definiuje się jako całkowite przerwanie czynności pielęgnacyjnych między dwoma epizodami. Umieść ogon myszy w miękkim silikonowym zacisku i przymocuj zacisk magnetycznie do metalowej płytki na stole. Umieść plastikowy uchwyt o trzech ściankach nad myszą tak, aby z pojemnika wystawała tylko głowa.Umieść obciążnik na uchwycie, aby utrzymać go na miejscu. Użyj startej serii czterech włosów von Freya, aby przyłożyć siłę do myszy. Przyzwyczaj mysz do ruchów krępujących i sięgających przez 10 minut.Kiedy mysz jest zrelaksowana, powoli nakładaj najjaśniejsze włosy von Freya w obrębie nerwu podoczodołowego w pobliżu środka wibracji, aż się ugnie. Oceń reakcję myszy na stymulację w jednej z następujących kategorii. Oblicz średni wynik dla odpowiedzi ipsilateralnych na cztery włosy von Freya, a następnie oblicz średnie wyniki dla stron przeciwległych.Myszy z przewlekłym zwężeniem dystalnego nerwu podoczodołowego wykazywały znaczne pooperacyjne wydłużenie czasu izolowanej pielęgnacji twarzy i epizodów, osiągając szczyt w pierwszym tygodniu, a następnie stopniowo zmniejszając się, pozostając podwyższonym przez sześć tygodni. Początkowo myszy z przewlekłym uszkodzeniem zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego wykazywały prawie całkowity brak reakcji na stymulację mechaniczną, która w ciągu kolejnych tygodni przekształciła się w nadreaktywność trwającą sześć tygodni. Zaobserwowano również nieznaczny wzrost reakcji na kontralateralną stymulację mechaniczną.

chronic-constriction-injury-distal-infraorbital-nerve-dion-cci-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ze względu na prostotę zabiegu chirurgicznego oraz wyraźne efekty behawioralne, przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego jest jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych bólu neuropatycznego. W ciągu 24 h po operacji rozwija się nadwrażliwość bólowa, którą można zmierzyć ilościowo za pomocą estezjometru von Freya (test mechaniczny) oraz urządzenia do pomiaru analgesii podeszwowej (test termiczny).

Przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego i badanie nadwrażliwości bólowej u szczurów

Ten film pokazuje indukcję bólu neuropatycznego ustno-twarzowego w modelu szczurzym poprzez podwiązanie nerwu podoczodołowego. Powoduje to uszkodzenie nerwów i stan zapalny, powodując nieprawidłową sygnalizację bólu i naśladując przewlekłe stany bólowe, które można wykorzystać do badania testu bólu ustno-twarzowego.

Wywoływanie bólu neuropatycznego ustno-twarzowego w modelu szczurzym za pomocą podwiązania nerwów podoczodołowych

Źródło: Deseure, K.,  i wsp. Przewlekłe uszkodzenie zwężenia nerwu podoczodołowego szczura (IoN-CCI) w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. J. Vis. Exp. (2015). Ten film pokazuje metodę wywoływania bólu neuropatycznego w modelu szczurzym poprzez zwężenie nerwu podoczodołowego. Po odsłonięciu nerwu podoczodołowego i zawiązaniu ligatur w celu jego zwężenia, odpowiedź immunologiczna w miejscu urazu zwiększa pobudliwość sąsiednich neuronów, które przekazują sygnały bólowe do...

Indukcja bólu neuropatycznego w modelu szczurzym poprzez zwężenie nerwu podoczodołowego

Ten manuskrypt opisuje model gryzonia do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. Opisane metody obejmują zabiegi chirurgiczne w celu wykonania przewlekłego zwężenia nerwu podoczodołowego szczura oraz pooperacyjne testy behawioralne w celu zmierzenia zmian w spontanicznym i wywołanym zachowaniu, które wskazują na uporczywy ból i allodynię.

Przewlekłe zwężenie nerwu podoczodołowego szczura (IoN-CCI) w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Precyzyjna ocena reakcji na ból w neuropatycznym modelu zwierzęcym jest kluczowa dla zbadania patofizjologii chorób bólowych i opracowania nowych leków przeciwbólowych. Przedstawiamy czułą i obiektywną metodę określania funkcji sensorycznej tylnej łapy gryzonia za pomocą zautomatyzowanego systemu analizy chodu.

Zautomatyzowana analiza chodu u myszy z przewlekłym urazem zwężenia

Dostarczony jest tutaj protokół, który szczegółowo opisuje kroki prowadzące do stworzenia zwierzęcego modelu przewlekłego bólu po niedokrwieniu (CPIP). Jest to dobrze rozpoznawalny model naśladujący ludzki złożony zespół bólu regionalnego typu I. Dalej oceniane są nadwrażliwości mechaniczne i termiczne, a także zachowania nocyfensywne wywołane kapsaicyną obserwowane w modelu szczurzym CPIP.

Model przewlekłego bólu po niedokrwieniu złożonego zespołu bólu regionalnego typu I u szczurów

Tutaj opisujemy mysi model niedokrwienia siatkówki poprzez przejściowe obustronne zamknięcie tętnicy szyjnej za pomocą prostych szwów i zacisku. Model ten może być przydatny do zrozumienia patologicznych mechanizmów niedokrwienia siatkówki spowodowanego nieprawidłowościami sercowo-naczyniowymi.

Mysi model niedokrwiennego uszkodzenia siatkówki wywołanego przejściowym obustronnym zamknięciem tętnicy szyjnej wspólnej

Najbardziej zauważalnym objawem migreny jest silny ból głowy, a przypuszcza się, że jest on spowodowany przez neurony czuciowe unerwiające opony mózgowe. W tym miejscu przedstawiamy metodę miejscowego nakładania substancji na oponę twardą w sposób minimalnie inwazyjny, przy jednoczesnym wykorzystaniu nadwrażliwości twarzy jako wyjścia.

Stymulacja opony twardej i okołooczodołowe testy von Freya u myszy jako przedkliniczny model bólu głowy

Ten protokół opisuje ocenę mechanicznej nadwrażliwości w modelu szczura neuropatycznego bólu ustno-twarzowego przy użyciu instrumentalnego urządzenia do oceny bólu ustno-twarzowego.

Ocena nadwrażliwości mechanicznej wywołanej uszkodzeniem nerwów u szczurów za pomocą operacyjnego testu bólu ustno-twarzowego

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

Genetycznie kodowane wskaźniki wapnia (GECI) umożliwiają solidną analizę na poziomie populacji sygnalizacji neuronów czuciowych. W tym miejscu opracowaliśmy nowatorskie podejście, które pozwala na wizualizację in vivo GECI aktywności neuronów zwojów nerwu trójdzielnego szczurów.

In-vivo (in vivo) Obrazowanie wapnia neuronów czuciowych w zwoju trójdzielnym szczura

Poznaj model przewlekłego uszkodzenia nerwu podoczodołowego u myszy do badania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. Metoda umożliwia analizę spontanicznych zachowań bólowych i alodynii.

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego (Wideo) | JoVE Journal

Przewlekłe uszkodzenie zwężenia dystalnego nerwu podoczodołowego (DIoN-CCI) u myszy w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego

Przeglądaj więcej filmów