Name: Zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-02-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 15 s
Description: Poznaj zmodyfikowaną metodę cewnikowania dooponowego u szczurów, która umożliwia niezawodne, wielokrotne podawanie leków w badaniach bólu neuropatycznego. Technika ta poprawia skuteczność tradycyjnych podejść.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych (nr 81971042) oraz Kluczowe Projekty Specjalistyczne Wsparcia Komisji Zdrowia Dystryktu Hongkou w Szanghaju (No. HKZK2020A06).

Cewnikowanie dokanałowe zostało przeprowadzone w ścisłej zgodności z zaleceniami zawartymi w Wytycznych dotyczących opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health, a protokół został zatwierdzony przez Komitet Etyki Zwierząt Doświadczalnych, Chiny (No. TJBH15523201). W eksperymencie wykorzystano samce szczurów rasy Sprague-Dawley (SD). Zadbano o to, aby zminimalizować ból i dyskomfort zwierząt.
1. Przygotowanie materiału i instrumentów
UWAGA: Przygotowanie materiałów i narzędzi jest bardzo ważne dla udanego cewnikowania dooponowego.
<ol>
	<li>Przygotuj rurkę PE10 o długości 15 cm (długość określa się na podstawie odległości między głową szczura a końcem ogona), włóż drut ze stali nierdzewnej o długości 20 cm (o średnicy 0,2 mm) z dwoma polerowanymi końcami do rurki PE10 jako podporę i oznacz rurkę 2 cm od jednego końca, aby wskazać głębokość wsunięcia (oznaczoną czarnymi krzyżykami w <silna klasa="xfig">Rysunek 1A, B).</li>
	<li>Odetnij ostrą końcówkę igły 22 G i uszczelnij dystalny koniec (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
	<li>Przeciąć cewnik zewnątrzoponowy (o średnicy zewnętrznej 1,0 mm) na 1 cm fragmenty. Następnie włóż fragment do igły 22 G bez ostrych końcówek (<silna klasa="xfig">Ryc. 1D) i uszczelnij dystalny koniec fragmentu parą rozgrzanych prostych kleszczyków. To urządzenie nazywa się nakrętką uszczelniającą rurkę (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 1E) .</li>
	<li>Przygotuj antyalergiczną opaskę o długości 0,3 cm × 0,5 cm, przecinając jedwabną taśmę (1,25 cm × 9,1 m) nożyczkami (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F).</li>
</ol>
2. Przygotowanie do zabiegu
<ol>
	<li>Przygotuj narzędzia do cewnikowania dooponowego, sterylizując je przed operacją. Narzędziami używanymi do operacji są kleszcze zębate, nożyczki, aparat do wbijania głębków, rękojeść skalpela i ostrza #10. (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Zanurz rurkę PE10 i drut doprowadzający w 75% etanolu w celu sterylizacji na około 2 godziny.</li>
</ol>
3. Chirurgia
<ol>
	<li>Znieczulić szczura 3% izofluranem o natężeniu przepływu 3 l/min.</li>
	<li>Umieść szczura na stole operacyjnym i obserwuj odruch wycofania podczas szczypania tylnej łapy kleszczami. Brak ruchu tylnej łapy w odpowiedzi na stymulację potwierdził skuteczne znieczulenie. Podać odpowiednią analgezję przez wstrzyknięcie domięśniowe 1 mg/kg meloksykamu przed cewnikowaniem dooponowym.</li>
	<li>Usuń włosy z odcinka lędźwiowego kręgosłupa na plecach i obszaru między dwoma uszami za pomocą golarki.</li>
	<li>Umieść probówkę wirówkową (o średnicy 3 cm) pod brzuchem szczura na styku talia i biodra, aby zwiększyć zgięcie w odcinku lędźwiowym kręgosłupa, dając więcej miejsca na przejście igły i cewnika.</li>
	<li>Wysterylizuj miejsca operacyjne (obszar nad odcinkiem lędźwiowym kręgosłupa i obszar między dwoma uszami) roztworem jodu powidonu, a następnie trzykrotnie roztworem etanolu. Przykryj szczura aseptycznym opatrunkiem i odsłoń miejsca operowane. Następnie przed zabiegiem umyj rurkę PE10 i drut doprowadzający zwykłą solą fizjologiczną. 
	UWAGA: Ogon nie był zakryty, aby można było zaobserwować ruch ogona podczas cewnikowania dooponowego.</li>
	<li>Określ położenie przestrzeni międzykręgowej między L5 i L6, lokalizując wyrostek kolczysty L6 w punkcie środkowym między lewym i prawym obustronnym grzebieniem biodrowym. Przymocuj skórę lewym kciukiem i lewym palcem wskazującym operatora, a następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej o długości 3-4 cm tuż nad wyrostkiem kolczystym między L4 a S1.</li>
	<li>Tępo oddziel tkanki podskórne nożyczkami. Ponownie zlokalizuj przestrzeń międzykręgową między L5 i L6 i wykonaj małe nacięcie (0,3 - 0,5 cm) po obu stronach wyrostków grzbietowych L5 i L6.</li>
	<li>Zaciśnij i podnieś wyrostek grzbietowy L5 za pomocą pary ząbkowanych kleszczy, aby rozszerzyć przestrzeń międzykręgową. Następnie tępo oddziel mięśnie wokół trzonu kręgu nożyczkami, aż górna część wyrostka grzbietowego L6 zostanie całkowicie odsłonięta. 
	UWAGA: Należy unikać usuwania jakiejkolwiek części trzonu kręgu i mięśni, w celu zminimalizowania uszkodzenia otaczających tkanek.</li>
	<li>Gdy wyrostek grzbietowy L5 zostanie podniesiony za pomocą pary ząbkowanych kleszczy, a przestrzeń międzykręgowa zostanie rozszerzona inną parą kleszczy, oczyść przestrzeń międzykręgową L5-6 wacikiem, aż odwrócony obszar "V" zostanie całkowicie odsłonięty.</li>
	<li>Nakłuć kręgosłup igłą 23 G w odwróconym obszarze "V" tuż pod górną częścią wyrostka grzbietowego L6. 
	UWAGA: Obserwuje się ruch ogona i/lub bezbarwny przezroczysty płyn wypływa z przestrzeni podpajęczynówkowej, co wskazuje na udane nakłucie w przestrzeń podpajęczynówkową.</li>
	<li>Ostrożnie włóż rurkę PE10 zawierającą drut ze stali nierdzewnej do kanału kręgowego w miejscu nakłucia, przechylając ją o 30° w kierunku ogona. Dostosuj kąt wsunięcia, aż rurka PE10 będzie mogła zostać pomyślnie włożona bez oporu (podczas tego procesu zaobserwowano ruch ogonem).</li>
	<li>Gdy zaznaczony obszar rurki PE10 dotrze do mięśnia tylnego, cewnikowanie zostaje zatrzymane.</li>
	<li>Powoli wyjmij drut ze stali nierdzewnej z rurki PE10. Można zaobserwować machanie ogonem. 
	UWAGA: Można zaobserwować ruch ogona, a po usunięciu drutu z rurki może wypłynąć przezroczysty płyn (lub jasnoczerwony płyn).</li>
	<li>Następnie podłącz probówkę PE10 do strzykawki o pojemności 1 ml, przez którą wstrzykuje się 20 μl soli fizjologicznej. Po wyjęciu strzykawki sól fizjologiczna będzie w sposób ciągły wypływać z rurki PE10, wskazując, że została ona pomyślnie wprowadzona do przestrzeni podpajęczynówkowej.</li>
	<li>Po potwierdzeniu, że rurka PE10 jest drożna, zszyj mięśnie po jednej stronie trzonu kręgu szwem 4-0 i zawiąż węzeł. Następnie zawiąż szew wokół rurki PE10 i wykonaj kolejny węzeł. Nie przecinaj szwu; zszyć mięśnie po drugiej stronie; ponownie przywiąż szew do rurki PE10, wykonaj trzeci węzeł i przetnij szew. 
	UWAGA: Ten proces mocuje rurkę PE10 za pomocą szwu z cyfrą 8, aby zmniejszyć możliwość przemieszczenia i wycofania rurki.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie o długości 0,5 cm 1 cm poniżej środka między uszami. Tępo oddziel tkanki podskórne nożyczkami i włóż metalową rurkę zgłębnika w kierunku ogona, aż końcówka będzie widoczna w nacięciu lędźwiowym.</li>
	<li>Włóż dystalny koniec rurki PE10 do rurki do zgłębnika, aż rurka PE10 wyjdzie z drugiego końca rurki zgłębnika; następnie delikatnie wyjmij zgłębnik.</li>
	<li>Gdy potwierdzi się, że rurka PE10 jest ponownie drożna, zszyj pozostałe mięśnie wokół nacięcia lędźwiowego szwem 4-0, zawiąż szew wokół rurki PE10 i zawiąż kolejny węzeł, aby ponownie zamocować rurkę PE10.</li>
	<li>Zszyj skórę, unikając uszkodzenia rurki PE10. Następnie zszyj skórę szyi szwem 4-0, zawiąż szew wokół rurki PE10 i zawiąż węzeł, aby zamocować rurkę PE10.</li>
	<li>Po potwierdzeniu, że rurka PE10 jest ponownie drożna, należy uszczelnić pozaustrojowy koniec rurki PE10 nakrętką uszczelniającą.</li>
	<li>Osusz probówkę PE10 kawałkiem chusteczki, a następnie kilkakrotnie zawiąż antyalergiczną opaskę wokół rurki PE10, aby zapobiec cofaniu się rurki PE10 podczas ruchu szczura.</li>
</ol>
4. Eksperyment walidacji lidokainy
<ol>
	<li>Po operacji należy umieścić szczura z powrotem w klatce (po jednej na klatkę) i ściśle monitorować go podczas rekonwalescencji po znieczuleniu, aż szczur odzyska przytomność.</li>
	<li>Gdy szczur jest w pełni wybudzony, zdejmij nakrętkę uszczelniającą i wstrzyknij 20 μl 2% lidokainy do probówki PE10 w ilości 0,02 ml / s za pomocą strzykawki Hamiltona, a następnie wstrzyknij 10 μl soli fizjologicznej.</li>
	<li>Uszczelnij rurkę PE10 nakrętką uszczelniającą.</li>
	<li>Połóż szczura na stole i uważnie obserwuj. Obecność paraliżu kończyn tylnych po dokanałowym wstrzyknięciu lidokainy (z rurki PE10) wskazuje na udane cewnikowanie (<silna klasa = "xfig">Ryc. 3). Paraliż kończyn tylnych trwa zwykle około 30 min10. 
	UWAGA: Pozwól szczurowi dojść do siebie przez 5-7 dni przed następującymi eksperymentami.</li>
	<li>Ściśle monitoruj szczura w okresie rekonwalescencji, aż do całkowitego przywrócenia funkcji kończyny.</li>
</ol>

<ol><li>Kong, G., Huang, Z., Zhu, Q., Wan, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+two+modified+methods+of+intrathecal+catheterization+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">Comparison of two modified methods of intrathecal catheterization in rats.</a> Exp Anim. 69 (2), 219-223 (2020).</li>
<li>Xu, C. S., Sun, P., Lin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((a+new+design+puncture+needle+and+a+device+of+microcatheter+protection+for+lumbar+intrathecal+catheterization+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Zhongguo+Ying+Yong+Sheng+Li+Xue+Za+Zhi%22%5BJournal%5D)">a new design puncture needle and a device of microcatheter protection for lumbar intrathecal catheterization in rats.</a> Zhongguo Ying Yong Sheng Li Xue Za Zhi. 36 (3), 283-288 (2020).</li>
<li>Yamamoto, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurosteroid+dehydroepiandrosterone+sulphate+enhances+pain+transmission+in+rat+spinal+cord+dorsal+horn%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Neurosteroid dehydroepiandrosterone sulphate enhances pain transmission in rat spinal cord dorsal horn.</a> Br J Anaesth. 123 (2), e215-e225 (2019).</li>
<li>Mattioli, T. A., Sutak, M., Milne, B., Jhamandas, K., Cahill, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrathecal+catheterization+influences+tolerance+to+chronic+morphine+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth+Analg%22%5BJournal%5D)">Intrathecal catheterization influences tolerance to chronic morphine in rats.</a> Anesth Analg. 114 (3), 690-693 (2012).</li>
<li>Wang, B. C., Hillman, D. E., Li, D., Turndorf, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumbar+subarachnoid+catheterization+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Lumbar subarachnoid catheterization in rats.</a> Pharmacol Biochem Behav. 38 (3), 685-688 (1991).</li>
<li>Yaksh, T. L., Rudy, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+catheterization+of+the+spinal+subarachnoid+space%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic catheterization of the spinal subarachnoid space.</a> Physiol Behav. 17 (6), 1031-1036 (1976).</li>
<li>Martin, H., Kocher, L., Chery-Croze, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+lumbar+intrathecal+catheterization+in+the+rat+with+reduced-length+spinal+compression%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Chronic lumbar intrathecal catheterization in the rat with reduced-length spinal compression.</a> Physiol Behav. 33 (1), 159-161 (1984).</li>
<li>Mazur, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+simple%2C+rapid%2C+and+robust+intrathecal+catheterization+method+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat.</a> J Neurosci Methods. 280, 36-46 (2017).</li>
<li>Zhang, S. X., Huang, F., Gates, M., White, J., Holmberg, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extensive+scarring+induced+by+chronic+intrathecal+tubing+augmented+cord+tissue+damage+and+worsened+functional+recovery+after+rat+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Extensive scarring induced by chronic intrathecal tubing augmented cord tissue damage and worsened functional recovery after rat spinal cord injury.</a> J Neurosci Methods. 191 (2), 201-207 (2010).</li>
<li>Ohara, P. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+intrathecal+catheterization+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Long-term intrathecal catheterization in the rat.</a> J Neurosci Methods. 110 (1-2), 81-89 (2001).</li>
<li>StØrkson, R. V., KjØrsvik, A., TjØlsen, A., Hole, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lumbar+catheterization+of+the+spinal+subarachnoid+space+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Lumbar catheterization of the spinal subarachnoid space in the rat.</a> J Neurosci Methods. 65 (2), 167-172 (1996).</li>
<li>Poon, Y. Y., Chang, A. Y., Ko, S. F., Chan, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+procedure+for+catheterization+of+the+thoracic+spinal+subarachnoid+space+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Anesth+Analg%22%5BJournal%5D)">An improved procedure for catheterization of the thoracic spinal subarachnoid space in the rat.</a> Anesth Analg. 101 (1), table of contents 155-160 (2005).</li>
<li>Xu, F., Li, T., Zhang, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+method+for+protecting+and+fixing+the+lumbar+catheters+placed+in+the+spinal+subarachnoid+space+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">An improved method for protecting and fixing the lumbar catheters placed in the spinal subarachnoid space of rats.</a> J Neurosci Methods. 183 (2), 114-118 (2009).</li>
<li>Igawa, Y., Andersson, K. E., Post, C., Uvelius, B., Mattiasson, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rat+model+for+investigation+of+spinal+mechanisms+in+detrusor+instability+associated+with+infravesical+outflow+obstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Urol+Res%22%5BJournal%5D)">A rat model for investigation of spinal mechanisms in detrusor instability associated with infravesical outflow obstruction.</a> Urol Res. 21 (4), 239-244 (1993).</li>
<li>Hou, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+modified+procedure+for+lumbar+intrathecal+catheterization+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurol+Res%22%5BJournal%5D)">A modified procedure for lumbar intrathecal catheterization in rats.</a> Neurol Res. 38 (8), 725-732 (2016).</li>
<li>Farhadi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+open+and+ultrasound-guided+placement+of+central+venous+catheter+in+children+weighing+less+than+five+kilograms%3B+a+randomized+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Acad+Radiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of open and ultrasound-guided placement of central venous catheter in children weighing less than five kilograms; a randomized clinical trial.</a> Acad Radiol. 30 (7), 1419-1425 (2023).</li>
</ol>

Autorzy niniejszego manuskryptu oświadczają, że nie zachodzą konflikty interesów.

Istnieje kilka krytycznych wskazówek dotyczących tej zmodyfikowanej metody, aby zmaksymalizować wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego. Najpierw należy przygotować drut ze stali nierdzewnej o długości 20 cm z dwoma polerowanymi końcami i włożyć go do rurki PE10 jako podporę. Po drugie, operator powinien całkowicie odsłonić odwrócony obszar "V" po oczyszczeniu przestrzeni międzykręgowej L5-6 wacikiem, a przestrzeń międzykręgową należy rozszerzyć kolejnymi kleszczami, jednocześnie podnosząc wyrostek grzbietowy L5 za pomocą kleszczyków zębatych. Po trzecie, rurkę PE10 należy przymocować czterokrotnie szwem z cyfry 8. Na koniec pozaustrojowy koniec rurki PE10 należy przewiązać opaską i uszczelnić własnoręcznie wykonaną nakrętką.
Wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego i uszkodzenia tkanek wokół trzonów kręgów może znacząco wpłynąć na wiarygodność wyników eksperymentalnych15. W związku z tym poprawa wskaźnika sukcesu w jak największym stopniu i zmniejszenie uszkodzeń otaczających tkanek mają kluczowe znaczenie w tworzeniu modeli zwierzęcych i odpowiednich eksperymentów1. W tej zmodyfikowanej metodzie drut ze stali nierdzewnej jest wprowadzany do rurki PE10 w celu prowadzenia, co zwiększa elastyczność rurki i poprawia wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego. Co więcej, dzięki tej zmodyfikowanej metodzie zmniejsza się ilość miejsca potrzebnego do operacji, a uszkodzenia tkanek wokół odcinka lędźwiowego kręgosłupa są zminimalizowane, ponieważ otaczające tkanki są tępo oddzielone, ale nie przecięte. Dla porównania, we wcześniej opisanej metodzie11 w celu zmniejszenia oporu podczas nakłuwania stosuje się kaniulę prowadzącą 20 G, przy czym często konieczne jest wielokrotne nakłuwanie, które może uszkodzić tkanki. Ponadto, w poprzednio opisanej metodzie, w celu zmniejszenia średnicy rurki PE10, zanurza się ją w ciepłej wodzie (60 °C), a następnie rozciąga na jednym końcu do około 150% pierwotnej długości, co może nie zapewnić spójności średnicy rurki, a tym samym może powodować wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego, ponieważ średnica kaniuli prowadzącej 20G jest około dwa razy większa lub równa średnicy rozciągniętej rurki PE10. Co więcej, w naszej metodzie funkcja lędźwiowa jest zachowana w największym stopniu, co pozwala uniknąć wpływu operacji na wyniki kolejnych eksperymentów. Wyniki te są zgodne z wynikami przedstawionymi przez Xu i wsp.2.
We wcześniej opisanej metodzie11 długość rurki PE10 wynosi około 14 cm, jeśli rurka jest zamocowana w miejscu wokół miejsca nakłucia, ale czas wkłucia cewnika jest często krótszy niż 7 dni w tych warunkach (lub rurka jest usuwana z organizmu przez szczura). Długość rurki PE10 wynosi około 28 cm, jeśli rurka jest zamocowana z tyłu szyi, która jest znacznie dłuższa niż rurka PE10 stosowana w naszej metodzie (15 cm). Chociaż koraliki zostały uformowane zgodnie z protokołem opisanym przez Størksona i wsp.11, niektóre rurki zostały usunięte z ciała, a tylko około 65% rurek było nadal utrwalonych na miejscu po 7 dniach od operacji, co znacząco wpłynęło na wyniki kolejnych eksperymentów. W naszej metodzie rurka PE10 jest mocowana szwem z cyfry 8 4 razy, a pozaustrojowy koniec rurki PE10 jest wiązany opaską, aby zmniejszyć możliwość przemieszczenia i wycofania. Zgodnie z naszą metodą, około 85% rurek pozostało na miejscu po 7 dniach od operacji, a około 80% rurek pozostało na miejscu po 28 dniach od zabiegu.
W poprzednio opisanej metodzie11 pozaustrojowa końcówka cewnika dooponowego powinna być odcięta przy każdym podaniu leku. Jednak wielokrotne dokanałowe podawanie leków może skrócić czas zakładania cewnika, co sprawia, że dokanałowe podawanie leków jest niewygodne. Dlatego w naszej metodzie do uszczelniania probówki PE10 używa się samodzielnie wykonanej nakrętki, która jest sterylizowana etanolem raz dziennie. To nie tylko zapobiega wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego, ale także zmniejsza potrzebę wielokrotnego przecinania rurki PE10 do dokanałowego podawania leków, zapewniając skuteczne dostarczanie leków.
Zalety i wady zmodyfikowanej metody oraz poprzednio zgłaszanej metody podsumowano w tabeli 1. Po pierwsze, w przypadku zmodyfikowanej metody, zastosowanie drutu ze stali nierdzewnej w rurce PE10 zwiększa elastyczność rurki i poprawia wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego, zmniejsza się ilość miejsca potrzebnego do operacji, a uszkodzenia tkanek wokół odcinka lędźwiowego kręgosłupa są zminimalizowane. W wcześniej opisanej metodzie wprowadza się kaniulę prowadzącą 20G, aż do momentu wyczucia oporu i często konieczne jest wielokrotne nakłucie, co może skutkować uszkodzeniem tkanek. Ponadto rurka PE10 na jednym końcu jest rozciągana, aż jej długość osiągnie około 150% pierwotnej długości, co może powodować wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego, ponieważ średnica kaniuli prowadzącej 20G jest 2 razy większa lub równa średnicy rozciągniętej rurki PE10. Po drugie, w zmodyfikowanej metodzie długość rurki PE10 określa się przed operacją, a czas wprowadzenia cewnika na stałe może być dłuższy niż tydzień. We wcześniej opisanej metodzie długość rurki PE10 wynosi około 14 cm, jeśli jest ona zamocowana w miejscu nakłucia, ale czas wprowadzenia cewnika jest często krótszy niż 7 dni, ponieważ rurka jest podatna na wyciągnięcie z organizmu przez szczura; długość rurki PE10 wynosi około 28 cm, jeśli jest ona zamocowana z tyłu szyi, która jest znacznie dłuższa niż długość rurki stosowanej w naszej metodzie. Po trzecie, w zmodyfikowanej metodzie rurka PE10 jest mocowana za pomocą szwu z cyfrą 8 4 razy, aby zapobiec ruchowi rurki i cofaniu; Do uszczelnienia rurki PE10 służy samodzielnie wykonana nasadka, która nie tylko zapobiega wyciekaniu płynu mózgowo-rdzeniowego, ale także zapobiega konieczności wielokrotnego przecinania rurki PE10. W wcześniej opisanej metodzie trudno jest uzyskać kulki o stałej średnicy, przemieszczenie rurki PE10 jest powszechne podczas tworzenia koralików, a często konieczne jest wielokrotne cięcie rurki PE10. Wreszcie, w zmodyfikowanej metodzie, pozaustrojowy koniec rurki PE10 jest przewiązany opaską, która zapobiega cofaniu się rurki podczas ruchu. Jednak w poprzedniej metodzie koraliki nie mogą niezawodnie zapobiegać zwijaniu rurki PE10, ponieważ trudno jest uzyskać kulki o stałej średnicy.
Ogólnie rzecz biorąc, ta zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego ma następujące zalety. Po pierwsze, zastosowanie drutu ze stali nierdzewnej w rurce PE10 zwiększa elastyczność rurki i poprawia wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego, zmniejsza się ilość miejsca potrzebnego do operacji, a uszkodzenia tkanek wokół odcinka lędźwiowego kręgosłupa są zminimalizowane, co w największym możliwym stopniu zachowuje funkcję lędźwiową i pozwala uniknąć wpływu operacji na wyniki kolejnych eksperymentów. Po drugie, rurka PE10 jest mocowana za pomocą szwu cyfrowego 8 4 razy, co zapobiega przesuwaniu się rurki i cofaniu się podczas ruchu. Po trzecie, do uszczelnienia rurki PE10 służy samodzielnie wykonana nasadka uszczelniająca, która nie tylko zapobiega wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego, ale także zapobiega konieczności wielokrotnego przecinania rurki PE10. Wielokrotne przecinanie cewnika może skrócić cewnik, co sprawia, że podawanie leków jest niewygodne. Na koniec pozaustrojowy koniec rurki PE10 przewiązany jest antyalergiczną opaską, która zapobiega cofaniu się rurki podczas ruchu.
Istnieje jednak kilka ograniczeń w tej zmodyfikowanej technice cewnikowania dooponowego. Po pierwsze, po operacji, szczury muszą być trzymane oddzielnie (po jednym na klatkę), aby uniknąć uszkodzenia pozaustrojowego końca rurki PE10. Po drugie, przed kolejnymi eksperymentami potrzebna jest rekonwalescencja przez 5-7 dni po dokanałowym wstrzyknięciu lidokainy.
Podsumowując, ta zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego może służyć jako użyteczne narzędzie do powtarzalnego dokanałowego podawania leków i stanowić prosty, wygodny i niezawodny sposób na skrócenie czasu trwania eksperymentów.

Cewnikowanie dokanałowe (znane również jako cewnikowanie podpajęczynówkowe) u szczurów to metoda polegająca na wprowadzeniu cewnika do przestrzeni podpajęczynówkowej przez przestrzeń międzykręgową1. Leki są wstrzykiwane bezpośrednio do przestrzeni podpajęczynówkowej przez cewnik, co pomaga naukowcom badać wpływ leków na rdzeń kręgowy bez uwzględniania wpływu leków, które przenikają przez barierę krew-mózg2,3. Co więcej, płyn mózgowo-rdzeniowy może być pobierany po cewnikowaniu dokanałowym w celu zbadania mikrośrodowiska ośrodkowego układu nerwowego4,5. Obecnie stosowana metoda cewnikowania dokanałowego została po raz pierwszy opracowana przez Yaksha i Rudy6 w 1976 roku i od tego czasu jest szeroko stosowana w eksperymentach na zwierzętach w dziedzinie neurobiologii, anestezjologii i analgezji, regulacji układu krążenia za pośrednictwem rdzenia kręgowego, a zwłaszcza bólu neuropatycznego2,7. Jednak ta metoda nadal ma kilka ograniczeń, takich jak wysoka częstość występowania uszkodzeń rdzenia kręgowego, krwotok podpajęczynówkowy, pooperacyjne dysfunkcje czuciowe i motoryczne, wysoka śmiertelność pooperacyjna i wysokie ryzyko upośledzenia neurologicznego4,5,8,9,10. Próbując przezwyciężyć te ograniczenia, Størkson i wsp. zaproponowali cewnikowanie przestrzeni podpajęczynówkowej przez przestrzenie lędźwiowe w 1996 r. 11 i odnotowano wyższy wskaźnik sukcesu pooperacyjnego. Warto zauważyć, że unieruchomienie cewnika na stałe jest nadal wyzwaniem w tej metodzie, a wycofanie cewnika jest powszechne z powodu ruchu zwierząt, co sprawia, że dokanałowe podawanie leku jest niewygodne.
Z powodu powyższych ograniczeń, niektórzy badacze12,13,14,15 próbowali ulepszyć narzędzia do nakłuwania, metody cewnikowania i metody mocowania cewnika, ale dostępne metody nadal wymagają modyfikacji ze względu na trudności w ilościowym określeniu średnicy użytych kulek, konieczność wielokrotnego nakłuwania i krótka długość cewnika itp.<klasa SUP="xref">11
Zgodnie z podejściem lędźwiowym do cewnikowania dokanałowego1 i techniką Seldingera do cewnikowania żył centralnych,16 opracowaliśmy metodę cewnikowania dooponowego u szczurów, która wykorzystuje drut ze stali nierdzewnej, samodzielnie wykonaną nasadkę uszczelniającą i antyalergiczną opaskę, aby uprościć istniejącą metodę. Dzięki tej metodzie cewnik można łatwo wprowadzić do przestrzeni podpajęczynówkowej i stabilnie zamocować na grzbiecie szczura, co pozwala uniknąć konieczności wielokrotnego nakłuwania w celu wielokrotnego dokanałowego podawania leku.
Niniejszym wprowadzamy zmodyfikowaną metodę, która może zwiększyć skuteczność cewnikowania dooponowego u szczurów i stanowi proste, wygodne i niezawodne podejście do powtarzalnego dokanałowego podawania leków.

<table><tbody><tr><td>Strzykawka</td><td></td> 1 cc <td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Co., Ltd</td><td>1 cc</td></tr><tr><td>22 gauge & razy; 1 "igły</td><td></td><td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Co., Ltd</td><td>22G</td></tr><tr><td>23 gauge & razy; 1" igły</td><td></td><td>Jiangxi Hongda Medical Equipment Co., Ltd</td><td>23G</td></tr><tr><td>25 &mu; L Strzykawki</td><td></td> Hamilton <td>Shanghai Bolige Co., Ltd</td><td>0,31 mm 25 &mu; L&nbsp;</td></tr><tr><td>4-O MERSILK NIEWCHŁANIALNY SZEW</td><td></td><td>ETHICON</td><td>SA83G</td></tr><tr><td>50 ml probówki wirówkowe Corning o średnicy 3 cm</td><td>430820</td><td>CORNING</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik i łącznik</td><td></td> zewnątrzoponowy <td>Henan Tuoren Medical Device Co., Ltd</td><td>aparat do</td></tr><tr><td>zgłębnika</td><td></td> typu regularnego <td>Shanghai Bolige Co., Ltd</td><td>8</td></tr>#<tr><td>PE-10 Rurki medyczne Mirco</td><td>BB31695-PE/1</td><td>Scientific Commodities, Inc</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela i ostrza</td><td></td> #10 <td>Jiangsu Songxin Medical Equipment Co., Ltd</td> Nożyczki <td></td></tr><tr><td></td><td></td> 125 mm <td>Jiangsu Songxin Medical Equipment Co., Ltd</td><td>100mm</td></tr><tr><td>Sprague-Dawley (SD) szczury</td><td></td><td>Shanghai BK / KY Biotechnology Co., Ltd</td><td>Męski</td></tr><tr><td>drut ze stali nierdzewnej o średnicy</td><td></td> 0,2 mm <td>Dongguan Jiazhi Technologia wyrobów metalowych Sp. z o.o.</td><td>0,2mm&nbsp; &razy; &nbsp; 1m</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td> zębate <td>Jiangsu Songxin Medical Equipment Co., Ltd</td><td>18 cm</td></tr><tr><td>Taśma</td><td></td> jedwabna <td>URGO</td><td>1,25 cm i czasami 9,1 m</td></tr></tbody></table>

zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego u szczurów

A Modified Method for Intrathecal Catheterization in Rats

Cewnikowanie dokanałowe było szeroko stosowane w eksperymentach na zwierzętach, szczególnie tych dotyczących bólu neuropatycznego. Jednak tradycyjne metody nadal mają kilka ograniczeń. Chociaż niektórzy badacze próbowali udoskonalić tradycyjne metody, dostępne metody nadal wymagają modyfikacji. W niniejszym artykule wprowadzamy zmodyfikowaną metodę cewnikowania dooponowego u szczurów.
Ta metoda wykorzystuje drut ze stali nierdzewnej o długości 20 cm (średnica 0,2 mm), plastikową rurkę PE10 o długości 15 cm, samodzielnie wykonaną nasadkę uszczelniającą oraz antyalergiczną opaskę o długości 0,3 cm × 0,5 cm. Nasza zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego ma kilka zalet. Po pierwsze, wprowadzenie drutu ze stali nierdzewnej do rurki PE10 zwiększa elastyczność rurki, poprawia wskaźnik powodzenia cewnikowania dooponowego, zmniejsza ilość miejsca wymaganego do operacji i minimalizuje uszkodzenia tkanek wokół odcinka lędźwiowego kręgosłupa. Po drugie, długość rurki PE10 określa się przed operacją, a czas założenia cewnika może być dłuższy niż tydzień. Po trzecie, rurka PE10 jest mocowana za pomocą szwu z cyfrą 8, 4 razy, co zapobiega ruchowi rurki i cofaniu się, gdy zwierzę się porusza. Po czwarte, do uszczelnienia rurki PE10 używana jest samodzielnie wykonana nasadka uszczelniająca, która nie tylko zapobiega wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego, ale także zmniejsza potrzebę wielokrotnego przecinania rurki PE10. Wreszcie, pozaustrojowy koniec rurki PE10 jest przewiązany opaską, która zapobiega zwijaniu się rurki podczas ruchu zwierzęcia.
Ta metoda może zwiększyć wskaźnik powodzenia cewnikowania u szczurów, ponieważ około 80% rurek PE10 pozostało na miejscu nawet 28 dni po operacji. Tak więc ta zmodyfikowana metoda może stanowić proste, wygodne i niezawodne podejście do powtarzalnego dokanałowego podawania leków.

W przypadku wstrzykiwania dokanałowego odcięto zewnętrzny koniec rurki PE10, a rurkę PE10 uszczelniano za pomocą korka pomiędzy kolejnymi podaniami leku. W naszym badaniu pilotażowym wskaźnik sukcesu kanulacji dokanałowej wynosił około 95% (19 z 20 szczurów); sukces stwierdzano po odruchu cofania ogona i/lub uwolnieniu bezbarwnego, przezroczystego płynu podczas procedury. Około 85% rurek pozostało na miejscu 7 dni po operacji, a około 80% pozostało na miejscu 28 dni po operacji. Szczury szybko powróciły do stanu zdrowia po operacji i w ciągu 7 dni po zabiegu nie zaobserwowano żadnych powikłań. Codzienna aktywność ruchowa była prawidłowa i nie odnotowano nieprawidłowości w zachowaniu. Wyniki te wskazują, że nasza metoda jest lepsza od metod opisanych wcześniej pod względem wskaźnika sukcesu oraz czasu utrzymania się cewnika.
Całkowity paraliż kończyn dolnych po wstrzyknięciu lidokainy przez cewniki świadczy o udanej kanulacji dokanałowej15. Współczynnik udanych kanulacji dokanałowych oblicza się poprzez podzielenie całkowitej liczby szczurów przez liczbę szczurów z udaną kanulacją. W zastosowanej przez nas zmodyfikowanej metodzie współczynnik ten wyniósł 95%, co było wartością wyższą niż w metodzie opisanej przez Hou i współpracowników (88%)15. Przedstawiono to na Ryc. 4.
Rurkę dokanałową monitorowano w 2., 5. i 7. dniu po kaniulacji dokanałowej, a odsetek prawidłowo umieszczonych cewników obliczono jako liczbę szczurów z prawidłowo umieszczonym cewnikiem/całkowitą liczbę szczurów × 100%. W badaniu StØrksona i wsp.11 odsetek prawidłowo umieszczonych cewników w 2., 5. i 7. dniu po kaniulacji dokanałowej wynosił odpowiednio 94%, 81% i 65%. W przypadku zastosowania naszej techniki odsetek prawidłowo umieszczonych cewników w 2., 5. i 7. dniu po kaniulacji dokanałowej wynosił odpowiednio 95%, 90% i 85% (Rysunek 5).
<img alt="Porównanie różnych długości igieł; sześć paneli z linijkami mierzącymi igły na białym tle." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66487/66487fig1.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1Materiały i instrumenty wykorzystywane do kaniulacji dokanałowej. (APrzygotowano rurkę PE10 o długości 15 cm, a następnie zaznaczono ją 2 cm od jednego z końców, aby wskazać głębokość wprowadzenia.B) W celu zapewnienia stabilizacji do rurki PE10 wprowadzono stalowy drut o długości 20 cm z dwoma wypolerowanymi końcami. (COstry czubek igły 22G odcięto nożyczkami, a jej koniec dystalny zamknięto za pomocą pęsety.D) Cewnik epiduralny (o średnicy zewnętrznej 1,0 mm) pocięto na 1-cm fragmenty, które następnie wprowadzono do igły 22G pozbawionej ostrego czubka. (EDalszy koniec cewnika epiduralnego uszczelniono za pomocą rozgrzanych szczypiec prostych; urządzenie to nazwano nakrętką uszczelniającą rurkę.F) Za pomocą nożyczek przygotowano antyalergiczny pasek o wymiarach 0,3 cm × 0,5 cm (taśma jedwabna, 1,25 cm × 9,1 m). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66487/66487fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Zestaw instrumentów chirurgicznych: zgłębnik, nożyczki, pęseta, uchwyt igłowy, skalpel; przygotowanie do procedury." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66487/66487fig2.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2. Przygotowanie instrumentów do kaniulacji dokanałowej. Instrumenty (takie jak pęseta ząbkowa, nożyczki, zgłębnik, trzon skalpela i ostrza nr 10) sterylizowano etanolem przez około 2 h, a następnie płukano solą fizjologiczną około 30 min przed operacją. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66487/66487fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Szczur laboratoryjny w eksperymencie gojenia ran, pokazujący nacięcia i postępy gojenia na skórze grzbietu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66487/66487fig3.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3. Wyniki eksperymentu walidacyjnego lidokainy po kaniulacji dokanałowej. Po dokanałowym wstrzyknięciu 20 µL 2% lidokainy, a następnie wstrzyknięciu 10 µL soli fizjologicznej, u szczura wystąpił przejściowy paraliż: niedowład kończyn dolnych pojawił się w ciągu 30 s i ustąpił po 30 min, co świadczy o prawidłowym przeprowadzeniu kaniulacji dokanałowej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66487/66487fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres porównania wskaźnika skuteczności kaniulacji, metoda zmodyfikowana 95%, metoda poprzednia 88%." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66487/66487fig4.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4. Porównanie wskaźnika skuteczności kaniulacji pomiędzy naszą zmodyfikowaną metodą a metodą opisaną wcześniej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66487/66487fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wykres tempa dla cewnika długoterminowego, porównujący metody wcześniejszą i zmodyfikowaną w ciągu 7 dni." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66487/66487fig5.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5. Porównanie tempa dla cewnika długoterminowego pomiędzy naszą zmodyfikowaną metodą a metodą opisaną wcześniej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66487/66487fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>　</td>
			<td>Metoda zmodyfikowana</td>
			<td>Metoda wcześniejsza</td>
			<td>Zalety zmodyfikowanej metody</td>
			<td>Wady poprzedniej metody</td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="4">Metoda prowadzenia wstawiania</td>
			<td rowspan="4">drucik ze stali nierdzewnej</td>
			<td rowspan="4">Kaniula prowadząca (20G 0,9×38 mm)</td>
			<td>Zwiększa elastyczność rurki,</td>
			<td>Opór jest trudny do wyczucia, co utrudnia wykonywanie procedury</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zwiększa odsetek sukcesu w kaniulacji dokanałowej</td>
			<td>Uszkodzenie tkanek w wyniku powtarzalnego nakłuwania</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zmniejsza zapotrzebowanie na przestrzeń operacyjną</td>
			<td>Jeden koniec rurki rozciąga się do 1,5-krotności pierwotnej długości, przez co średnice obu końców różnią się od siebie</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Minimalizuje uszkodzenia tkanek wokół odcinka lędźwiowego kręgosłupa</td>
			<td>Podatność na wyciek płynu mózgowo-rdzeniowego ze względu na to, że średnica kaniuli prowadzącej 20G jest dwukrotnie większa lub więcej niż średnica rozciągniętej rurki PE10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Długość rurki PE10</td>
			<td>15 cm</td>
			<td>14 lub 28 cm</td>
			<td>Łatwe określenie długości rurki PE10 niezależnie od czasu przebywania cewnika w organizmie</td>
			<td>Czas przebywania cewnika w organizmie jest krótszy dla krótszej rurki PE10; w przypadku dłuższej rurki PE10 występuje podatność na wypadnięcie z organizmu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metoda fiksacji</td>
			<td>szew „8” i 4 razy</td>
			<td>1 lub 2 kuleczki</td>
			<td>Zapobiega przesuwaniu się i wysuwaniu rurki podczas aktywności zwierzęcia</td>
			<td>Różnica w średnicy rurki na obu końcach oraz podatność rurki PE10 na przemieszczenie podczas procesu tworzenia kulek </td>
		</tr>
		<tr>
			<td rowspan="2">Metoda uszczelniania probówek</td>
			<td rowspan="2">Własnoręcznie wykonana zatyczka</td>
			<td rowspan="2">Nie</td>
			<td>Zapobiega wyciekowi płynu mózgowo-rdzeniowego </td>
			<td rowspan="2">Konieczność wielokrotnego przycinania rurki PE10 </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zapobiega wielokrotnemu przecinaniu rurki PE10 </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metoda zapobiegania retrakcji</td>
			<td>Opaska antyalergiczna</td>
			<td>1 lub 2 kuleczki</td>
			<td>Zapobiega wysunięciu się rurki podczas aktywności zwierzęcia </td>
			<td>Podatność na retrakcję</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1. Zalety i wady zmodyfikowanej metody oraz metody opisanej wcześniej.

Tutaj wprowadzamy zmodyfikowaną metodę cewnikowania dokanałowego u szczurów, która stanowi proste, wygodne i niezawodne podejście do powtarzalnego dokanałowego podawania leków.

Zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego u szczurów

Intrathecal catheterization has been widely applied in animal experiments, especially those on neuropathic pain. However, the traditional methods still ...

Cewnikowanie dokanałowe jest szeroko stosowane w eksperymentach na zwierzętach, zwłaszcza w przypadku bólu neuropatycznego. Jednak tradycyjne metody nadal mają kilka ograniczeń. Chociaż niektórzy badacze próbowali udoskonalić tradycyjne metody, dostępne metody nadal wymagają modyfikacji.W niniejszym artykule przedstawiamy zmodyfikowaną metodę cewnikowania dooponowego u szczurów, która stanowi proste, wygodne i niezawodne podejście do powtarzalnego dokanałowego podawania leków. Przygotuj rurkę PE10 o długości 15 centymetrów. Włóż drut ze stali nierdzewnej o długości 20 centymetrów z dwoma polerowanymi końcami do rurki PE10 jako podporę i zaznacz rurkę dwa centymetry od jednego końca.Odetnij ostrą końcówkę igły 22G i uszczelnij dystalny koniec parą kleszczy. Wytnij cewnik zewnątrzoponowy na jednocentymetrowe fragmenty. Następnie włóż te fragmenty do igły 22G bez ostrej końcówki i uszczelnij dystalny koniec parą rozgrzanych prostych kleszczyków.Aparat ten nazywano nasadką uszczelniającą rurkę. Przygotuj antyalergiczną opaskę o wymiarach 0,3 centymetra razy 0,5 centymetra za pomocą nożyczek. Przygotuj narzędzia do cewnikowania dooponowego, które zostały wysterylizowane przed operacją.W zestawie kleszcze zębate, nożyczki, aparat do wbijania w głębnik, rękojeść skalpela i ostrza numer 10. Sterylizuj probówkę PE10 i przewód doprowadzający etanolem przez około dwie godziny. Znieczulenie szczurów 3% izofluranem przy natężeniu przepływu trzech litrów na minutę.Umieść szczura na stole operacyjnym, a tylna łapa zostanie przycięta parą kleszczy. Brak ruchu tylnego bieguna w odpowiedzi na stymulację potwierdził skuteczne znieczulenie. Odpowiednie i przeciwbólowe podawano we wstrzyknięciu domięśniowym jednego miligrama na kilogram meloksykamu przed cewnikowaniem dooponowym.Usuwa włosy z odcinka lędźwiowego kręgosłupa na plecach i na obszarze między dwoma uszami za pomocą golarki. Umieść probówkę wirówkową pod brzuchem szczura na skrzyżowaniu talii. Wysterylizuj miejsca operacyjne roztworem powidonjodu i roztworem etanolu trzy razy.Przykryj szczura aseptycznym opatrunkiem i odsłoń miejsca operacji. A następnie umyj zwykłą solą fizjologiczną przed zabiegiem. Określ lokalizację przestrzeni międzykręgowej między L5 i L6, lokalizując wyrostek rdzeniowy L6 w punkcie środkowym między lewym i prawym obustronnym grzebieniem biodrowym.Przymocuj skórę lewym kciukiem i palcem wskazującym operatora, a następnie wykonaj nacięcie linii środkowej o długości od trzech do czterech centymetrów tuż nad wyrostkiem kolczystym między L4 a S1. Tępo oddziel tkanki podskórne nożyczkami. Ponownie zlokalizuj przestrzeń międzykręgową między L5 i L6. Zaciśnij i podnieś wyrostek grzbietowy L5 za pomocą pary ząbkowanych kleszczy, aby rozszerzyć przestrzeń międzykręgową.Następnie tępo oddziela mięśnie wokół trzonu kręgu za pomocą nożyczek w górnej części wyrostka grzbietowego L6 został całkowicie odsłonięty. Gdy wyrostek grzbietowy L5 zostanie podniesiony za pomocą pary ząbkowanych kleszczy, a przestrzeń międzykręgowa zostanie rozszerzona przez inną parę kleszczy, oczyść przestrzeń międzykręgową od L5 do sześciu wacikiem, aż odwrócony obszar V zostanie całkowicie odsłonięty. Nakłuć kręgosłup igłą 23G w odwróconym obszarze V, tuż pod górną częścią wyrostka grzbietowego L6.Ostrożnie włóż rurkę PE10 zawierającą drut ze stali nierdzewnej do kanału kręgowego w miejscu nakłucia nachylonym o 30 stopni w kierunku ogona. Kąt wsunięcia był regulowany do momentu, gdy rurkę PE10 można było z powodzeniem włożyć bez żadnego oporu. Gdy zaznaczony obszar rurki PE10 dotrze do mięśnia tylnego, cewnikowanie zostaje zatrzymane.Powoli usuwa drut ze stali nierdzewnej z probówki PE10, a następnie podłącza rurkę PE10 do strzykawki, przez którą wstrzykuje się 20 mikrolitrów zwykłej soli fizjologicznej. Po wyjęciu strzykawki sól fizjologiczna mogła wypływać w sposób ciągły z rurki PE10, co wskazuje, że rurka PE10 została pomyślnie wprowadzona do przestrzeni podpajęczynówkowej. Po potwierdzeniu, że PE10 two jest drożny, zszyj mięśnie po jednej stronie trzonu kręgu za pomocą szwu z czterema zerami i zawiąż węzeł.Następnie zawiąż szew wokół rurki PE10 i wykonaj kolejny węzeł. Nie przecinaj szwu, a zszyj mięśnie po drugiej stronie. Ponownie zawiąż szew wokół rurki PE10.Zrób trzeci węzeł i przetnij szew. Wykonaj nacięcie o długości 0,5 centymetra w odległości jednego centymetra tuż poniżej środka między uszami. Tępo oddziel tkanki podskórne nożyczkami.I włóż metalową rurkę zgłębnika przez nacięcie w kierunku ogona. Aż końcówka będzie widoczna w nacięciu lędźwiowym. Włóż dystalny koniec rurki PE10 do rurki do zgłębnika, aż rurka PE10 wyjdzie z drugiego końca rurki do zgłębnika.Następnie delikatnie wycofuje zgłębnik. Gdy potwierdzi się, że rurka PE10 jest ponownie drożna, zszyj pozostałe mięśnie wokół nacięcia lędźwiowego za pomocą szwu z czterema zerami. Zawiązuje szew wokół rurki PE10 i tworzy kolejny węzeł.Ponownie zamocuj rurkę PE10. Zszyj skórę, unikając uszkodzenia rurki PE10, a następnie zszyj skórę szyi czterema zerowymi szwami. Zawiąż szew wokół rurki PE10 i zawiąż węzeł, aby przymocować rurkę PE10.Po ponownym potwierdzeniu, że rurka PE10 jest drożna, należy uszczelnić pozaustrojowy koniec rurki PE10 za pomocą nasadki uszczelniającej. Rurkę PE10 wysuszono kawałkiem chusteczki i kilkakrotnie zawiązano antyalergiczną opaskę wokół rurki PE10, aby zapobiec cofaniu się rurki PE10 podczas ruchu szczura. Po operacji szczur wrócił do klatki i ściśle monitorował go podczas rekonwalescencji po znieczuleniu, aż odzyska przytomność.Po tym, jak szczur jest w pełni wybudzony, zdejmij nakrętkę uszczelniającą i wstrzyknij 20 mikrolitrów 2% lidokainy do probówki PE10 w tempie 0,2 mikrolitra na sekundę za pomocą strzykawki Hamiltona, a następnie wstrzyknij 10 mikrolitrów normalnej soli fizjologicznej. Uszczelka rurki PE10 z nakrętką uszczelniającą. Połóż szczura na stole i uważnie obserwuj.Paraliż kończyn dolnych po dokanałowym wstrzyknięciu lidokainy wskazuje na udane cewnikowanie. Paraliż kończyn tylnych trwa zwykle około 30 minut. Ściśle monitoruj szczura w okresie rekonwalescencji, aż do całkowitego przywrócenia funkcji kończyny.Całkowita paraplegia obu kończyn dolnych szczurów po dokanałowym nakazie lidokainy wskazywała na udane cewnikowanie. Porównanie wskaźnika udanego cewnikowania między naszymi zmodyfikowanymi metodami a wcześniej opisaną metodą. Wskaźnik udanego cewnikowania dokanałowego dla naszej zmodyfikowanej metody wynosił 95%, co było większe niż 88% wskaźnik osiągnięty przy użyciu metody opisanej przez Hou i wsp.Porównanie częstości stosowania cewnika przez długi czas między naszą zmodyfikowaną metodą a poprzednio opisaną metodą. Odsetek długotrwałego cewnika w drugim, piątym i siódmym dniu po cewnikowaniu dooponowym wynosił odpowiednio 94%81% i 65%, w badaniu przeprowadzonym przez Storkson i wsp. Częstość długotrwałego cewnikowania po dwóch, pięciu i siedmiu dniach po cewnikowaniu dooponowym wynosiła odpowiednio 95%90% i 85% dla naszej metody.Podsumowując, zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego może służyć jako użyteczne narzędzie do powtarzalnego dokanałowego podawania i podawania leków oraz stanowi prosty, wygodny i niezawodny sposób na skrócenie czasu trwania eksperymentów.

a-modified-method-for-intrathecal-catheterization-in-rats

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wideo demonstruje metodę generowania modelu szczura z rozległą demielinizacją kory mózgowej. Polega to na przerwaniu bariery krew-mózg poprzez wstrzyknięcie cytokin prozapalnych myszom pobudzonym rekombinowanym białkiem osłonki mielinowej. Proces ten ułatwia infiltrację komórek odpornościowych, co skutkuje powszechną demielinizacją kory mózgowej.

Generowanie rozległej demielinizacji kory mózgowej w modelu szczurzym

Źródło: Chen, Y., et al. Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film demonstruje dostarczanie badanego związku do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) przez cewnik wszczepiony w odcinek lędźwiowy kręgosłupa modelu szczurzego. Związek krąży wzdłuż płynu mózgowo-rdzeniowego do mózgu i rdzenia kręgowego, wnika do neuronów i oferuje potencjał terapeutyczny.

Dokanałowe podawanie badanego związku do ośrodkowego układu nerwowego szczura

Opisujemy metodę kierowania leków do ośrodkowego układu nerwowego poprzez wszczepienie cewnika lub wykonanie wstrzyknięcia bolusa do prawej bocznej komory u myszy. Skupiamy się w szczególności na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych. Technika ta można łatwo dostosować do innych leków i szczurów.

Bezpośrednie dokomorowe dostarczanie leków do ośrodkowego układu nerwowego gryzoni

Dostęp naczyniowy do pomiaru hemodynamiki, dostarczania płynów i pobierania próbek krwi jest ważny dla każdego badania na małym modelu zwierzęcym. Przedstawiamy technikę wszczepiania cewników do tętnicy szyjnej i żyły szyjnej wspólnej u znieczulonego szczura w celu podłączenia do systemu w celu przeprowadzenia monitorowania, infuzji i pobierania próbek.

Cewnikowanie tętnicy szyjnej i żyły szyjnej w celu wykonania pomiarów hemodynamicznych, infuzji i pobierania próbek krwi w świadomym modelu szczurzym

Przedstawiony tutaj protokół pozwala na reprodukcję rozległej demielinizacji istoty szarej obu półkul korowych u dorosłych samców szczurów Dark Agouti. Metoda polega na domózgowym wszczepieniu cewnika, subklinicznej immunizacji przeciwko glikoproteinie mielinowych oligodendrocytów oraz domózgowej iniekcji prozapalnej mieszaniny cytokin przez wszczepiony cewnik.

Szczurzy model rozległej demielinizacji kory mózgowej indukowanej przez domózgowe wstrzyknięcie cytokin prozapalnych

Tutaj opisujemy metodę dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego szczura poprzez wszczepienie cewnika w śródoponową przestrzeń lędźwiową kręgosłupa. Koncentrujemy się na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych, chociaż ta metoda nadaje się również do dostarczania innych metod terapeutycznych.

Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

Krwotok pajęczynówkowy nadal niesie ze sobą duże obciążenie śmiertelnością i zachorowalnością u człowieka. Aby ułatwić dalsze badania nad schorzeniem i jego patofizjologią, przedstawiono model prechiazmatycznego pojedynczego wstrzyknięcia.

Przedchiazmatyczne, pojedyncze wstrzyknięcie autologicznej krwi w celu wywołania eksperymentalnego krwotoku podpajęczynówkowego w modelu szczurzym

Opisano procedurę chirurgiczną polegającą na wykonaniu zastrzyków do spłuczki lędźwiowej młodego szczura. Podejście to zostało wykorzystane do dokanałowego dostarczania wektorów terapii genowej, ale przewiduje się, że podejście to może być stosowane w różnych terapiach, w tym komórkach i lekach.

Podanie wektorowe dokanałowo u młodych szczurów przez wstrzyknięcie do spłuczki lędźwiowej

Wstrzyknięcie dooponowe lędźwiowe stanowi translacyjnie istotną drogę podania dla dostarczania terapii genowej do ośrodkowego układu nerwowego. Ten kompleksowy, ustandaryzowany protokół wstrzyknięć dooponowych w odcinek lędźwiowy u noworodków, młodych i dorosłych myszy i szczurów ma na celu pomóc naukowcom w przyjęciu tej techniki do przedklinicznych badań nad terapią genową.

Lędźwiowe wstrzyknięcie dooponowe wektorów terapii genowej do celowania w ośrodkowy układ nerwowy u myszy i szczurów

Ten protokół chirurgiczny to krok po kroku przewodnik po wprowadzeniu cewnika wewnątrz kręgosłupa podtwardówkowego gryzonia, aby zapewnić ukierunkowane leczenie.

Dostęp do przestrzeni podtwardówkowej rdzenia kręgowego gryzoni w celu przeprowadzenia leczenia

Poznaj zmodyfikowaną metodę cewnikowania dooponowego u szczurów, która umożliwia niezawodne, wielokrotne podawanie leków w badaniach bólu neuropatycznego. Technika ta poprawia skuteczność tradycyjnych podejść.

Zmodyfikowana metoda cewnikowania dooponowego u szczurów

Przeglądaj więcej filmów