10 maja 2024
Tutaj dostępny jest protokół hodowli ludzkich organoidów przełykowych i kultury na granicy faz powietrze-ciecz. Kultura granicy faz powietrze-ciecz organoidów przełyku może być wykorzystana do badania wpływu cytokin na barierę nabłonkową przełyku.
Badamy patofizjologię eozynofilowego zapalenia przełyku i próbujemy rozwikłać kaskadę zapalną indukującą i promującą przewlekły proces zapalny EoE. Identyfikacja nowych mediatorów immunologicznych, które przyczyniają się do patogenezy choroby, koncentruje się na upośledzeniu bariery nabłonkowej i zatwierdzeniu przeciwciał terapeutycznych przeciwko wspomnianym mediatorom immunologicznym. Zidentyfikowaliśmy cytokiny podrodziny IL-20 jako mediatory stanu zapalnego, które upośledzają różnicowanie nabłonka i keratynizację, powodując upośledzenie bariery nabłonkowej poprzez szlak kinazy MAP.
Na początek pobierz próbki z biopsji przełyku zanurzone w pożywce wolnej od surowicy keratynocytów lub KSFM. Zastąp KSFM jednym mililitrem Dispase 1 i inkubuj biopsje przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Następnie, za pomocą pipety o pojemności 1 000 mikrolitrów, odessać Dispase bez dotykania biopsji lub osadu z resztek komórek.
Następnie przepłucz biopsje DPBS. Po odwirowaniu biopsji należy użyć pipety o pojemności 1 000 mikrolitrów do odessania supernatantu. Następnie dodaj 500 mikrolitrów trypsyny-EDTA do biopsji i inkubuj w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 10 minut, wstrząsając z prędkością 800 obr./min.
Następnie należy powtórzyć pipetowanie, aż do uzyskania zawiesiny pojedynczej komórki. Za pomocą gumowej głowicy tłoka strzykawki tuberkulinowej przefiltruj komórki przez sitko o średnicy 70 mikrometrów. Następnie umyj sitko dwoma do czterech mililitrów inhibitora trypsyny sojowej.
Następnie przefiltruj komórki przez 35-mikrometrowe sitko do komórek z zatrzaskową nasadką na pięciomililitrowej rurki z polistyrenu o okrągłym dnie. Po odwirowaniu zawiesiny komórek należy użyć pipety o pojemności 1 000 mikrolitrów do zasysania supernatantu. Ponownie zawiesić osad komórkowy w matrycy hydrożelowej ekstraktu z błony podstawnej i uformować 40-mikrolitrowe kropelki we wstępnie podgrzanej płytce do hodowli komórek w zawiesinie.
Następnie inkubować płytkę bez pożywki przez 20 do 30 minut w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aby zapewnić zestalenie kropelek ekstraktu z błony podstawnej. Dodaj wstępnie podgrzany KSFM uzupełniony 10 mikromolami Y-27632. Dziewiątego dnia zaobserwowano wielowarstwową strukturę przypominającą cebulę i rosnący zrogowaciały rdzeń w środku organoidu.
Na początek weź komórki wyizolowane z biopsji przełyku i ponownie zawieś je w czterech mililitrach KSFM z 10-mikromolowym Y-27632. Przenieść komórki do kolby do hodowli komórek T25. Gdy keratynocyty utworzą monowarstwę o zbiegu od 60% do 80%, komórki P1 przechodzą dalej.
Następnie wysiewaj pierwotne keratynocyty P2 na wkładkach transwell w celu hodowli na granicy faz powietrze-ciecz. Aby wykonać transport powietrzny w siódmym dniu, zastąp pożywkę w dolnej komorze KSFM o wysokiej zawartości wapnia i odessaj pożywkę z górnej komory.
Niniejszy artykuł przedstawia protokół hodowli ludzkich organoidów przełyku oraz wykorzystania hodowli na granicy powietrze-ciecz do badania wpływu cytokin na barierę nabłonkową przełyku.
Trójwymiarowe modele organoidów przełyku oraz modele interfejsu powietrze-ciecz umożliwiają mechanistyczną ocenę ryzyka w kontekście dysfunkcji bariery nabłonkowej w eozynofilowym zapaleniu przełyku. Te systemy pochodzące od pacjentów zapewniają wiarygodność prognostyczną dla walidacji celów terapeutycznych i badania szlaków sygnalizacyjnych, wspierając ciągłość translacyjną od etapu odkryć po badania przedkliniczne. Ich zastosowanie usprawnia decyzje dotyczące portfolio poprzez wyjaśnienie wpływu cytokin i szlaków sygnalizacyjnych na integralność bariery.
Modele te stanowią pomost między wczesnym etapem odkrywania a badaniami przedklinicznymi, umożliwiając testowanie hipotez, ilościową ocenę barier oraz analizę szlaków w systemach pochodzących od pacjentów.