Zmodyfikowany model bólu zapalnego do badania działania przeciwbólowego u myszy
November 15th, 2024
Tutaj prezentujemy zmodyfikowany model bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu zarówno tylnej łapy, jak i w celu oceny efektu przeciwbólowego.
Ból ma negatywny wpływ na jakość życia. Metoda oceny bólu odgrywa kluczową rolę w opracowywaniu leków znieczulających. Niniejsze badanie ma na celu zapewnienie wiarygodnej i doskonałej metody oceny działania przeciwbólowego.
Test gorącej płyty jest szeroko stosowany do oceny wpływu przeciwbólowego na ból zapalny u myszy. Powszechnie stosowaną metodą bólu zapalnego było indukowanie go poprzez doplantacyjne wstrzyknięcie karagenu w jedną tylną łapę. Odkryliśmy, że myszy z pojedynczym wstrzyknięciem karagenu w tylną łapę podniosły łapy, aby uniknąć nocycepcji termicznej podczas testu gorącej płyty.
Z powodu tej reakcji metoda iniekcji nie może dokładnie odzwierciedlić progu bólu termicznego. W związku z tym zmodyfikowaliśmy poprzednią metodę, wstrzykując karagen w obie tylne łapy, aby ustalić model bólu zapalnego. Wyniki wykazały, że wstrzyknięcie karagenu w obie tylną łapę było wrażliwe i stanowiło lepszą metodę wywoływania bólu zapalnego, gdy było stosowane w teście gorącej płyty niż wstrzyknięcie pojedynczej tylnej łapy.
Podsumowując, opracowaliśmy doskonałą metodę indukowania modelu bólu zapalnego w celu oceny efektów przeciwbólowych. W obecnym eksperymencie wykorzystano tylko myszy ICR. Dla celów testowych w przyszłym badaniu sprawdzimy, czy ta zmodyfikowana metoda dokładnie i konsekwentnie wykrywa próg bólu w innych szczepach myszy.
Zacznij od użycia do eksperymentów samic myszy ICR o wadze od 20 do 25 gramów. Pozwól zwierzętom zaaklimatyzować się w pomieszczeniu doświadczalnym przez trzy dni przed rozpoczęciem eksperymentów. Aby przygotować roztwór karagenu, odważ 0,1 grama karagenu.
Dodaj 10 mililitrów wysterylizowanej normalnej soli fizjologicznej do probówki. Dodaj 0,1 grama karagenu do probówki i wiruj probówkę przez 30 sekund. Następnie zbierz 1% wysterylizowany roztwór karagenu.
Na początek weź strzykawkę, aby wstrzyknąć przygotowany 1% roztwór karagenu. Wstrząśnij roztworem karagenu i wciągnij go do strzykawki, upewniając się, że w strzykawce nie ma pęcherzyków. Następnie zdezynfekuj miejsce wstrzyknięcia 75% alkoholem.
Wprowadzić igłę ukośnie do góry w opuszkę tylnej łapy, zachowując stabilność strzykawki, aby wstrzyknąć 30 mikrolitrów 1% roztworu karagenu. Po wstrzyknięciu należy powoli wyjąć strzykawkę i naciskać na miejsce wstrzyknięcia przez dwie sekundy, aby zapobiec wyciekowi. Oczyść i zdezynfekuj powierzchnię płyty grzejnej.
Uruchom urządzenie z płytą grzejną i kliknij przycisk trybu temperatury. Następnie kliknij stałą, aby ustawić temperaturę na około 55 stopni Celsjusza. Kliknij przycisk Rozpocznij eksperyment i kliknij Zasięg.
Teraz wyjmij mysz z pojemnika na zakwaterowanie. Delikatnie chwyć jego pień i umieść go na środku płyty grzejnej. Następnie kliknij przycisk Start.
Obserwuj i zapisuj czas lizania lewej tylnej łapy lub tylnej łapy w odpowiedzi na stymulację cieplną. Naciśnij pedał płyty grzejnej, aby zobaczyć godzinę na ekranie płyty grzejnej. Następnie ustaw 60-sekundowy limit dla testu płyty grzejnej.
Zapisz próg bólu wynoszący 60 sekund, jeśli limit zostanie osiągnięty. Należy przyjmować jedną kapsułkę zawierającą 200 miligramów celekoksybu. Weź zawartość kapsułki i zmiel ją na proszek.
Aby przygotować zawiesinę sklepową celekoksybu, dodać 0,5% karboksymetylocelulozy sodu, aby uzyskać końcową objętość 13,3 mililitra. Następnie weź jeden mililitr zawiesiny sklepowej celekoksybu i dodaj 9,0 mililitrów 0,5% karboksymetylocelulozy sodowej, aby otrzymać zawiesinę celekoksybu. Podawać myszom 0,2 mililitra na 10 gramów zawiesiny celekoksybu dożołądkowo.
Losowo podziel samice myszy ICR na trzy grupy, kontrolną, modelową i celekoksyb. Wstrzyknąć podskórnie 30 mikrolitrów 1% roztworu karagenu w powierzchnię sadzarki tylnej łapy. Po wstrzyknięciu dożołądkowo podaje się celekoksyb w dawce 30 miligramów na kilogram myszom z grupy celakoksybu.
Przeprowadzić test na płycie grzejnej po trzech godzinach od wstrzyknięcia karagenu. Próg bólu w modelu iniekcji pojedynczej tylnej łapy nie wykazał istotnego zmniejszenia w porównaniu z grupą kontrolną. Próg bólu w modelu iniekcji obu tylnych łap zmniejszył się istotnie w porównaniu z grupą kontrolną.
W modelu iniekcji z pojedynczą tylną łapą próg bólu w grupie celakoksybu nie wzrósł istotnie w porównaniu z grupą modelową. Jednak w modelu iniekcji z obiema tylnymi łapami próg bólu w grupie celekoksybu wykazał znaczny wzrost.
Przegląd
Niniejsze badanie wprowadza zmodyfikowany model bólu zapalnego z wykorzystaniem wstrzyknięcia karageniny do obu tylnych łap w celu oceny efektów przeciwbólowych u myszy. Porównując to podejście z tradycyjnym wstrzyknięciem do pojedynczej tylnej łapy, badacze mają na celu poprawę dokładności oceny progu bólu w badaniach nad bólem.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Neurobiologia
- Farmakologia
- Badania nad bólem
Wprowadzenie
- Ból znacząco wpływa na jakość życia.
- Niezawodna metoda oceny efektów przeciwbólowych jest kluczowa dla rozwoju leków znieczulających.
- Standardowe metody z wykorzystaniem pojedynczej tylnej łapy mogą nie dokładnie mierzyć progu bólu.
- Niniejsze badanie modyfikuje tradycyjny model w celu zwiększenia jego czułości.
Cel badania
- Opracowanie bardziej niezawodnego modelu oceny bólu zapalnego.
- Walidacja zmodyfikowanej techniki wstrzyknięcia do obu tylnych łap.
- Porównanie skuteczności analgetycznej między nowym a tradycyjnym modelem.
Wykorzystane metody
- Metoda wstrzyknięcia do obu tylnych łap z wykorzystaniem 1% karageniny została wdrożona u samic myszy ICR.
- Test na gorącej płycie został wykorzystany do oceny progów bólu termicznego.
- Myszom zapewniono aklimatyzację przez trzy dni przed rozpoczęciem eksperymentów.
- Przestrzegano standardowe procedury przygotowywania roztworu karageniny i podawania środków przeciwbólowych.
- Wyniki zostały zarejestrowane i przeanalizowane w celu porównania progów bólu w różnych grupach leczniczych.
Główne wyniki
- Model wstrzyknięcia do obu tylnych łap wykazał znaczący spadek progu bólu w porównaniu z grupami kontrolnymi.
- Podawanie celekoksybu znacząco podniosło progi bólu w modelu wstrzyknięcia do obu tylnych łap.
- Model z pojedynczą tylną łapą nie wykazywał istotnych zmian, co wskazuje na zwiększoną czułość zmodyfikowanej metody.
Wnioski
- Niniejsze badanie dowodzi, że model wstrzyknięcia karageniny do obu tylnych łap jest lepszy do oceny bólu zapalnego.
- Wyniki wspierają zwiększoną dokładność ocen skuteczności leków w badaniach nad zarządzaniem bólem.
- Implikacje obejmują ulepszone metodologie dotyczące zrozumienia mechanizmów bólu i opracowywania terapii.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Accurate preclinical pain models are critical for evaluating analgesic candidates and de-risking translational pain research. The modified both-hind-paw carrageenan model addresses confounding behavioral adaptations seen in traditional single-paw models, improving predictive confidence in analgesic efficacy studies. This refinement enhances early-stage decision-making and portfolio triage for pain therapeutics.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables robust interrogation of analgesic mechanisms in a controlled inflammatory pain context.
- Improves biological de-risking by minimizing compensatory behaviors that obscure true pain thresholds.
- Supports predictive confidence in target engagement and functional validation of analgesic pathways.
Screening & Assay Development
- Facilitates preparation of validated pain models for standardized compound screening workflows.
- Enhances assay reproducibility and quantitative measurement of thermal pain thresholds.
- Enables reliable evaluation of analgesic efficacy, supporting downstream screening scalability.
Translational & Preclinical Research
- Aligns preclinical pain assessment with disease-relevant endpoints for translational continuity.
- Supports risk-adjusted advancement of analgesic candidates based on improved model sensitivity.
- Provides a foundation for biomarker development and mechanistic de-risking in pain research.
Pipeline & Workflow Integration
This model strengthens the discovery-to-preclinical continuum for analgesic development by providing a more reliable pain assessment platform.
- Discovery Biology: Refines hypothesis testing and pathway clarification by reducing behavioral confounds in pain measurement.
- Screening: Delivers reproducible, quantitative outputs for compound efficacy comparison.
- Analytics: Enables statistical analysis of pain thresholds across treatment groups, supporting data-driven decisions.
- Translational Research: Improves alignment with clinical pain endpoints by modeling inflammatory pain more accurately.
- Enterprise Reuse: Offers a standardized, reusable model for analgesic evaluation across discovery programs.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in analgesic validation.
- Operational Value: Enhances standardization, reproducibility, and scalability of pain assessment workflows.
- Strategic Value: Supports better go/no-go decisions and capital efficiency in analgesic portfolios.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization and advancement of pain therapeutic candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in rodent pain modeling and behavioral assessment.
- Needs access to hot plate apparatus and precise injection techniques.
- Demands cross-team standardization of pain threshold measurement protocols.
- May require adaptation for use in different mouse strains or genders.
- Limited to preclinical research; translational extrapolation should be validated further.
