Optymalizacja metody zamykania tętnic środkowych Longa w celu uzyskania pełnej reperfuzji

Witamy w naszych przewodnikach wideo na temat przejściowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu u myszy. Nazywam się Rok Ister, a eksperyment ten odbył się w Laboratorium Neurologii Regeneracyjnej w Szkole Medycznej Uniwersytetu w Zagrzebiu.Wprowadzenie. Przejściowa metoda tętnicy środkowej mózgu, w skrócie tMCAO, jest najczęściej stosowanym zwierzęcym modelem udaru niedokrwiennego.

Odbywa się to głównie u gryzoni, takich jak szczury i myszy. Dwie główne metody operacyjne, tętnica szyjna wspólna i metoda tętnicy szyjnej zewnętrznej, różnią się głównie miejscem arteriotomii do wprowadzenia filamentu. W tym filmie przedstawimy nasze modyfikacje i kilka kluczowych punktów, aby zapewnić pełną reperfuzję przy użyciu metody tętnicy szyjnej zewnętrznej.

Zaczynając od zalecanych narzędzi, będziesz potrzebować dwóch sztuk pęsety Dumont typ 5, pęsety Dumont typ 7 i pęsety samozamykającej Dumont typ N0, retraktora mini-colibri i prostych nożyczek z mikrosprężyną do arteriotomii. W przypadku hemostazy będziemy używać dwóch sztuk mikroklamer naczyniowych razem z odpowiednim aplikatorem. Nożyczki chirurgiczne, uchwyt na igłę i kleszcze chirurgiczne będziemy używać do otwierania i zamykania rany chirurgicznej.

W przypadku materiałów użyjemy nici monofilamentowej 5/0 do rany chirurgicznej i plecionego jedwabnego szwu 6/0 do ligaratów tętnic, taśmy chirurgicznej do zabezpieczenia zwierzęcia, żelu maści do oczu do ochrony oczu zwierząt oraz żelu lidokainowego do dodatkowego znieczulenia miejscowego. Na koniec, do odsączenia nadmiaru krwi, użyjemy spiczastych kawałków ręcznika papierowego. Stereoskopowy mikroskop operacyjny ma kluczowe znaczenie dla zabiegu mikrochirurgicznego, takiego jak ten.

Znieczulone gryzonie są podatne na hipotermię, więc będziemy używać monitora temperatury. Jeśli chodzi o zwierzę, potrzebna jest łatwa do czyszczenia, podgrzewana powierzchnia wraz z rurką doprowadzającą gaz anestezjologiczny oraz sposób na niezawodne monitorowanie temperatury zwierzęcia podczas zabiegu. Na stole po lewej stronie znajduje się kilka dodatkowych narzędzi i materiałów, których będziemy używać.

Pomiar czasu trwania niektórych części procedury jest bardzo ważny ze względu na odtwarzalność, a także późniejszą analizę danych. Środek do dezynfekcji skóry Betadine i załadowane strzykawki do szybkiego i łatwego użycia. Maszynka do strzyżenia sierści zwierzęcej do golenia sierści zwierzęcia.

Waga, ważna dla prawidłowego dawkowania znieczulenia. I wreszcie, system znieczulenia gazem dla zwierząt, zdolny do dostarczania mieszaniny gazowej azotu i tlenu w stosunku 2:1, wraz z pojemnikiem do wybijania do indukcji znieczulenia. Wszystkie czynności związane ze zwierzętami i procedury przedstawione w tym filmie zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Licencji Etycznych Szkoły Medycznej Uniwersytetu w Zagrzebiu i wykonane przez przeszkolony i licencjonowany personel. Protokół.

Przygotowanie zwierzęcia i miejsca operacji. Umieść zwierzę na podgrzewanym stole operacyjnym i włóż jego nos do maski anestezjologicznej. Nakładaj maści na oczy zwierzęcia, aby chronić je przed nawodnieniem i użyciem fluoru.

Obróć zwierzę na plecy i wyciągnij jego szyję, umieszczając małą poduszkę, wykonaną z taśmy chirurgicznej, pod szyją zwierzęcia. Zabezpiecz kończyny zwierzęcia na miejscu za pomocą taśmy chirurgicznej. Należy uważać, aby nie wyprostować zbyt mocno kończyn przednich, aby przypadkowo nie spowodować zwichnięcia stawu barkowego.

Nasmaruj sondę doodbytniczą białą galaretką naftową i włóż ją do odbytnicy w celu ciągłego pomiaru temperatury ciała. Zastosuj przedoperacyjne wstrzyknięcie soli fizjologicznej i buprenorfiny dootrzewnowo, aby zwierzę było dobrze nawodnione i nie odczuwało bólu podczas zabiegu. Uformuj sierść zwierzęcia w okolicy szyi za pomocą bezprzewodowej maszynki do strzyżenia zwierząt.

Zbierz całe ogolone futro za pomocą kawałków taśmy chirurgicznej. Aby obszar był całkowicie wolny od sierści, dodatkowo uformuj obszar za pomocą brzytwy. Umieść czystą serwetę chirurgiczną na stole operacyjnym.

Nałóż kroplę Betadine na ogoloną skórę zwierzęcia. Użyj bawełnianego wacika, aby wetrzeć środek dezynfekujący w skórę w okrężny sposób od wewnątrz na zewnątrz. Następnie zrób to samo z wacikiem nasączonym etanolem.

Powtórz ten krok trzy razy ze świeżą parą sterylnych wacików bawełnianych przy każdym powtórzeniu. Nałóż odrobinę żelu lidokainowego na zdezynfekowany obszar przyszłego miejsca nacięcia w celu miejscowego znieczulenia rany. Operacja indukcji niedokrwienia.

Wykonując wstępne nacięcie na zdezynfekowanej skórze za pomocą skalpela, należy ograniczyć liczbę uderzeń nacięć skóry do minimum, aby rana pooperacyjna łatwiej się goiła. Za pomocą kleszczy typu 7 i 5 oderwij powierzchowną powięź i odłącz gruczoły ślinowe od leżącej pod spodem tkanki. Umieść zwijacz drutu w początkowej pozycji, upewniając się, że gruczoły ślinowe nie przeszkadzają w kolejnych krokach.

Usuń głęboką powięź szyi za pomocą kleszczy typu 7 i odłącz mięśnie mostkowo-obojczykowo-sutkowe z okolicy szyjnej, aby zmienić położenie retraktora. Zmień położenie retraktora, aby sięgnąć pod mięśnie mostkowo-obojczykowo-sutkowe, aby umożliwić dostęp do okolicy szyjnej. Wytnij mięsień omohyoidalny, aby umożliwić wyraźne wizualne i łatwiejsze podejście do okolicy szyjnej.

Ściśnij powięź szyjną po bocznej stronie triady szyjnej i delikatnie pociągnij ją na boki, aby wizualnie zidentyfikować tętnicę, nerw, żyłę i wszystkie otaczające gałęzie naczyń krwionośnych. Całkowicie odłącz dolną część CCA od leżącej poniżej tkanki i powięzi za pomocą zakrzywionych kleszczyków typu 7, upewniając się, że jest gotowa do zaciśnięcia w przyszłych krokach. Z CCA starannie przygotowanym wraz z dwoma odpowiednimi gałęziami, podnieś ECA za pomocą zakrzywionych kleszczy typu 7 i zaciśnij go za pomocą kleszczy samozamykających typu N0 Po zaciśnięciu ECA i bezpiecznym przytrzymaniu pęsetą typu N0 wprowadź dwie plecione jedwabne nici za ECA.

Całkowicie zwiąż nić czaszki, ponieważ jest trwała, i odetnij nadmiar nici za pomocą nożyczek. Zawiąż nić ogonową w luźny węzeł zabezpieczający. Za pomocą mikroklipsów naczyniowych zaciśnij CCA i ICA, aby zapobiec krwawieniu po arteriatomii.

Za pomocą mikronożyczek sprężynowych wykonaj małą arteriotomię tuż pod miejscem mocowania ECA. Przy kącie odpowiadającym kątowi ECA, wprowadzić włókno do miejsca arteriotomii w kierunku proksymalnym do CCA, przechodząc przez luźny węzeł zabezpieczający po rozgałęzionej stronie ECA i wbijając się w światło CCA wraz z żarnikiem. Ostrożnie otwórz mikroklips ICA i wyjmij go.

Po częściowym włożeniu filamentu do ECA i zabezpieczeniu go w dół, wykonaj pełną arteriotomię, uwalniając w ten sposób kikut ECA z włóknem MCAO w środku. W tym momencie zwolnij kleszcze samozamykające typu N0 i wyjmij je. Za pomocą jednego zestawu pęsety typu 5 mocno ściśnij kikut ECA i lekko go podnieś.

Przytrzymując częściowo włożony filament innymi kleszkami, opuść i delikatnie pociągnij kikut ECA, aby zorientować wewnętrzny koniec filamentu w kierunku ICA. Nigdy nie ściskaj silikonowej części filamentu. Powoli przesuwaj filament MCAO przez Krąg Willisa, aż poczujesz nagły wzrost oporu.

W tym momencie ważne jest, aby obserwować pozostałą długość filamentu. U dorosłej myszy filament powinien bez wysiłku przesuwać się co najmniej siedem milimetrów od punktu rozgałęzienia ICA. Zaciśnij węzeł zabezpieczający, aby upewnić się, że filament nie zostanie przemieszczony w okresie niedokrwienia.

Usuń klips CCA i zanotuj czas, który oznacza początek początku niedokrwienia. Wyjmij zwijacz drutu i zbliż krawędzie rany operacyjnej do siebie. Pozwól polu chirurgicznemu ustabilizować się na kilka sekund, aby tkanka powróciła do swojej anatomicznej pozycji.

Zamknij ranę pooperacyjną za pomocą taśmowych zamknięć ran, aby ułatwić szybsze ponowne otwarcie rany po okresie niedokrwienia. Okres niedokrwienia. Zweryfikuj powodzenie operacji za pomocą rezonansu magnetycznego lub innej ilościowej metody pomiaru perfuzji.

Operacja odłączenia filamentu. Usuń zamykacze nawinięć taśmy i ponownie otwórz ranę pooperacyjną za pomocą zwijacza drutu. Za pomocą kleszczy typu N0 ściśnij i pociągnij brzusznie krawędź kikuta ECA, aby wywrzeć napięcie na kikutu ECA.

Ponownie zacisnąć CCA za pomocą klipsa makronaczyniowego. Powoli wyjmij filament MCAO do momentu, w którym silikonowa część filamentu zacznie wystawać z kikuta ECA. Lekko dokręć węzeł zabezpieczający, aby przygotować się do całkowitego wyjęcia filamentu.

Gdy zbliżysz się do silikonowego końca filamentu, dokręć węzeł zabezpieczający w taki sposób, aby wypchnął filament MCAO i zamknął kikut ECA jednym manewrem. Całkowicie zaciśnij węzeł po wysunięciu się filamentu. Otwórz i wyjmij kleszczyki szczypiące wraz z klipsem CCA.

Zszyj ranę pooperacyjną, zaczynając od jej obrzeża, całkowicie zamykając ranę bez widocznej tkanki znajdującej się pod spodem. Liczba wymaganych szwów zależy od wielkości rany pooperacyjnej. Oczyść i zdezynfekuj pole operacyjne za pomocą chusteczek nasączonych alkoholem.

Reprezentatywne wyniki. Po udanym zabiegu wyniki skanów MRI powinny wyglądać podobnie do tego. Śródoperacyjnie, w okresie niedokrwienia, powinieneś być w stanie zaobserwować wyraźny obszar z niedokrwieniem na obrazach ważonych perfuzją.

Zmiana o pozornym współczynniku dyfuzji powinna w przybliżeniu pokrywać ten sam obszar. Po operacji, po wycofaniu filamentu, idealnie byłoby, gdyby rdzeń zmiany był hiperperfundowany na obrazach ważonych perfuzją. Z wyjątkiem rdzenia niedokrwiennego, powinieneś zauważyć powrót do zdrowia i niewielkie przeregulowanie wartości ADC w zmianie.

W drugiej dobie po zabiegu należy całkowicie zregenerować zmianę. Wartości ADC powinny ponownie spaść w rdzeniu zmiany niedokrwiennej z powodu obrzęku mózgu, który powinien być również widoczny na obrazie T2. W przypadku krwotoku wywołanego przez włókno nie obserwuje się poprawy w mapach perfuzji lub ADC po operacji.

Na obrazach T2 można również zaobserwować wyraźny objaw krwotoku, zarówno śródoperacyjnie, jak i pooperacyjnie. Konkluzja. Dzięki niedawnym badaniom anatomicznym unaczynienia mózgu myszy jesteśmy w stanie dostosować i zmodyfikować nasz model MCAO w oparciu o nową wiedzę. Tylne tętnice łączące, pomalowane na zielono, są obustronnie opatentowane tylko w 10% najczęściej stosowanych szczepów myszy.

Z tego powodu można na nich polegać, aby zapewnić przepływ krwi do gałęzi proksymalnych od MCA. W związku z tym CCA musi być opatentowane w okresie niedokrwienia, a silikonowa część włókna nie powinna przekraczać trzech milimetrów długości. Mamy nadzieję, że w tym filmie byliśmy pouczający i zwięzły.

Dziękuję za oglądanie.