Name: Opracowanie małoinwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-25T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Poznaj małoinwazyjną metodę indukcji zatorowości płucnej u szczurów przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Technika ta poprawia powtarzalność modelu i umożliwia wizualizację drzewa tętniczego płuc.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie jest wspierane przez grant Fundacji Medycznej Wu Jieping (320.6750.19089-36).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone za zgodą Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Chińskiej Akademii Nauk i Peking Union Medical College (numer zgody: IRM/2-1ACUC-2311-015). W badaniu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley w wieku 6 tygodni o masie ciała około 250 g. Zwierzęta przebywały w środowisku wolnym od swoistych patogenów, z nieograniczonym dostępem do zbilansowanej karmy i wody. Utrzymywano je w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w temperaturze pokojowej 22 °C ± 2 °C. Przed przystąpieniem do jakichkolwiek procedur chirurgicznych zwierzęta miały tydzień na adaptację do środowiska. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytych w tym badaniu znajdują się w Tabeli materiałów.
1. Sprzęt i materiały
<ol>
	<li>Sprzęt do znieczulenia: Należy użyć aparatu do znieczulenia gazowego dla małych zwierząt oraz izofluranu.</li>
	<li>Materiały chirurgiczne: Należy przygotować patyczki bawełniane, środek dezynfekcyjny povidone-iodine, stereomikroskop, golarkę, taśmę medyczną, strzykawkę 1 mL z igłą 27 G, strzykawkę 5 mL, strzykawkę 10 mL, sterylną sól fizjologiczną, gazę, sterylną nicią nylonową 8-0, sterylną nicią nylonową 6-0 z igłą, mikroklipsy hemostatyczne, mikropincety oraz precyzyjne nożyczki.</li>
	<li>Inne materiały: Należy przygotować igły dozujące 19 G i 18 G kompatybilne ze strzykawkami medycznymi, rurkę silikonową o średnicy wewnętrznej 1,2 mm i długości 10 cm, rurkę infuzyjną o średnicy wewnętrznej 3,0 mm i długości 20 cm, probówkę do wirowania 1,5 mL, pipetę oraz końcówki do pipety.</li>
	<li>Własnoręcznie wykonany generator skrzepów i wstrzykiwacz skrzepów krwi (Rysunek 1): Aby stworzyć generator skrzepów, należy połączyć rurkę silikonową z igłą dozującą 19 G przymocowaną do strzykawki 1 mL. Aby stworzyć wstrzykiwacz skrzepów, należy połączyć jeden koniec rurki infuzyjnej z igłą dozującą 18 G, a drugi koniec przyłączyć do strzykawki 5 mL.</li>
</ol>
2. Przygotowanie autologicznego skrzepu krwi
<ol>
	<li>Znieczulenie
	<ol>
		<li>Umieścić zwierzę w komorze indukcyjnej do znieczulenia i podać mieszaninę 4% isofluranu z powietrzem pokojowym przy przepływie 2 L/min przez 2-3 min (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).</li>
		<li>Ułożyć zwierzę na platformie operacyjnej w pozycji na plecach. Utrzymać znieczulenie, podając 2,5% isofluranu przy przepływie 0,4 L/min. Sprawdzić odruch cofania łapy, aby upewnić się, że osiągnięto odpowiedni poziom znieczulenia.</li>
		<li>Odciągnąć obie przednie kończyny poziomo od ciała oraz wyprostować kończyny tylne, aby odpowiednio odsłonić obszar pachwin. Zabezpieczyć zwierzę w tej pozycji za pomocą taśmy medycznej (Rysunek 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobieranie krwi z przedniej żyły głównej (CVC)
	<ol>
		<li>Usunąć włosy wokół rękojeści mostka za pomocą golarki i kremu do depilacji. Zdezynfekować skórę trzykrotnie povidone-jodem.</li>
		<li>Wprowadzić igłę 27 G przymocowaną do strzykawki 1 mL pionowo na głębokość 8 mm, aby nakłuć lewą lub prawą CVC, jak pokazano na Rysunku 2A. 
		UWAGA: Projekcja powierzchniowa CVC na ciele znajduje się 5 mm bocznie od rękojeści mostka. Można wykorzystać obie strony, a wybór nie wpływa na kolejne kroki.</li>
		<li>Trzymając strzykawkę, delikatnie odciągnąć tłok, aby wytworzyć podciśnienie w cylindrze. Stopniowo wycofywać igłę, aż zacznie wpływać krew, a następnie utrzymać tę pozycję do momentu pobrania 0,3 mL krwi (Rysunek 2B).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie skrzepów krwi
	<ol>
		<li>Przenieść pobraną krew do probówki do wirowania 1,5 mL, uważając, aby nie wytworzyć pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Naciągnąć krew do silikonowej rurki własnej konstrukcji służącej do generowania zakrzepów, aż kolumna krwi osiągnie długość 10 cm. 
		UWAGA: Te dwa kroki należy wykonać szybko, ponieważ koagulacja rozpocznie się i będzie postępować w probówce do wirowania, co obniży jakość uzyskanych skrzepów krwi.</li>
		<li>Odczekać 30 min do pełnego zakrzepnięcia krwi. W tym czasie w ten sam sposób przygotować kolumny krwi dla pozostałych zwierząt.</li>
		<li>Wypłukać zakrzepłą kolumnę krwi do sterylnej szalki Petriego zawierającej sterylną sól fizjologiczną i trzykrotnie przemyć kolumnę zakrzepu solą fizjologiczną (Rysunek 2C).</li>
		<li>Za pomocą precyzyjnych nożyczek pociąć kolumnę zakrzepu na jednolite skrzepy krwi, każdy o długości 4 mm (Rysunek 2D). Naciągnąć 15-25 skrzepów do własnego wtryskiwacza uprzednio napełnionego 2 mL soli fizjologicznej. 
		UWAGA: Długość skrzepów krwi nie powinna przekraczać 1 cm, w przeciwnym razie mogą one utknąć w prawej komorze serca.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie dostępu żylnego
<ol>
	<li>Odsłanianie naczyń epigastrycznych powierzchownych
	<ol>
		<li>Znieczul i unieruchom zwierzę w sposób opisany w kroku 2.1.</li>
		<li>Ogól włosy wokół lewego pachwiny. Nałóż krem do depilacji na te obszary, odczekaj 1 min, a następnie zetrzyj krem gazą. Zdezynfekuj skórę 3-krotnie povidonem jodowym.</li>
		<li>Wykonaj nacięcie skóry o długości 5 mm powyżej miejsca wypływu naczyń epigastrycznych powierzchownych w okolicy pachwiny. Zazwyczaj miejsce wypływu naczyń epigastrycznych powierzchownych można zlokalizować, obserwując niewielkie tętno w okolicy pachwiny.</li>
		<li>Używając stereomikroskopu z 10-krotnym powiększeniem, oddziel cienką warstwę tkanki tłuszczowej podskórnej, aby odsłonić naczynia epigastryczne powierzchowne (Rysunek 3A). Zaszyj nacięcie, przerwij podawanie izofluranu i umieść zwierzę w ciepłej klatce do wybudzenia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Izolacja żyły epigastrycznej powierzchownej
	<ol>
		<li>Ostrożnie odizoluj żyłę epigastryczną powierzchowną od tętnicy, nerwu i tkanki tłuszczowej. Wykonaj to zarówno proksymalnie, aż do miejsca jej odpływu do żyły udowej, jak i dystalnie, aż do pierwszej rozgałęzienia żyły.</li>
		<li>Podwiąż stronę dystalną sterylną nicią 8-0 i zaciśnij szew mikrozaciskiem. Zabezpiecz stronę proksymalną pętlą ze sterylnej nici 8-0 przymocowaną do innego mikrozacisku (Rysunek 3B).</li>
		<li>Wykonaj niewielkie nacięcie poprzeczne na stronie dystalnej wyizolowanej żyły. Zabezpiecz stronę proksymalną, aby uniknąć krwawienia. Wypłucz pozostałą krew z światła żyły solą fizjologiczną. Gdy żyła będzie czysta, użyj mikropincety, aby powiększyć nacięcie żylne.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Embolizacja
<ol>
	<li>Kaniulacja żyły
	<ol>
		<li>Delikatnie wprowadzić igłę wykonanego samodzielnie wstrzykiwacza do żyły poprzez nacięcie. Zabezpieczyć igłę za pomocą trzeciego zacisku, aby zapobiec jej wysunięciu się z żyły.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Procedura embolizacji
	<ol>
		<li>Powoli pchnąć tłok, aby podać niewielką ilość soli fizjologicznej. Napełnienie żyły bez oporu świadczy o drożności dostępu do żyły (Rysunek 3D).</li>
		<li>Kontynuować pchanie tłoka, aby wprowadzić skrzepy do żyły udowej poprzez dostęp z żyły epigastrycznej powierzchownej. Kontrolować prędkość embolizacji na poziomie 5 zatorów na minutę. Monitorować oddychanie zwierzęcia; pojawienie się i nasilenie duszności świadczy o udanej embolizacji.</li>
		<li>Po wstrzyknięciu określonej ilości skrzepów krwi wyciągnąć igłę i podwiązać proksymalny koniec żyły epigastrycznej powierzchownej.</li>
		<li>Zaszyć nacięcie i umieścić zwierzę w termoboksie. Przenieść zwierzę do klatki po jego wybudzeniu i monitorować jego oddychanie oraz zachowanie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Ilościowe oznaczenie obszaru zawału
<ol>
	<li>Eutanazja i perfuzja serca
	<ol>
		<li>Dodać 25 000 U heparyny sodowej do 250 mL soli fizjologicznej i dokładnie wymieszać. Podłączyć butelkę do urządzenia infuzyjnego i zawiesić butelkę dnem do góry na wysokości 80 cm. Zamknąć zawór urządzenia infuzyjnego.</li>
		<li>Dokonać eutanazji zwierząt poprzez przedawkowanie izofluranu (zgodnie z zatwierdzonymi protokołami instytucjonalnymi).</li>
		<li>Przeciąć żebra dużymi nożyczkami i otworzyć klatkę piersiową, unikając uszkodzenia płuc i dużych naczyń.</li>
		<li>Wprowadzić igłę urządzenia infuzyjnego do lewej komory. Otworzyć zawór urządzenia infuzyjnego, aby umożliwić infuzję soli fizjologicznej z heparyną. Za pomocą nożyczek przeciąć żyłę główną dolną oraz uszko lewe, aby umożliwić drenaż. Kontrolować szybkość perfuzji na poziomie 50 mL/min. 
		UWAGA: Podczas tej procedury prawidłowa tkanka płucna stanie się biała, natomiast strefa zatorowa pozostanie rdzawa.</li>
		<li>Po zakończeniu perfuzji solą fizjologiczną z heparyną, nakłuć pień tętnicy płucnej przez prawą komorę, używając strzykawki 10 mL wypełnionej 4% roztworem paraformaldehydu. Utrwalić tkankę płucną, wykonując perfuzję 4% paraformaldehydem przez płuca do całkowitej objętości 30 mL.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wprowadzenie wskaźnika zwanego współczynnikiem zawału (Infarction Ratio)
	<ol>
		<li>Po utrwaleniu wyciąć płuca, serce, tchawicę, przełyk, grasicę i duże naczynia jako całość z kręgosłupa i przepony11.</li>
		<li>Ostrożnie usunąć przełyk, grasicę i tkankę tłuszczową z początkowej masy, pozostawiając jedynie serce, płuca i duże naczynia.</li>
		<li>Zanurzyć pozostałą część w odpowiedniej objętości 4% roztworu paraformaldehydu na co najmniej 48 h.</li>
		<li>Użyć wagi analitycznej do zważenia całych płuc. Za pomocą precyzyjnych nożyczek oddzielić zawałową część płuc i zważyć tkankę zawałową na tej samej wadze. Obliczyć współczynnik zawału (Infarction Ratio) korzystając z następującego równania: 
		<img alt="Wzór na intensywność I=i/w, schemat obliczeń dla optyki fizycznej." src="/files/ftp_upload/66776/66776eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Równanie 1"> 
		i to masa tkanki zawałowej, w to masa całych płuc, I oznacza współczynnik zawału (Infarction Ratio).</li>
		<li>Po ilościowym określeniu obszaru zawału, przyciąć utrwaloną w paraformaldehydzie tkankę płucną do zatopienia w parafinie11.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Wizualizacja drzewa tętniczego płuc
<ol>
	<li>Odlew tętnicy płucnej
	<ol>
		<li>Uśmierć zwierzę i przeprowadź perfuzję serca zgodnie z opisem w kroku 5.1.</li>
		<li>Do silikonowego związku odlewniczego dodaj równą ilość (wagowo) rozcieńczalnika, wymieszaj roztwór, a następnie dodaj 5% (wagowo lub objętościowo) utwardzacza. Ponownie wymieszaj mieszaninę.</li>
		<li>Nabierz 1 mL mieszaniny do strzykawki o pojemności 1 mL, usuń pęcherzyki powietrza i wprowadź igłę do pnia tętnicy płucnej poprzez prawą komorę. Przymocuj igłę do tętnicy płucnej, aby zapobiec jej wysunięciu i cofaniu się cieczy.</li>
		<li>Delikatnie naciśnij tłok, aby silikonowa mieszanina odlewnicza wypełniła drzewo tętnic płucnych. Obszary płuc zdrowe zostaną zabarwione przez mieszaninę odlewniczą, podczas gdy obszary zawałowe pozostaną rdzawoczerwone. 
		UWAGA: Odlew tętnicy płucnej należy wykonywać wyłącznie na nienaruszonym tkance płucnej. Zazwyczaj 0,6-0,8 mL mieszaniny odlewniczej jest wystarczające do wypełnienia drzewa tętnic płucnych. Nadmierne wstrzyknięcie mieszaniny może doprowadzić do odlewu żył płucnych, co utrudnia wizualizację drzewa tętniczego. Mieszaninę odlewniczą należy zużyć w ciągu 20 min od dodania utwardzacza, ponieważ po tym czasie ulegnie ona krystalizacji.</li>
		<li>Po zakończeniu perfuzji odlewniczej wyjmij strzykawkę, podwiąż pień tętnicy płucnej i pobierz płuca, serce oraz duże naczynia zgodnie z opisem w kroku 5.2. Umieść cały kompleks w szalce Petriego i przechowuj w lodówce w temperaturze 4 °C przez noc, aby umożliwić krystalizację mieszaniny odlewniczej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przejaśnianie i wizualizacja
	<ol>
		<li>Usuń serce i duże naczynia z płuc za pomocą nożyczek, a następnie oczyść powierzchnię płuc z resztek mieszaniny utwardzającej.</li>
		<li>Zanurzaj płuca kolejno w roztworach alkoholu etylowego o stężeniach 25%, 50%, 75%, 95% i 100%, każdy przez 24 h. Procedura ta spowoduje całkowite odwodnienie płuc.</li>
		<li>Zanurz odwodnione płuca w salicylanie metylu na 24 h. Po tym procesie przejaśniania drzewo tętnic płucnych będzie widoczne; widoczne będą również zatory, ponieważ salicylan metylu nie usuwa hemoglobiny (Rycina 4B,D).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Götzinger, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interventional+therapies+for+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Interventional therapies for pulmonary embolism.</a> Nat Rev Cardiol. 20 (10), 670-684 (2023).</li>
<li>Falster, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+international+guideline+recommendations+for+the+diagnosis+of+pulmonary+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Haematol%22%5BJournal%5D)">Comparison of international guideline recommendations for the diagnosis of pulmonary embolism.</a> Lancet Haematol. 10 (11), e922-e935 (2023).</li>
<li>Konstantinides, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ESC+guidelines+for+the+diagnosis+and+management+of+acute+pulmonary+embolism+developed+in+collaboration+with+the+European+Respiratory+Society+%28ERS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">ESC guidelines for the diagnosis and management of acute pulmonary embolism developed in collaboration with the European Respiratory Society (ERS).</a> Eur Heart J. 41 (4), 543-603 (2020).</li>
<li>Domínguez-Oliva, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+importance+of+animal+models+in+biomedical+research%3A+Current+insights+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Animals+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">The importance of animal models in biomedical research: Current insights and applications.</a> Animals (Basel). 13 (7), 1223(2023).</li>
<li>Mukherjee, P., Roy, S., Ghosh, D., Nandi, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+animal+models+in+biomedical+research%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Res%22%5BJournal%5D)">Role of animal models in biomedical research: A review.</a> Lab Anim Res. 38 (1), 18(2022).</li>
<li>Tang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+expression+profiling+of+pulmonary+artery+in+a+rabbit+model+of+pulmonary+thromboembolism%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Gene expression profiling of pulmonary artery in a rabbit model of pulmonary thromboembolism.</a> PLoS One. 11 (10), e0164530(2016).</li>
<li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+tissue+factor+and+forkhead+box+transcription+factor+o-1+in+a+rat+model+for+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thromb+Thrombolysis%22%5BJournal%5D)">Expression of tissue factor and forkhead box transcription factor o-1 in a rat model for chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> J Thromb Thrombolysis. 42 (4), 520-528 (2016).</li>
<li>Runyon, M. S., Gellar, M. A., Sanapareddy, N., Kline, J. A., Watts, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+comparison+of+a+minimally-invasive+model+of+autologous+clot+pulmonary+embolism+in+Sprague-Dawley+and+Copenhagen+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Thromb+J%22%5BJournal%5D)">Development and comparison of a minimally-invasive model of autologous clot pulmonary embolism in Sprague-Dawley and Copenhagen rats.</a> Thromb J. 8, 3(2010).</li>
<li>Li, S. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+proteomic+study+of+acute+pulmonary+embolism+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Comparative proteomic study of acute pulmonary embolism in a rat model.</a> Proteomics. 7 (13), 2287-2299 (2007).</li>
<li>Deng, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+FOXO1+and+apoptosis+in+pulmonary+vascular+remolding+in+a+rat+model+of+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Role of FOXO1 and apoptosis in pulmonary vascular remolding in a rat model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Sci Rep. 7 (1), 2270(2017).</li>
<li>Morton, J., Snider, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+collection+and+processing+of+lungs+from+aged+mice+for+histological+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Pathobiol+Aging+Age+Relat+Dis%22%5BJournal%5D)">Guidelines for collection and processing of lungs from aged mice for histological studies.</a> Pathobiol Aging Age Relat Dis. 7 (1), 1313676(2017).</li>
<li>Karpov, A. A., Vaulina, D. D., Smirnov, S. S., Moiseeva, O. M., Galagudza, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+of+pulmonary+embolism+and+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">Rodent models of pulmonary embolism and chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Heliyon. 8 (3), e09014(2022).</li>
<li>Picazo, M. G., Benito, P. J., García-Olmo, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficiency+and+safety+of+a+technique+for+drawing+blood+from+the+hamster+cranial+vena+cava%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Efficiency and safety of a technique for drawing blood from the hamster cranial vena cava.</a> Lab Anim (NY). 38 (6), 211-216 (2009).</li>
<li>Szabó, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cranial+venous+system+in+the+rat%3A+Anatomical+pattern+and+ontogenetic+development.+Ii.+Dorsal+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Anat%22%5BJournal%5D)">The cranial venous system in the rat: Anatomical pattern and ontogenetic development. Ii. Dorsal drainage.</a> Ann Anat. 177 (4), 313-322 (1995).</li>
<li>Li, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+and+mechanism+of+ginsenoside+rg1+on+myocardial+remodeling+in+an+animal+model+of+chronic+thromboembolic+pulmonary+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Med+Res%22%5BJournal%5D)">The effects and mechanism of ginsenoside rg1 on myocardial remodeling in an animal model of chronic thromboembolic pulmonary hypertension.</a> Eur J Med Res. 18 (1), 16(2013).</li>
<li>Sullivan, D. M., Watts, J. A., Kline, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biventricular+cardiac+dysfunction+after+acute+massive+pulmonary+embolism+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Appl+Physiol+%281985%29%22%5BJournal%5D)">Biventricular cardiac dysfunction after acute massive pulmonary embolism in the rat.</a> J Appl Physiol (1985). 90 (5), 1648-1656 (2001).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

W tym badaniu udało się ustalić minimalnie inwazyjny szczurzy model PE przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Po opanowaniu tej procedury modelowania można ją wykonać w ciągu 30 minut. Model skutecznie oddaje kluczowe cechy klinicznego PE, potwierdzone badaniami patomorfologicznymi. W związku z tym stanowi cenne narzędzie do wyjaśniania zmian hemodynamicznych i patogenezy powikłań po zatorowości płucnej, opracowywania nowych biomarkerów diagnostycznych i celów terapeutycznych oraz testowania nowych metod leczenia zakrzepowego.
Przez kilka dziesięcioleci włożono znaczne wysiłki w celu opracowania modelu zwierzęcego PE, jednak żadna pojedyncza metoda nie została zidentyfikowana jako optymalna do modelowania PE12. W tym artykule zmodyfikowany model PE wykazuje kilka odrębnych cech: (1) Pobieranie krwi z centralnego cewnika żylnego (CVC): U gryzoni CVC łączy się ze zbiegiem żył podobojczykowych i wewnętrznych żył szyjnych i rozciąga się doogonowo do jamy piersiowej13. Lewy i prawy kod CVC są prawie symetryczne. CVC ma większe światło niż żyły szyjne, znajduje się blisko brzucha i leży poniżej mięśnia piersiowego większego. Te cechy anatomiczne pozwalają na precyzyjne nakłucie żyły, większą objętość pobierania krwi i szybką hemostazę, co skutkuje wysokim wskaźnikiem sukcesu. Ponadto pobieranie krwi z CVC jest mniej podatne na zanieczyszczenie w porównaniu z innymi drogami pobierania krwi, a powikłania, takie jak krwiak, zakrzepica i odma opłucnowa, są mniej prawdopodobne. Hemostaza jest zwykle osiągana automatycznie lub szybko pod ciśnieniem. (2) Wstrzyknięcie przez powierzchowną żyłę nadbrzusza: Zazwyczaj zewnętrzne żyły szyjne są używane do wstrzykiwania skrzepów krwi w celu wywołania PE 6,8,9, a nacięcie skóry w celu odsłonięcia może być minimalne. Jednak kaniulacja żyły szyjnej zewnętrznej często prowadzi do niedrożności żyły, co może negatywnie wpłynąć na późniejsze eksperymenty, ponieważ żyła szyjna zewnętrzna jest głównym odpływem czaszkowym u szczurów po urodzeniu14, a kaniulacja drugiej żyły szyjnej zewnętrznej jest potrzebna do pomiaru ciśnienia w prawej komorze 6,8,10. W tym zmodyfikowanym modelu poświęcenie powierzchownej żyły nadbrzusza ma minimalny wpływ na organizm. Dodatkowo ta droga wstrzykiwania skrzepów krwi naśladuje kliniczny PE, w którym większość zatorów pochodzi z żył kończyn dolnych. Dokładna lokalizacja powierzchownej tętnicy nadbrzusza ma kluczowe znaczenie dla małego nacięcia. Pulsację powierzchownej tętnicy nadbrzusza można zwykle zauważyć na powierzchni skóry pachwiny, co pomaga w identyfikacji naczynia. (3) Indywidualne obciążenie zatorem: Obciążenie zatorem zależy od średnicy i całkowitej długości kolumny krwi. Generator skrzepliny zastosowany w tym badaniu pozwala na standardowe i dostosowane do potrzeb przygotowanie obciążenia zatoru. Naukowcy mogą dostosować te parametry w zależności od swoich potrzeb badawczych. W takim przypadku obciążenie zatorem wywołuje zauważalne objawy i oznaki, ale jest mniej prawdopodobne, że doprowadzi do śmierci. Ogólnie rzecz biorąc, jest bezpieczny, jeśli wstrzykuje się mniej niż 10 cm skrzepów krwi. W przypadku wystąpienia bezdechu należy natychmiast przerwać wstrzykiwanie. Eksperymentator powinien następnie trzymać klatkę piersiową zwierzęcia palcami umieszczonymi na bocznej i przedniej ścianie klatki piersiowej i wykonywać rytmiczne uciśnięcia klatki piersiowej; Po tych manewrach zwierzę może odzyskać oddech. (4) Perfuzja płuc i kwantyfikacja obszarów po zawale: W tym badaniu przedstawiono szczegółowe techniki perfuzji płuc w celu lepszej wizualizacji zawału płuc po indukcji PE. Na tej podstawie opracowano wskaźnik do ilościowego określania obszaru zawału, zwany współczynnikiem zawału. Obecne wyniki wskazują, że wskaźnik ten może reagować na obciążenie zatorem i trombolizę wewnętrzną, co sugeruje jego potencjalną przydatność do porównań międzygrupowych w badaniach nad nowymi terapiami przeciwzakrzepowymi.
W porównaniu z modelowaniem PE, modelowanie przewlekłego zakrzepowo-zatorowego nadciśnienia płucnego (CTEPH), ciężkiego, długotrwałego powikłania PE, jest trudniejsze ze względu na wysoką aktywność fibrynolityczną u gryzoni. Potencjalne rozwiązania obejmują wielokrotną embolizację i podawanie kwasu traneksamowego (TXA), inhibitora fibrynolizy 7,10,12,15. Jednak uszkodzenie dostępu do żył i szybki klirens plazmowy TXA nadal utrudniają modelowanie CTEPH. Przedstawiony tutaj model i towarzyszące mu protokoły wizualizacji mogą dostarczyć informacji na temat ustanowienia wiarygodnego modelu CTEPH.
Należy również odnieść się do ograniczeń tego manuskryptu. Po pierwsze, brakuje pomiarów hemodynamicznych dla tego modelu, takich jak ciśnienie w prawej komorze i echokardiografia. Nie neguje to jednak słuszności modelu, ponieważ został on patologicznie zwalidowany. Badacze mogą zapoznać się z inną literaturą w celu uzyskania szczegółowych metodologii pomiarów hemodynamicznych16. Po drugie, nie uwzględniono grupy leczonej w celu oceny odpowiedzi na leki w tym modelu PE, takiej jak podawanie warfaryny i urokinazy, co mogłoby dodatkowo wykazać użyteczność modelu.
Podsumowując, udało się stworzyć zmodyfikowany model PE u gryzoni, charakteryzujący się minimalnie inwazyjnym podejściem. Przedstawiono również metody ilościowego określania obszarów po zawale i wizualizacji drzewa tętnic płucnych. Model ten jest obiecujący, jeśli chodzi o odpowiedzi na kluczowe pytania dotyczące zapobiegania i leczenia powikłań PW.

Zatorowość płucna (PE) jest główną przyczyną zgonów wewnątrzszpitalnych i trzecią najczęstszą przyczyną zgonów z przyczyn sercowo-naczyniowych. Pomimo wysokiej częstości występowania, zapobieganie i szybka diagnoza nadal stanowią wyzwanie1,2. Terapie przeciwzakrzepowe i trombolityczne mają kluczowe znaczenie w leczeniu P, jednak głębsze zrozumienie progresji choroby i nowatorskich podejść terapeutycznych jest niezbędne do poprawy zarządzania chorobą3.
W nowoczesnych badaniach biomedycznych, modele zwierzęce odgrywają kluczową rolę w wyjaśnianiu mechanizmów chorób człowieka i opracowywaniu nowych terapii4,5. Myszy, szczury, chomiki i króliki są często wykorzystywane w modelowaniu PE ze względów etycznych i opłacalności6,7,8,9,10. Podejścia do modelowania PE ogólnie dzielą się na trzy kategorie: tworzenie skrzeplin in vivo, wstrzykiwanie skrzepów krwi in vitro oraz podawanie cząstek niezakrzepowych. Wybór gatunków zwierząt i techniki modelowania zależy od konkretnych celów badawczych, ponieważ żaden pojedynczy model nie jest odpowiedni dla wszystkich celów. Na przykład badania koncentrujące się na odkrywaniu nowych terapii trombolitycznych często wykorzystują modele obejmujące autologiczne skrzepy krwi zamiast cząstek niezakrzepowych.
Obecne metody modelowania PE u gryzoni napotykają wyzwania z powodu braku szczegółowych, ustandaryzowanych metodologii. Wpływa to na kluczowe procesy, takie jak pobieranie próbek krwi, tworzenie skrzepów krwi i późniejsza embolizacja, z których wszystkie mają kluczowe znaczenie dla zapewnienia powtarzalnych wyników we wszystkich badaniach. Dodatkowo istnieje znaczna luka w możliwości ilościowego określenia obszaru zatoru i dokładnego odwzorowania rozkładu zatorów po embolizacji. Wyeliminowanie tych niedociągnięć ma zasadnicze znaczenie dla zwiększenia niezawodności i użyteczności modeli gryzoni w badaniach PE.
W tym badaniu opisano szczegółowe protokoły tworzenia szczurzego modelu PE przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Model ten charakteryzuje się minimalnie inwazyjną techniką pobierania krwi, standaryzowaną procedurą generowania skrzepliny i minimalnie inwazyjnym dostępem do żył. Dodatkowo zapewnione są protokoły ilościowego oznaczania obszarów zawału w płucach i wizualizacji drzewa tętnic płucnych, co może ułatwić dalsze odkrycia badawcze.

<table><tbody><tr><td>Waga analityczna</td><td>METTLER TOLEDO</td><td>MA55/A</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Igła dozująca</td><td>Elektronika Jinrong</td><td>Brak</td><td>19 G i 18 G</td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki</td><td>Mocniejsze</td><td>XGJ1300</td><td>Brak Sól</td></tr><tr><td>sodowa heparyny</td><td>Solarbio</td><td>01-08-9041</td><td>140U/mg</td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD</td><td>R510-22-10</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Salicylan metylu</td><td>Macklin</td><td>M813577</td><td>AR, 99%</td></tr><tr><td>Mikrozacisk</td><td>JZ&nbsp;</td><td>W40160</td><td>Brak Mikro</td></tr><tr><td>pęseta</td><td>Mocniejszy</td><td>XGN1310</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Silikonowa masa odlewnicza</td><td>Flow Tech</td><td>MV-130</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Szczury Sprague-Dawley</td><td>Vital River</td><td>SD-IGS</td><td>Brak</td></tr><tr><td>Mikroskop stereoskopowy</td><td>Murzider</td><td>MSD204</td><td>Brak</td></tr></tbody></table>

opracowanie małoinwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi

Establishment of a Minimally Invasive Rat Model of Pulmonary Embolism Using Autologous Blood Clots

Zatorowość płucna (PE) jest jedną z głównych przyczyn zgonów z przyczyn sercowo-naczyniowych, powodując znaczne obciążenie społeczno-ekonomiczne. Chociaż obecne metody leczenia koncentrują się przede wszystkim na antykoagulacji i trombolizie, istnieje pilna potrzeba lepszego zrozumienia jej patofizjologii i opracowania nowych strategii leczenia. Modele zwierzęce odgrywają kluczową rolę w zrozumieniu PW i opracowywaniu nowych terapii tej choroby, przy czym gryzonie są powszechnie stosowane ze względów etycznych i kosztowych. Jednak istniejące modele gryzoni dla PE są ograniczone przez brak ustandaryzowanych procedur, co utrudnia odtwarzalność i porównania między badaniami. Badanie to ma na celu ustanowienie minimalnie inwazyjnego szczurzego modelu PE przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Model charakteryzuje się minimalnie inwazyjną techniką pobierania krwi, standaryzowaną procedurą generowania skrzepliny i minimalnie inwazyjnym dostępem do żył. Dodatkowo dostępne są protokoły ilościowego oznaczania obszarów zawału i wizualizacji drzewa tętnic płucnych. Procedury te mają na celu poprawę wiarygodności modeli gryzoni do badania progresji PW i ułatwienie opracowania nowych metod leczenia.

Objawy i patologia modelu PE 
Podczas embolizacji u szczurów wystąpiła duszność, a w klatce piersiowej zaobserwowano zwiększone amplitudy ruchów oddechowych. Prawie wszystkie zwierzęta przeżyły epizod zatorowości płucnej, gdy podano mniej niż 10 cm skrzeplin krwi (14 z 15 zwierząt modelowych). Po powrocie do klatek zwierzęta zwijały się w kątach i wykazywały zmniejszone zainteresowanie pokarmem i wodą. Objawy te ustępowały jednak szybko i w ciągu kilku godzin zwierzęta zachowywały się normalnie. Nie stwierdzono istotnej różnicy w masie ciała między wartością wyjściową a pomiarem 24 h po embolizacji (341.8 ± 10.4 vs. 343.3 ± 8.5, p = 0.25).
Badanie makroskopowe wykazało, że obszary zatorowe (zawałowe) miały kształt klina, znajdowały się głównie w dolnych częściach płuc i posiadały wyraźne granice. Zatory stwierdzono w wierzchołkach obszarów zawałowych, gdzie blokowały one pierwsze i drugie gałęzie tętnicy płucnej. Badanie histopatologiczne z zastosowaniem barwienia hematoksyliną i eozyną potwierdziło zator w gałęzi tętnicy płucnej (Rysunek 4F).
Obciążenie skrzepami krwi i obszar zawału 
W wstępnym badaniu wpływu obciążenia skrzepami krwi na zawał płuc przetestowano zarówno niskie obciążenie skrzepami (kolumna skrzepów o długości 6 cm, 15 skrzepów), jak i wysokie obciążenie skrzepami (kolumna skrzepów o długości 10 cm, 25 skrzepów). Zgodnie z oczekiwaniami, wyższe obciążenie zatorami doprowadziło do powstania większego obszaru zawału płuc (Rycina 5A-C).
Wewnątrzpochodna fibrinoliza w ciągu 24 h 
W porównaniu z próbkami płuc pobranymi bezpośrednio po embolizacji, próbki płuc pobrane 24 h po embolizacji wykazały znacznie mniejsze obszary zawału, co wskazuje na silny potencjał wewnątrzpochodnej fibrinolizy u szczurów (Rycina 5D).
<img alt="Układ do filtracji z wykorzystaniem strzykawki; konfiguracja rurki i strzykawki do przenoszenia cieczy i filtracji." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Konstrukcja generatora zakrzepu i wstrzykiwacza skrzepu krwi. (A) Generator zakrzepu został zmontowany poprzez połączenie rurki silikonowej z igłą dozującą 18 G (średnica zewnętrzna 12 mm) oraz strzykawką 1 mL wypełnioną wcześniej 0,5 mL soli fizjologicznej. (B>) Wstrzykiwacz skrzepu krwi został skonstruowany poprzez połączenie igły dozującej 19 G (średnica wewnętrzna 0,84 mm, średnica zewnętrzna 1,08 mm) z rurką infuzyjną (pojemnikiem na skrzep) oraz strzykawką 5 mL wypełnioną wcześniej 2 mL soli fizjologicznej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Sekwencja procedury chirurgicznej szczura i wyniki w badaniach; diagramy i rezultaty; próbki tkanek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Pobieranie krwi i przygotowanie skrzepu. (A) Szczur został znieczulony i unieruchomiony w pozycji grzbietnej. Białe koło z przerywaną linią oznacza manubrium, służące jako marker powierzchni ciała. Czerwone kropki obok białego koła wskazują miejsca nakłucia w celu uzyskania dostępu do obustronnych żył głównych przedniej części klatki piersiowej (CVC). Dolna część rysunku przedstawia ilustrację sekcyjną względnego położenia manubrium, CVC oraz miejsc nakłucia. (B) Pomyślne pobranie krwi przez prawą żyłę CVC. (C) Wypłukiwanie zakrzepłej kolumny krwi z wykonanego samodzielnie generatora zakrzepów. (D) Skrzepy krwi pochodzące z zakrzepłej kolumny krwi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat procesu gojenia rany z założonymi szwami i drenażem w badaniu nad regeneracją tkanek." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Dostęp do żyły i embolizacja. (A) Odsłonięcie naczyń epigastrycznych powierzchownych poprzez nacięcie skóry o szerokości 5 mm; niebieska strzałka wskazuje żyłę epigastryczną powierzchowną, a czerwona strzałka tętnicę epigastryczną powierzchowną. (B) Izolacja żyły epigastrycznej powierzchownej od otaczających tkanek i zabezpieczenie żyły szwami nylonowymi. (C) Samoróbny wstrzykiwacz zawierający skrzepy krwi. (D) Kaniulacja żyły za pomocą igły dozującej samoróbnego wstrzykiwacza i podanie skrzepów krwi poprzez dostęp żylny. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Analiza tkanki biologicznej, sekcja anatomiczna, opisane obrazy A-F, histologia, badanie patologiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Patologia zatorowości płucnej. (A) Płuca prawidłowe po perfuzji solą fizjologiczną i utrwaleniu w 4% paraformaldehydzie. (B) Płuca prawidłowe wizualizowane za pomocą mieszaniny odlewowej z silikonu i klarowania salicylanem metylu, wykazujące drożne drzewo tętnic płucnych i mikrokrążenie. (C) Płuca bezpośrednio po zatorowości autologicznymi skrzepami krwi, z zaznaczonymi obszarami wskazującymi na zawał płuc spowodowany zatorowością. (D) Płuca chore wizualizowane za pomocą odlewu z mieszaniny silikonowej i klarowania salicylanem metylu; czarne strzałki wskazują zatory blokujące odgałęzienia tętnicy płucnej, a białe przerywane okręgi wskazują obszary dotknięte zatorami, które uległy zawałowi. (E) Sekcja płata lewego płuca wykazująca zatory (czerwone strzałki) w odgałęzieniach tętnicy płucnej. (F) Obrazy mikroskopowe zatorowości skrzeploną krwią w odgałęzieniu tętnicy płucnej z zastosowaniem barwienia hematoksyliną i eozyną. Skala: 200 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Badanie zawału tkanki wykazujące różne stopnie zawału; porównanie wyników eksperymentu kardiologicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66776/66776fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Ilościowe określenie współczynnika zawału płuc. (A) Płuca pobrane bezpośrednio od szczura po embolizacji skrzepami krwi o łącznej długości 10 cm. (B) Płuca pobrane bezpośrednio od szczura po embolizacji zakrzepem o długości 6 cm. (C) Płuca pobrane bezpośrednio od szczura po embolizacji skrzepami krwi o długości 8 cm. (D) Płuca pobrane od szczura 24 h po embolizacji skrzepami krwi o długości 8 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66776/66776fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Opisano szczegółową metodologię tworzenia minimalnie inwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Podano również dodatkowe metody ilościowego określania obszaru zawału i wizualizacji drzewa tętnicy płucnej.

Opracowanie małoinwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi

Pulmonary embolism (PE) is one of the leading causes of cardiovascular death, resulting in a significant socioeconomic burden. Although current treatments ...

Zakres naszych badań ma na celu poprawę wiarygodności i odtwarzalności modeli zatorowości płucnej u gryzoni, które naśladują patofizjologię człowieka. Naszym celem jest znalezienie odpowiedzi na pytanie, w jaki sposób techniki małoinwazyjne są wykorzystywane do indukowania modeli PE, mając nadzieję, że ułatwią one opracowanie nowych strategii terapeutycznych. Nasze protokoły generują autologiczne skrzepy krwi w standardowy sposób i indukują chirurgiczne modele PE gryzoni przy minimalnej inwazyjności, poprawiając w ten sposób wiarygodność i odtwarzalność eksperymentów na PE. Ujawniliśmy, że usuwanie skrzepów jest szybkie u gryzoni. To wyjaśnia, dlaczego model przewlekłego zakrzepowo-zatorowego nadciśnienia płucnego jest trudny do ustalenia. Techniki wizualizacji skrzepów pomogą w opracowaniu niezawodnego modelu zwierzęcego PTAP. Jesteśmy wspólnym laboratorium zarówno inżynierii biomedycznej, jak i klinicznych zespołów sercowo-naczyniowych. Dzięki temu modelowi nasze laboratorium skupi się na opracowywaniu nowatorskich strategii zapobiegania zakrzepowo-zatorowym i powikłaniom PE w oparciu o zaawansowane rozwiązania biomateriałowe.[Narrator] Na początek ułóż znieczulone zwierzę na platformie operacyjnej w pozycji leżącej. Wyciągnij obie cztery kończyny poziomo od ciała i wyprostuj kończyny tylne, aby odpowiednio odsłonić obszar pachwiny. Za pomocą taśmy medycznej zabezpiecz zwierzę w tej pozycji. Użyj golarki elektrycznej, aby ogolić włosy wokół mostka i pachwiny. Następnie rozsmaruj krem do depilacji na resztkach włosów i trzykrotnie zdezynfekuj skórę jodowidonem. Włóż igłę o rozmiarze 27 przymocowaną do jednomililitrowej strzykawki pionowo na głębokość ośmiu milimetrów, aby nakłuć lewą lub prawą żyłę główną czaszki. Następnie przytrzymaj strzykawkę i delikatnie odciągnij tłok, aby wytworzyć podciśnienie w cylindrze. Stopniowo wyjmować igłę, aż zacznie napływać krew. Następnie utrzymuj tę pozycję, aż do pobrania 0,3 mililitra krwi. W celu przygotowania skrzepu krwi wepchnij zebraną krew do 1,5 mililitrowej probówki wirówkowej. Następnie wciągnij krew do silikonowej rurki samodzielnie wykonanego generatora skrzepliny, aż kolumna krwi osiągnie 10 centymetrów długości. Odczekaj 30 minut, aby krew mogła się skrzepnąć. Następnie przepłukać kolumnę krwi skrzepliny na szalkę Petriego zawierającą sól fizjologiczną. Następnie za pomocą cienkich nożyczek pokrój kolumnę skrzepliny na jednolite skrzepliny krwi, każdy o długości czterech milimetrów. Narysuj od 15 do 25 skrzepów do samodzielnie wykonanego wtryskiwacza wstępnie napełnionego dwoma mililitrami normalnej soli fizjologicznej. Po zdezynfekowaniu obszaru operacyjnego znieczulonego szczura należy wykonać pięciomilimetrowe nacięcie skóry powyżej początku powierzchownych naczyń nadbrzusza w okolicy pachwiny. Za pomocą mikroskopu stereoskopowego z 10-krotnym powiększeniem oddziel cienką warstwę podskórnej tkanki tłuszczowej, aby odsłonić powierzchowne naczynia nadbrzusza. Ostrożnie odizoluj powierzchowną żyłę nadbrzusza od tętnicy, nerwu i tkanki tłuszczowej. Następnie kontroluj dystalną stronę za pomocą 8-0 Sterylny szew i zacisnąć szew za pomocą mikrozacisku. Kontroluj bliższą stronę za pomocą 8-0 sterylna pętla do szwów przymocowana do innego mikrozacisku. Zawiąż dystalną pętlę i przeciąć żyłę za pomocą kauteryzatora. Następnie wykonaj małe poprzeczne nacięcie po dystalnej stronie izolowanej żyły i przepłucz pozostałą krew w świetle żyły zwykłą solą fizjologiczną. Gdy żyła jest oczyszczona, użyj mikropęsety, aby powiększyć nacięcie żylne. W celu embolizacji delikatnie włóż igłę samodzielnie wykonanego wstrzykiwacza do żyły przez nacięcie żyły. Zabezpiecz igłę trzecim zaciskiem, aby zapobiec jej wysunięciu się z żyły. Następnie powoli naciskaj tłok, aby podać niewielką ilość soli fizjologicznej. Kontynuować naciskanie tłoka, aby podać skrzepy do żyły udowej przez powierzchowny dostęp do żyły w nadbrzuszu. Podwiązać żyłę za pomocą szwu proksymalnego. Na koniec zszyj nacięcie. Po eutanazji szczura z przedawkowaniem izofluranu, odetnij żebra dużymi nożycami i otwórz klatkę piersiową, unikając uszkodzenia płuc i dużych naczyń. Teraz włóż igłę urządzenia infuzyjnego do lewej komory. Otworzyć zawór urządzenia infuzyjnego, aby umożliwić infuzję soli fizjologicznej w postaci heparyny. Za pomocą nożyczek odetnij żyłę główną dolną i lewy wyrostek, aby umożliwić drenaż. Kontroluj prędkość perfuzji na poziomie 50 mililitrów na minutę. Po perfuzji, za pomocą 10-mililitrowej strzykawki wypełnionej czteroprocentowym roztworem paraformaldehydu, nakłuj pień tętnicy płucnej przez prawą komorę. Napraw tkankę płucną, wykonując czteroprocentową obfitość paraformaldehydu przez płuca do całkowitej objętości 30 mililitrów. W celu wizualizacji drzewa tętniczego płuc dodaj równą ilość rozcieńczalnika do silikonowej masy odlewniczej. Po wymieszaniu mieszaniny dodaj pięć procent utwardzacza i ponownie wymieszaj mieszaninę. Następnie pobrać jeden mililitr mieszaniny do jednomililitrowej strzykawki. Wydmuchnąć powietrze i wprowadzić igłę do pnia tętnicy płucnej przez prawą komorę. Delikatnie nacisnąć tłok, aby mieszanina odlewu silikonowego wypełniła drzewo tętnicy płucnej. Umieść całą masę na szalce Petriego przed przechowywaniem jej przez noc w lodówce o temperaturze czterech stopni Celsjusza, aby umożliwić krystalizację mieszaniny odlewniczej. Zanurz płuca kolejno w roztworach alkoholu etylowego 25%, 50%, 75%, 95% i 100% każdy na 24 godziny. Zanurz odwodnione płuca w salicylanie metylu na 24 godziny. Bezpośrednio po embolizacji w wyekstrahowanych płucach pojawiły się autologiczne skrzepy krwi i obszary z zawałem płuc. Większe obciążenie zatorem skutkowało większą powierzchnią zawału płuc. W porównaniu z próbkami płuc pobranymi natychmiast po embolizacji, próbki płuc pobrane 24 godziny po embolizacji wykazały znacznie zmniejszone obszary zawału, co wskazuje na silny wewnętrzny potencjał fibrynolizy u szczurów. Ten rysunek przedstawia drzewo tętnicze płuc po zagiśnięciu i oczyszczeniu tkanek dla normalnych płuc i dla płuc z zatorowością płucną.

establishment-minimally-invasive-rat-model-pulmonary-embolism-using

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film pokazuje procedurę ustanawiania modelu szczura krwotoku podpajęczynówkowego. Znieczulonemu szczurowi wszczepia się sondy do pomiaru ciśnienia śródczaszkowego i przepływu krwi w mózgu. Miejsce docelowe jest identyfikowane, a igła jest wprowadzana w pozycji wstępnej chiazmatycznej. Krew autologiczna jest następnie wstrzykiwana do przestrzeni podpajęczynówkowej, zwiększając ciśnienie śródczaszkowe i zmniejszając przepływ krwi w mózgu, ustanawiając model.

Ustalenie modelu szczurzego krwotoku podpajęczynówkowego wywołanego przez autologiczne wstrzyknięcie krwi

Płuco jest perfundowane zarówno przez tętnicę oskrzelową systemową, jak i tętnice płucne.  W większości patologii płuc to mniejsze uczynki układowe wykazują solidną neowaskularyzację.  Zatrzymanie przepływu krwi w płucach sprzyja energicznej angiogenezie oskrzeli.  Zapewniamy chirurgiczne szczegóły indukowania niedokrwienia lewej tętnicy płucnej, które sprzyja neowaskularyzacji oskrzeli.

Angiogeneza w niedokrwiennym płucu szczura

W tym artykule demonstrujemy standardową metodę wytwarzania zatorowej niedrożności tętnicy środkowej mózgu z homologicznymi skrzepami krwi (bogatymi w fibrynę) u dorosłego szczura. Model ten ściśle naśladuje udar niedokrwienny u ludzi i nadaje się do badań przedklinicznych nad terapią trombolityczną udaru niedokrwiennego.

Zatorowa niedrożność tętnicy środkowej mózgu (MCAO) w udarze niedokrwiennym z homologicznymi zakrzepami krwi u szczurów

Tutaj tworzymy nowatorski szczurzy model zakrzepicy zatoki strzałkowej (SSS) metodą Sprague'a-Dawleya (SD) za pomocą metody embolizacji nici, a stabilność i niezawodność modelu zostały zweryfikowane.<br...

Ustalenie szczurzego modelu niedrożności zatoki strzałkowej górnej za pomocą metody zatorowości gwintowanej

Tutaj prezentujemy optymalizacje modelu przeszczepu płuc szczurów, które służą poprawie wyników. Zapewniamy przewodnik po rozmiarach mankietów w oparciu o masę ciała, strategię pomiaru w celu ustalenia 4. przestrzeni międzyżebrowej oraz metody zamykania ran i pobierania płynu BAL (płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe) i tkanek.

Model przeszczepu płuc szczura uszkodzenia cieplnego niedokrwienia/reperfuzji: optymalizacje w celu poprawy wyników

Protokół przedstawia wykonalną, niezawodną i powtarzalną metodę zaciskania wnęki lewej płucy, która może być wykorzystana do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego płuc w modelach mysich.

Mysi lewy klamra płucny Hilar Clamp Urazu Reperfuzyjnego Niedokrwienia Płuc

W badaniu opisano model ostrego uszkodzenia płuc po niedokrwieniu trzewnym-reperfuzji podczas krzyżowego zaciskania aorty przez nadceliakię za pomocą laparotomii u szczurów. Umożliwia badanie zarówno klinicznych, jak i biologicznych skutków zaciskania aorty, a także wpływu niedokrwienno-reperfuzyjnego na leżące poniżej narządy i odległe urazy płuc.

Model ostrego uszkodzenia płuc po reperfuzji niedokrwienia trzewnego za pomocą krzyżowego zaciskania aorty nadceliakialnej u szczurów

To badanie przedstawia świński model zatorowości płucnej (PE) wykorzystujący duże autologiczne zatory replikujące ostry PW pośredniego ryzyka. Model doskonale nadaje się do oceny zarówno patofizjologii, jak i odpowiedzi na leczenie.

Świński model ostrej autologicznej zatorowości płucnej

Tutaj przedstawiono metodę wywoływania tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc (PF-PH) model szczurzy poprzez wstrzykiwanie bleomycyny do dróg oddechowych. Zapewniamy również podejście krok po kroku do walidacji tego modelu zwierzęcego.

Ustalenie i walidacja szczurzego modelu tętniczego nadciśnienia płucnego związanego ze zwłóknieniem płuc

Protokół ten opisuje ulepszoną technikę ortotopowego przeszczepu lewego płuca u szczurów, koncentrując się na zmniejszeniu trudności operacyjnych i poprawie wskaźników przeżycia.

Ortotopowy przeszczep lewego płuca u szczurów

Poznaj małoinwazyjną metodę indukcji zatorowości płucnej u szczurów przy użyciu autologicznych skrzepów krwi. Technika ta poprawia powtarzalność modelu i umożliwia wizualizację drzewa tętniczego płuc.

Opracowanie małoinwazyjnego szczurzego modelu zatorowości płucnej przy użyciu autologicznych skrzepów krwi

Przeglądaj więcej filmów