Name: Dostęp do mózgu świni za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej Kraniektomia (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-05T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 26 s
Description: Naucz się techniki kraniotomii u świni rasy Danish Landrace przy użyciu szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej. Ta metoda umożliwia neuromonitorowanie i badania farmakokinetyczne w tkance mózgowej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną wyrazić naszą wdzięczność za wsparcie i doświadczenie techniczne, którym podzielił się personel Laboratorium Biomedycznego Szpitala Uniwersyteckiego w Aalborgu, Dania.

Wszystkie opisane eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone w Szpitalu Uniwersyteckim w Aalborgu w Danii, zgodnie z istniejącymi przepisami i za zgodą Duńskiego Inspektoratu Eksperymentów na Zwierzętach (licencja nr 2020-15-0201-00401). Do badań wykorzystano świnie domowe, samice o wadze około 40 kg i wieku 3 miesięcy. Szczegóły dotyczące stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów.
1. Mieszkanie podmiotu
<ol>
	<li>Pacjenci przebywający w domu w grupach z 12-godzinnymi cyklami światła/ciemności w zatwierdzonych kojcach przez co najmniej 7 dni przed zabiegiem chirurgicznym, aby zapewnić aklimatyzację.</li>
</ol>
2. Znieczulenie i monitorowanie
<ol>
	<li>Uspokoić zwierzę wstrzyknięciem domięśniowym 2 ml/10 kg mieszaniny zawierającej tyletyminę 6,25 mg/ml, ketaminę 6,25 mg/ml, zolazepam 6,25 mg/ml, butorfanol 1,25 mg/ml i ksylazynę 6,25 mg/ml.</li>
	<li>Ułóż zwierzę w pozycji leżącej na kocu grzewczym, aby zapewnić optymalną termoregulację.</li>
	<li>Zaintubuj pacjenta rurką o rozmiarze 6,57 i przewietrz go mechanicznie nienawilżonym powietrzem, o objętości oddechowej 8 ml / kg i częstości oddechów 16-20 oddechów / min zgodnie z wydechowymi stężeniami CO2 na końcu oddechu <6,0 kPa. 
	UWAGA: Zapewnia to również prawidłowe umieszczenie rurki w tchawicy.</li>
	<li>Utrzymuj znieczulenie przez wdychanie 1% do 2% sewofluranu.</li>
	<li>Ostrożnie nałóż maść okulistyczną na oba oczy pacjenta, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.</li>
	<li>Upewnij się, że stopień znieczulenia jest znieczulony, sprawdzając odruchy rzęskowe i odpowiednio dostosowując sewofluran.</li>
	<li>Wprowadź cewnik do pęcherza moczowego z termometrem do pęcherza pacjenta przez cewkę moczową, aby monitorować temperaturę i zbierać mocz w worku cewnikowym.</li>
	<li>Monitoruj parametry życiowe zwierzęcia przez cały czas trwania zabiegu. 
	UWAGA: Parametry życiowe obejmują puls, ciągłe ciśnienie tętnicze krwi, temperaturę i CO2 w końcówce oddechu.</li>
	<li>Wprowadzić centralny cewnik żylny (osłonka 6 Fr) do prawej żyły szyjnej przez przezskórne nakłucie i używać go do ciągłego wlewu soli fizjologicznej (NaCl, 0,9%), wlewu leku i eutanazji pod koniec badania.</li>
</ol>
3. Pozycjonowanie zwierząt
<ol>
	<li>Ułóż osobę w pozycji leżącej z uniesioną głową i ustabilizowaj ją workami z piaskiem, aż kość czołowa znajdzie się prawie poziomo, aby zapewnić optymalną pozycję. 
	UWAGA: Upewnij się, że głowa jest nieco unieruchomiona, aby zapobiec niepożądanym ruchom.</li>
	<li>Ogol włosy z pola operacyjnego za pomocą trymera lub maszynki do golenia.</li>
</ol>
4. Przygotowanie sprzętu chirurgicznego
<ol>
	<li>Przygotuj sprzęt chirurgiczny zgodnie z listą w tabeli materiałów.</li>
</ol>
5. Odsłanianie kości czołowej
<ol>
	<li>Zidentyfikuj wypukłość karkową i ogonowy aspekt każdego górnego grzebienia oczodołu (<silna klasa="xfig">Rysunek 1), aby określić oczekiwaną strzałkową linię środkową.</li>
	<li>Rozpocznij od nacięcia linii środkowej za pomocą skalpela nr 24, aby przeciąć zarówno skórę, jak i galea aponeurotica na okostnej kości czołowej.</li>
	<li>Zetrzyj krew wacikami chirurgicznymi.</li>
	<li>Stopniowo oddzielaj galea aponeurotica od leżącej poniżej kości czołowej wokół nacięcia za pomocą 12 mm spłaszczonego rongeur.</li>
	<li>Użyj retraktora chirurgicznego, aby oddzielić galea aponeurotica i odsłonić leżącą pod spodem kość czołową (<silna klasa="xfig">Ryc. 2).</li>
</ol>
6. Rozpoznawanie anatomicznych punktów orientacyjnych odsłoniętej kości czołowej
<ol>
	<li>Zidentyfikuj szew strzałkowy jako odniesienie dla anatomicznej linii środkowej i szwu koronalnego (<silna klasa="xfig">Ryc. 2).</li>
	<li>Zidentyfikuj trzy struktury kostne za pomocą ręcznego badania palpacyjnego: wypukłość karkową i ogonowy aspekt obu górnych grzebieni oczodołu (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1 i <silna klasa = "xfig" > Rysunek 3). 
	UWAGA: Te punkty orientacyjne tworzą trójkąt, w obrębie którego wykonywana jest kraniektomia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1 i <silna klasa="xfig">Rysunek 4A).</li>
</ol>
7. Dostęp do opony twardej
<ol>
	<li>Za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej z zaokrąglonym zadziorem pokrytym diamentem (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A), zdefiniuj każdy róg prostokąta w granicach wcześniej zdefiniowanego trójkąta.</li>
	<li>Połącz każdy róg za pomocą zaokrąglonego diamentowego zadzioru o średnicy 4 mm, aby zapewnić prawidłowe położenie otworu (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 4B).</li>
	<li>Stopniowo rozrzedzaj kość czołową za pomocą zaokrąglonego diamentowego zadzioru o średnicy 4 mm, aż opona twarda zostanie odsłonięta. 
	UWAGA: Unikaj pierwszego punktu kontaktu z oponą twardą w linii środkowej, odpowiadającego szwowi strzałkowemu (<silna klasa="xfig">Ryc. 1), ponieważ tutaj znajduje się duża grzbietowa zatoka strzałkowa. Perforacja w tym miejscu może spowodować znaczny krwotok żylny.</li>
	<li>Użyj pierwszego punktu kontaktu z oponą twardą, aby wizualnie ocenić grubość pozostałej kości czołowej.</li>
	<li>Kontynuuj ostrożne przerzedzanie kości czołowej w zdefiniowanym prostokącie za pomocą zaokrąglonego frezu diamentowego o średnicy 4 mm. 
	UWAGA: Pył kostny należy zachować na późniejszą hemostazę krwawienia z żył lub odsłoniętą gąbczastą kość czołową.</li>
	<li>Wsuń 3 mm dysektor pod wystarczająco cieńszą kość wokół płytki kostnej i odłup go delikatnym ręcznym naciskiem, aby rozszerzyć otwór do opony twardej. 
	UWAGA: Naprzemiennie wiercić i odłupywać kość, aż odsłoniętych zostanie wiele punktów opony twardej wokół płytki kostnej.</li>
	<li>Nałóż sterylną sól fizjologiczną za pomocą strzykawki, aby oczyścić widok.</li>
</ol>
8. Usunięcie płytki kostnej
<ol>
	<li>Włożyć 3 mm dysektor pod płytkę kostną i stopniowo naciskać w dół na jego uchwyt, aby odłamać płytkę kostną. 
	UWAGA: Leżąca pod spodem opona twarda powinna być teraz odsłonięta, odsłaniając kontury obu półkul mózgowych (<silna klasa="xfig">Ryc. 5 i <silna klasa="xfig">Ryc. 6).</li>
	<li>Oceń integralność opony twardej, dokonując oględzin pod kątem wycieków płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF). 
	UWAGA: Obie półkule wzniosą się w pulsacji synchronicznej, jeśli nie ma znaczących defektów w oponie twardej.</li>
	<li>Zatrzymać drobne krwawienia żylne za pomocą zaoszczędzonego pyłu kostnego lub ostrożnie stosując koagulację monopolarną lub bipolarną z kauteryzacją pod niskim napięciem. 
	UWAGA: Spodziewane są niewielkie krwawienia żylne z żył emisariuszy lub diploicznych.</li>
</ol>
9. Ochrona odsłoniętej opony twardej
<ol>
	<li>Przykryj odsłoniętą oponę twardą sterylnym wacikiem chirurgicznym nasączonym sterylnym roztworem soli fizjologicznej, aby zapobiec wysuszeniu tkanki znajdującej się pod spodem.</li>
</ol>
10. Zakładanie cewników do mikrodializy (MDC)
<ol>
	<li>Użyj grzbietowej zatoki strzałkowej jako odniesienia dla linii środkowej. Umieścić cewnik do mikrodializy (MDC) w świetle jednorazowej igły 18 G. Przebić oponę twardą 10 mm bocznie od grzbietowej zatoki strzałkowej igłą pod kątem 10°-15° w kierunku czaszkowo-rostralnym, aż 20 mm igły znajdzie się w tkance.</li>
	<li>Powoli wycofaj igłę, upewniając się, że MDC pozostaje w tym samym miejscu w powierzchownej korze mózgowej.</li>
	<li>Bezpiecznie przymocuj cewnik do pobliskiej skóry, aby zapobiec zwichnięciu MDC. 
	UWAGA: Upewnij się, że końcówka MDC nie styka się z ostrą końcówką igły, aby uniknąć uszkodzenia.</li>
	<li>Powtórz procedurę, używając grzbietowej zatoki strzałkowej jako odniesienia linii środkowej. Umieścić MDC w igle, jak opisano powyżej, i przebić oponę twardą na przeciwległej półkuli 15 mm od linii środkowej z igłą prostopadłą (kąt 90°).
	<ol>
		<li>Wbić igłę na 20 mm przed jej powolnym wycofaniem zgodnie z opisem, pozostawiając MDC w podkorowej tkance mózgowej. Zabezpiecz MDC zgodnie z powyższym opisem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj jednorazową plastikową strzykawkę o pojemności 2 ml z jednorazową igłą 18 G. Napełnij strzykawkę 0,5 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej.</li>
	<li>Wbić oponę twardą 20 mm w bok od linii środkowej, trzymając igłę pod kątem 45° skierowaną w stronę linii środkowej. Powoli wprowadzaj igłę po 1 mm na raz, delikatnie zasysając przy każdym kroku wprowadzania.</li>
	<li>Strzykawkę należy obserwować podczas każdej aspiracji, aż do uzyskania płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF).</li>
	<li>Oddzielić igłę od strzykawki, trzymając igłę w tym samym anatomicznym miejscu. Wprowadzić MDC przez igłę do komory bocznej, aż do wyczucia oporu.</li>
	<li>Bezpiecznie przymocuj MDC taśmą chirurgiczną, jak opisano powyżej.</li>
</ol>
11. Mikrodializa (MD)
<ol>
	<li>Podłącz każdy cewnik do mikrodializy (MDC) do oddzielnej pompy do mikrodializy.</li>
	<li>Rozpocznij proces mikrodializy, przepompowując sterylną sól fizjologiczną przez MDC i zbierając ją do odpowiedniej próbki. Zapewnić przepływ przez każdy MDC, obserwując zawartość soli fizjologicznej w każdej próbce.</li>
	<li>Rozpocznij okres kalibracji tkanek trwający 30 minut ciągłej mikrodializy przy natężeniu przepływu 1 μl/min.</li>
</ol>
12. Eutanazja
<ol>
	<li>Podać bolus pentobarbitalu dożylnie (50 mg/kg) przez centralny cewnik żylny (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).</li>
	<li>Obserwuj krzywe pulsu, ciśnienia krwi i końcowej krzywej CO2 na respiratorze pod kątem płaskiej linii jako potwierdzenia zatrzymania akcji serca.</li>
</ol>

An Efficient High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy to Access the Porcine Brain

<ol><li>Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+animal+models+for+brain+abscess%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Experimental animal models for brain abscess: a systematic review.</a> Br J Neurosurg. , 1-8 (2022).</li>
<li>Bassols, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pig+as+an+animal+model+for+human+pathologies%3A+A+proteomics+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics+Clin+Appl%22%5BJournal%5D)">The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective.</a> Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).</li>
<li>Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pig%3A+A+model+for+human+infectious+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The pig: A model for human infectious diseases.</a> Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).</li>
<li>Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swine+as+models+in+biomedical+research+and+toxicology+testing%5BTitle%5D)+AND+%22Vet+Pathol%22%5BJournal%5D)">Swine as models in biomedical research and toxicology testing.</a> Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).</li>
<li>Lind, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+pigs+in+neuroscience%3A+Modeling+brain+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Biobehav+Rev%22%5BJournal%5D)">The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders.</a> Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).</li>
<li>Hoffe, B., Holahan, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+pigs+as+a+translational+model+for+studying+neurodegenerative+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Physiol%22%5BJournal%5D)">The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases.</a> Front Physiol. 10, 838(2019).</li>
<li>Ettrup, K. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+surgical+techniques+in+the+g%C3%B6ttingen+minipig%3A+Intubation%2C+bladder+catheterization%2C+femoral+vessel+catheterization%2C+and+transcardial+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion.</a> J Vis Exp. (52), e2652(2011).</li>
<li>Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+telencephalon+of+the+G%C3%B6ttingen+minipig%2C+cytoarchitecture+and+cortical+surface+anatomy%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Struct+Funct%22%5BJournal%5D)">The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy.</a> Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).</li>
<li>Hou, N., Du, X., Wu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+pig+models+of+human+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Model+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Advances in pig models of human diseases.</a> Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).</li>
<li>Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordström, C. H., Nielsen, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+metabolic+changes+related+to+oxidative+metabolism+in+a+model+of+bacterial+meningitis+induced+by+lipopolysaccharide%5BTitle%5D)+AND+%22Neurocrit+Care%22%5BJournal%5D)">Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide.</a> Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).</li>
<li>Kyllar, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiography%2C+computed+tomography+and+magnetic+resonance+imaging+of+craniofacial+structures+in+pig%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vet+Med+C%3A+Anat+Histol+Embryol%22%5BJournal%5D)">Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig.</a> J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).</li>
<li>Mariager, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+evaluation+of+single-dose+moxifloxacin+concentrations+in+brain+extracellular+fluid%2C+cerebrospinal+fluid%2C+and+plasma%3A+A+novel+porcine+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Antimicrobial+Chemother%22%5BJournal%5D)">Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model.</a> J Antimicrobial Chemother. , (2024).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Zademonstrowana procedura składa się z kilku kluczowych etapów. Po pierwsze, dokładne zaplanowanie lokalizacji kraniektomii ma kluczowe znaczenie ze względu na skład czaszki świni. Ponieważ grubość kości czołowej świni zwiększa się na krawędziach bocznych, umieszczenie otworu zbyt bocznie11 może utrudnić dotarcie do opony twardej podczas wiercenia. Dodatkowo prawidłowe zlokalizowanie otworu w linii środkowej jest ważne, aby zmniejszyć ryzyko niezamierzonego uszkodzenia leżącej poniżej grzbietowej zatoki strzałkowej. Należy jednak zauważyć, że świnie wykazują znaczne indywidualne różnice w składzie czaszki i nie wszystkie świnie wykazują wyraźnie zdefiniowany szew strzałkowy lub koronowy, niestety11. Dlatego metoda przedstawiona w tej procedurze opiera się na bardziej ogólnych anatomicznych punktach orientacyjnych, takich jak grzebień karkowy i wypukłości oczodołu, aby poprawić dokładność lokalizacji kraniektomii.
Podczas gdy zaokrąglone wiertło przy dużych prędkościach jest wydajne, wiąże się również z dużym ryzykiem przypadkowych uszkodzeń opony twardej, zwłaszcza w początkowym miejscu kontaktu. Stopniowe zdobywanie doświadczenia praktycznego może pomóc w obniżeniu tego ryzyka. Jednak pneumatyczne wiertarki szybkoobrotowe są na ogół drogie w porównaniu z alternatywami, takimi jak zwykłe wiertarki ręczne, co jest znacznym ograniczeniem. Można argumentować za ulepszeniem procedury poprzez użycie ręcznego wiertła czaszkowego do początkowego kontaktu opony twardej, a następnie kraniotomii na stopie. Takie podejście może zmniejszyć ryzyko uszkodzeń opony twardej, ponieważ opona twarda nie byłaby narażona na działanie szybko poruszających się obiektów. Jednak z naszego doświadczenia wynika, że różna grubość i rozmieszczenie sinusoid w kości czołowej świni sprawia, że stosowanie zwykłych kraniotomów jest trudne.
Ogólnym celem prezentowanej metody jest uzyskanie wizualnego dostępu do dużej części mózgu świni za pomocą praktycznej, prostej i efektywnej czasowo procedury. Uważamy, że zademonstrowana procedura ma kilka zalet w porównaniu z mniej inwazyjnymi procedurami, takimi jak kraniotomia z otworami w zadziorach. Po pierwsze, metoda ta odsłania znacznie większą część (około 20 cm2) mózgu świni w porównaniu z kraniotomią z pojedynczym otworem (0,7-1,5 cm2, w zależności od średnicy wiertła). Pozwala to nie tylko na znaczną instrumentalizację mózgu (np. wprowadzenie drenów komorowych, czujników neuronalnych, wielu cewników, sond lub elektrod stymulujących), ale także poprawia nawigację w określonych obszarach mózgu za pomocą widocznych struktur, takich jak boczne granice półkuli, kontury zakrętu lub grzbietowa zatoka strzałkowa. Po drugie, sam mózg nie ulega uszkodzeniu podczas zabiegu, jeśli jest wykonywany prawidłowo, co może być osiągnięte stosunkowo szybko przez doświadczonego praktyka.
Chociaż zademonstrowana procedura została wykorzystana do opisania penetracji śródmózgowej moksyfloksacyny w badaniu świń bez przeżycia12, uważamy, że metoda ta jest również odpowiednia dla badań nad przeżyciem. Ponowne włożenie płytki kostnej i zamknięcie leżącej nad nią tkanki skórnej za pomocą szwów pozwoliłoby świni obudzić się bez szwanku po zabiegu. Byłoby to jednak praktycznie i etycznie wykonalne tylko wtedy, gdyby podstawowa kora mózgowa pozostała stosunkowo nienaruszona w wyniku ewentualnej instrumentalizacji, zapewniając nienaruszony stan neurologiczny. Badania nad przeżywalnością tego rodzaju wymagałyby ścisłych technik antyseptycznych i ścisłego monitorowania pooperacyjnego świń pod kątem oznak deficytów neurologicznych spowodowanych urazem chirurgicznym lub krwotokiem, takich jak krwiaki nadtwardówkowe.
Ogólnie rzecz biorąc, uważamy, że przedstawiona metoda jest prosta, powtarzalna i ma znaczące zastosowania w różnych przyszłych modelach świń istotnych dla ośrodkowego układu nerwowego (OUN), szczególnie w przypadkach, gdy potrzebna jest znaczna instrumentalizacja i/lub monitorowanie nieprzerwanego mózgu świni.

Generalnie, modele zwierzęce są używane, gdy praktyczne i/lub etyczne ograniczenia zabraniają korzystania z ludzkich pacjentów do badania chorób lub testowania metod chirurgicznych. Nowatorskie modele zwierzęce są na ogół tworzone w celu dostarczenia nowej wiedzy o wartości translacyjnej dla warunków ludzkich. Gryzonie są często wykorzystywane ze względów praktycznych i finansowych, ale mają ograniczoną wartość translacyjną dla ludzi, zwłaszcza ze względu na znaczne różnice anatomiczne1. Świnie mają jednak kilka zalet w porównaniu z gryzoniami. Nie tylko świnie mają kilka kluczowych cech anatomicznych, fizjologicznych, metabolicznych i genetycznych z ludźmi, ale rozmiar układów narządów świń może być dopasowany wagowo, aby przypominał ludzkie narządy2,3. Daje to świniom wyjątkową rolę wśród chirurgicznych modeli zwierzęcych i w treningu proceduralnym4. Chociaż wykorzystanie modeli świń wymaga pewnych zdolności praktycznych i finansowych w porównaniu z wykorzystaniem gryzoni, świnie stanowią zarówno finansową, jak i etycznie bardziej akceptowalną opcję w porównaniu z wykorzystaniem naczelnych.
Mózg świni jest szczególnie interesujący w translacyjnych badaniach neurologicznych. Po pierwsze, architektura mózgu świni jest podobna do architektury mózgu ludzkiego, ponieważ oba są zdominowane przez istotę białą i gyrencephalic3,5,6. Po drugie, większy rozmiar mózgu u świń w porównaniu z gryzoniami pozwala na użycie sprzętu chirurgicznego i różnych metod obrazowania równoważnych z tymi stosowanymi w warunkach klinicznych7,8. W związku z tym różne modele świń były szeroko stosowane w badaniach neurobiologicznych w ostatnich dziesięcioleciach9. Większość tych modeli ośrodkowego układu nerwowego świń wymaga jednak bezpośredniej analizy tkanki mózgowej, którą można uzyskać na różne sposoby (np. implantacja cewników lub elektrod, biopsje tkanek itp.)10. Ponieważ większość z tych metod wymaga pewnego stopnia instrumentalizacji i bezpośredniego dostępu do mózgu, należy rozważyć różne podejścia do dostępu chirurgicznego.
Ta metoda polega na wykonaniu kraniektomii przedniej przez kość czołową u 3-miesięcznej samicy duńskiej świni rasy Landrace, której podawano środki uspokajające. Ogólnym celem tego manuskryptu jest opisanie metody odsłaniania dużej części brzusznego mózgu świni przez kraniektomię przy użyciu pneumatycznej wiertarki szybkoobrotowej. Pierwszym krokiem jest ustawienie obiektu w odpowiedniej pozycji z uniesioną głową. Ponieważ czaszka świni znacznie różni się od czaszki człowieka, drugi krok polega na zaplanowaniu umiejscowienia kraniektomii przy użyciu różnych anatomicznych punktów orientacyjnych. Trzecim krokiem jest uzyskanie dostępu do leżącej pod spodem opony twardej pokrywającej obie półkule bez jej uszkodzenia.

<table><tbody><tr><td>Plastikowe strzykawki 10 ml</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>303219</td><td></td></tr><tr><td>107 Pompa do mikrodializy</td><td>M Dializa</td><td>P000127</td><td>&nbsp; 107 Pompa do mikrodializy</td></tr><tr><td>2 ml plastikowe strzykawki</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>300928</td><td></td></tr><tr><td>25 mm, igły 18 G</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>304100</td><td></td></tr><tr><td>Podgrzewacz Bair Hugger</td><td>3M</td><td>B5005241003</td><td></td></tr><tr><td>Bair Hugger Koc grzewczy</td><td>3M</td><td>B5005241003</td><td></td></tr><tr><td>Baterytka do pompy do mikrodializy</td><td>M 8001788</td><td></td> <td>dializyBateria 6V, 106 i Dysekcja pompy MD</td></tr><tr><td></td><td>Karl Storz</td><td>223535</td><td>Flif 3 mm dysekcja</td></tr><tr><td>Rurka dotchawicza rozmiar 6,5</td><td>DVMed</td><td>DVM-107860</td><td>Mankiet dotchawiczy</td></tr><tr><td>Euthasol Vet</td><td>Dechra Veterinary Products A/S</td><td>380019</td><td>fentobarbital do eutanazji, 400 mg/ml</td></tr><tr><td>Farabeuf Rougine</td><td>Mahr Chirurgiczny</td><td></td><td>rougine z płaską główką (12 mm)</td></tr><tr><td>Foley Cewnik 12 F</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>D175812E</td><td>Kotter z wbudowanym czujnikiem</td></tr><tr><td>termicznym Osłonka dożylna</td><td>Coris Avanti</td><td></td><td>Avanti Cordis Pochewka udowa 6 F</td></tr><tr><td>Mikrodializy cewniki mózgu</td><td>M Dializa</td><td>P000050</td><td>długość membrany 10 mm -trzonek 100 mm 4/szt</td></tr>. <tr><td>Strzykawka do mikrodializy</td><td>M Dializa</td><td>8010191</td><td>&nbsp; 106 Pompa&nbsp; Strzykawka 20/pkg</td></tr><tr><td>Mikrofiolki do pobierania próbek mikrodializy</td><td>M Dializa</td><td>P000001</td><td>Microfiolki 250/pkg</td></tr><tr><td>Stół</td><td></td><td></td><td></td>operacyjny</tr><tr><td>Pneumatyczna wiertarka szybkoobrotowa</td><td>Wiertarka Medtronic</td><td></td><td>Medtronic Midas Rex 7</td></tr><tr><td></td><td>Respirator Primus Dr&auml; ger</td><td></td><td>Respirator z wbudowanym parownikiem do dodatkowego znieczulenia Sevofluran</td></tr><tr><td>Zaokrąglone wiertło diamentowe</td><td>Medtronic</td><td>7BA40D-MN</td><td></td></tr><tr><td>Zwijacz samozabezpieczający</td><td>Światowe instrumenty precyzyjne</td><td>501722</td><td>Zwijacz Weitlandera, samonastawny, 14 cm</td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna</td><td>Fresnius Kabi</td><td>805541</td><td>1000 ml</td></tr><tr><td>Sterylne wymienniki</td><td></td> chirurgiczne<td></td><td></td></tr><tr><td>Skalpel chirurgiczny nr 24</td><td>Swann Morton</td><td>5.03396E+12</td><td>Swann Morton Sterylny skalpel jednorazowy nr 24</td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Vet Virbac</td><td></td><td>Mieszanka medyczna do indukcji znieczulenia</td></tr></tbody></table>

dostęp do mózgu świni za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej kraniektomia

Accessing the Porcine Brain via High-Speed Pneumatic Drill Craniectomy

Wykorzystanie świń jako eksperymentalnego modelu zwierzęcego jest szczególnie istotne w badaniach neurobiologicznych, ponieważ ośrodkowy układ nerwowy (OUN) u świń i człowieka ma wiele ważnych właściwości funkcjonalnych i architektonicznych. W związku z tym oczekuje się, że świnie będą odgrywać coraz ważniejszą rolę w przyszłych badaniach nad różnymi chorobami neurologicznymi. W tym miejscu opisano metodę wykonywania kraniektomii przedniej przez kość czołową świni. Po nacięciu linii środkowej, a następnie odsłonięciu kości czołowej świni, stosuje się anatomiczne punkty orientacyjne, aby zapewnić optymalną lokalizację kraniektomii. Poprzez staranne i stopniowe ścieńczenie kości czołowej za pomocą zaokrąglonego wiertła uzyskuje się prostokątny otwór do opony twardej i leżących poniżej półkul mózgowych. Przedstawiona metoda wymaga pewnych materiałów chirurgicznych, w tym pneumatycznej wiertarki szybkoobrotowej, oraz pewnego doświadczenia chirurgicznego. Potencjalne powikłania obejmują niezamierzone uszkodzenia opony twardej lub grzbietowej zatoki strzałkowej. Metoda jest jednak prosta, efektywna czasowo i oferuje badaczom wysoki stopień odtwarzalności. Jeśli technika ta zostanie wykonana prawidłowo, duża część zdrowego mózgu świni zostanie poddana różnym neuromonitorowaniu lub analizom.

Pozycja głowy świni na brzuchu zapewnia chirurgowi optymalny dostęp podczas procedury, a zastosowanie stabilizujących worków z piaskiem zmniejsza ryzyko niezamierzonych przesunięć głowy świni podczas wiercenia.
W trakcie tego pokazania wykorzystano powierzchowne punkty orientacyjne anatomiczne górnej części czaszki świni (obie górne grzebienie oczodołowe oraz grzebień karkowy) (Rysunek 1 i Rysunek 3), aby precyzyjnie zidentyfikować środkową linię strzałkową przed wykonaniem nacięcia. Po nacięciu i usunięciu rozcięgna czołowego zidentyfikowano szew strzałkowy, aby wyznaczyć rzeczywistą anatomiczną linię środkową (Rysunek 2). Po odsłonięciu kości czołowej trzy wyczuwalne punkty orientacyjne (Rysunek 1 i Rysunek 3) oraz szew strzałkowy (Rysunek 2) posłużyły do wyznaczenia trójkąta, w obrębie którego określono granice kraniektomii w pożądanym miejscu (Rysunek 4A). Punkty orientacyjne te są odpowiednie do tej procedury, ponieważ ściśle wiążą się z mózgiem świni (Rysunek 7).
Po stopniowym wierceniu i cieńszeniu kości czołowej wzdłuż krawędzi kraniektomii (Rysunek 4B), osiągnięto punkt kontaktu z leżącą poniżej oponą twardą, co pozwoliło na ocenę pozostałej grubości kości czołowej.
Ostatecznie, po ostrożnym usunięciu kości czołowej, odsłonięto znajdującą się pod nią oponę twardą, pokrywającą przednie dwie trzecie obu półkul mózgu. Procedurę uznano za udaną, ponieważ (1) odsłonięta opona twarda była nienaruszona (Rysunek 6); (2) otwarcie w kości czołowej było wycentrowane, co potwierdzono lokalizacją zatokitwardej górnej (Rysunek 5); oraz (3) wzdłuż odsłoniętej kości gąbczastej wystąpiły jedynie niewielkie krwawienia żylne.
Integralność opony twardej oceniano poprzez wizualną inspekcję w celu wykrycia ewidentnych wycieków płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) przez mniejsze defekty. Wycieki te pulsowałyby synchronicznie z pulsacją obu półkul. Potwierdzono nienaruszalność opony twardej, ponieważ nie zaobserwowano wizualnego wycieku CSF, a obie półkule wydawały się uniesione i zaokrąglone synchronicznie z pulsacją (Rysunek 6). Taki uniesiony wygląd półkul wskazuje na wypadkowe dodatnie ciśnienie wewnątrz CSF, co odpowiada nienaruszonym oponom mózgowym.
Prawidłowe, centralne umiejscowienie kraniotomii było kluczowe z kilku powodów. Po pierwsze, zapewniło ono maksymalną ekspozycję obu półkul dla późniejszej instrumentacji. Po drugie, zredukowało ryzyko przypadkowego uszkodzenia zatoki sagitalnej górnej wiertłem. Prawidłowe umiejscowienie potwierdzono po usunięciu płytki kostnej, gdy kontury obu półkul mózgowia zostały symetrycznie oddzielone szczeliną znajdującą się bezpośrednio nad zatoką sagitalną górną (Rysunek 4).
Przewiduje się niewielkie krwawienie żylne zarówno z opony twardej, jak i z odsłoniętej kostki beleczkowej. Można je opanować, przykładając przez kilka minut pył kostny uzyskany podczas kraniektomii w celu uzyskania hemostazy. Jeśli to nie okaże się wystarczające, hemostazę można zapewnić poprzez niskonapięciową kauteryzację źródła krwawienia przy użyciu kauteryzatora monopolarnego lub bipolarnego.
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej; oznaczone grzebienie oczodołowe górne i grzebień karkowy; badanie anatomiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Zdjęcie odsłoniętej kości czołowej. Trzy punkty orientacyjne anatomiczne zostają zidentyfikowane poprzez palpację manualną: guz karkowy oraz przyśrodkowa część każdego grzebienia oczodołowego górnego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig01large.jpg" target="_blank">Aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Schemat anatomiczny zabiegu przedstawiający szwy strzałkowy i wieńcowy w konfiguracji osteotomii czaszki." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Zdjęcie odsłoniętej kości czołowej po sekcji, ukazujące szew strzałkowy i szew wieńcowy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat czaszki 3D z zaznaczonymi grzebieniami oczodołowymi górnymi i karkowymi, widok boczny i rostralny." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Trójwymiarowa tomografia komputerowa. Skan tylnej części czaszki świni przedstawiony z perspektywy przednio-bocznej (A) oraz tylno-górnej (B). Punkty orientacyjne kości czołowej zaznaczono kolorem czerwonym (grzebień oczodołowy górny) i niebieskim (grzebień karkowy). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej, ilustrujący rozmieszczenie i wymiary nacięć u zwierzęcia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Zdjęcia odsłoniętej kości czołowej. (A) Wyznaczanie każdego narożnika prostokątnej kraniektomii z wykorzystaniem wyrostka karkowego i górnych brzegów oczodołów jako punktów orientacyjnych. (B) Wywiercanie pierwszej linii kraniektomii poprzez połączenie poszczególnych narożników. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat neurochirurgiczny, identyfikuje półkule mózgu i zatokę strzałkową w opisanej sekcji mózgu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Przedstawienie odsłoniętej opony twardej z leżącymi pod nią półkulami mózgu i szwem strzałkowym. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Proces gojenia rany pooperacyjnej, schemat przedstawiający odsłonięcie tkanek i haki w badaniach medycznych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Obraz opony twardej z leżącymi pod nią półkulami mózgu widziany z perspektywy przedniej. Jeśli opona twarda jest nienaruszona, obie półkule są uniesione i zaokrąglone synchronicznie z pulsacją (oznaczone białymi liniami przerywanymi). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat tomografii komputerowej mózgu; zaznaczono mózgowie, grzebień okołorbitalny tylny, grzebień karkowy oraz znaczniki orientacyjne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66788/66788fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Poziomy obraz tomografii komputerowej.Skan czaszki świni ukazujący zależność anatomiczną między grzebieniem okołorbitalnym tylnym (czerwony), grzebieniem karkowym (niebieski) a mózgowiem (żółty). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66788/66788fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

Ten protokół opisuje wykonanie kraniektomii przy użyciu szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej na 3-miesięcznej duńskiej świni rasy Landrace. Dostęp odbywa się przez kość czołową i odsłania brzuszną oponę twardą i leżące poniżej półkule mózgowe. Procedura ta pozwala na dostęp do dużej części mózgu świni.

Dostęp do mózgu świni za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej Kraniektomia

The use of pigs as an experimental animal model is especially relevant in neuroscience research, as the porcine and human central nervous systems (CNS) ...

Naszym celem badawczym jest opracowanie powtarzalnej i skutecznej metody dostępu do mózgu świni za pomocą kraniektomii, pozwalającej na szeroko zakrojone neuromonitorowanie i inne analizy. Wykorzystując podobieństwa anatomiczne między mózgiem świni i człowieka, dążymy do usprawnienia badań neurobiologicznych prowadzonych przez translację. Udało nam się opracować model świni do ciągłego monitorowania farmakokinetyki wewnątrzmózgowej w zdrowej tkance mózgowej i płynie mózgowo-rdzeniowym pod kątem antybiotyków.Obecnie staramy się udoskonalić nasz istniejący model wewnątrzmózgowej farmakokinetyki antybiotyków w zdrowym mózgu poprzez wywoływanie kontrolowanego zapalenia mózgu poprzez odpowiedzi immunologiczne. Naszym celem jest scharakteryzowanie farmakokinetyki u pacjentów cierpiących na ciężkie zakażenia ośrodkowego układu nerwowego. Zacznij od optymalnego ułożenia zwierzęcia do zabiegu po podaniu odpowiedniego znieczulenia.Umieść zwierzę w pozycji leżącej z uniesioną głową i ustabilizowaną za pomocą worków z piaskiem tak, aby kość czołowa była prawie pozioma. Zidentyfikuj wypukłość karkową i ogonowy aspekt każdego górnego grzebienia oczodołu, aby określić oczekiwaną strzałkową linię środkową. Następnie wykonaj nacięcie w linii środkowej za pomocą skalpela numer 24, aby przeciąć zarówno skórę, jak i galeę rozcięgnową na okostnej kości czołowej.Zetrzyj krew wacikami chirurgicznymi. Za pomocą 12-milimetrowego spłaszczonego rongeura stopniowo oddzielaj galea aponeurotica od leżącej poniżej kości czołowej wokół nacięcia. Następnie użyj retraktora chirurgicznego, aby oddzielić galeę rozcięgnową i odsłonić leżącą pod spodem kość czołową.Zidentyfikuj szew strzałkowy jako odniesienie dla anatomicznej linii środkowej i szwu rogówkowego. Za pomocą ręcznego badania palpacyjnego zidentyfikuj trzy struktury kostne tworzące trójkąt, wypukłość karkową i ogonowy aspekt obu górnych grzebieni oczodołu. Za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej z zaokrąglonym zadziorem pokrytym diamentem zdefiniuj każdy róg prostokąta w granicach wcześniej zdefiniowanego trójkąta.Połącz każdy róg za pomocą zaokrąglonego diamentowego zadzioru o długości czterech milimetrów, aby zapewnić prawidłowe położenie otworu. Stopniowo rozrzedzaj kość czołową za pomocą czteromilimetrowego zaokrąglonego diamentowego zadzioru, aż opona twarda zostanie odsłonięta. Użyj pierwszego punktu kontaktu z oponą twardą, aby wizualnie ocenić grubość pozostałej kości czołowej.Następnie kontynuuj ostrożne przerzedzanie kości czołowej w zdefiniowanym prostokącie. Wsuń trzymilimetrową dyssektor pod wystarczająco cieńszą kość wokół płytki kostnej i odłup ją delikatnym ręcznym naciskiem, aby rozszerzyć otwór do opony twardej. Nałóż sterylną sól fizjologiczną za pomocą strzykawki, aby oczyścić widok.Włóż trzymilimetrową dyssekcję pod płytkę kostną i stopniowo naciskaj w dół na jej uchwyt, aby odłamać płytkę kostną. Oceń integralność opony twardej, dokonując wizualnej kontroli pod kątem wycieku płynu mózgowo-rdzeniowego lub płynu mózgowo-rdzeniowego. Zatrzymać drobne krwawienia żylne za pomocą zaoszczędzonego pyłu kostnego lub ostrożnie stosując koagulację monopolarną lub bipolarną z kauteryzacją przy niskim napięciu.Na koniec przykryj odsłoniętą oponę twardą sterylnym wacikiem chirurgicznym nasączonym sterylną solą fizjologiczną, aby zapobiec wysychaniu tkanki znajdującej się pod spodem. Po wykonaniu kraniektomii okazało się, że odsłonięta opona twarda jest nienaruszona. Otwór w kości czołowej był wyśrodkowany, co potwierdzało położenie zatoki grzbietowej strzałkowej.Świadczyły one o powodzeniu zabiegu.

accessing-the-porcine-brain-via-high-speed-pneumatic-drill-craniectomy

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano metodę chirurgiczną polegającą na uwidocznieniu brzusznej czaszki u nowonarodzonych szczurów. Stosując to podejście, możliwe jest otwarcie kraniotomii w celu przeprowadzenia ostrej elektrofizjologii i eksperymentów z mikroskopią dwufotonową w pniu mózgu znieczulonych młodych.

Metoda wykonania kraniotomii na brzusznej czaszce noworodków gryzoni

Celem tego artykułu i filmu instruktażowego jest opisanie jak odsłonić i usunąć pośmiertny mózg świni i przysadkę mózgową w stanie nienaruszonym, nadającym się do późniejszej analizy makroskopowej i histologicznej.

Ekspozycja OUN świni do analizy histologicznej: podręcznik dekapitacji, otwierania czaszki i usuwania mózgu

Tutaj opisujemy protokół indukcji mysiego urazowego uszkodzenia mózgu poprzez kontrolowane uderzenie w korę mózgową z otwartą głową.

Mysi model kontrolowanego wpływu na korę mózgową w celu indukcji urazowego uszkodzenia mózgu

Ten protokół szczegółowo opisuje technikę usuwania mózgu świni w całości i sekcji kilku obszarów mózgu, które są powszechnie badane w neurobiologii.

Ekstrakcja i sekcja udomowionego mózgu świni

Ten artykuł przedstawia krok po kroku protokół bezpośredniego wszczepienia kaniuli w cisterna magna świń.<br...

Bezpośrednia implantacja kaniuli w Cisterna magna świń

Okna czaszkowe stały się powszechnie stosowaną techniką chirurgiczną, która umożliwia obrazowanie przyżyciowe u myszy transgenicznych. Protokół ten opisuje użycie robota chirurgicznego, który wykonuje półautomatyczne wiercenie kości w oknach czaszki i może pomóc zmniejszyć zmienność między chirurgami i częściowo złagodzić termiczne uszkodzenie bariery krew-mózg.

Ocena uszkodzeń termicznych spowodowanych kraniotomią z nawierceniem przez robota w chirurgii okienka czaszkowego u myszy

Tutaj prezentujemy metodę długoterminowej oceny wydajności i bezpieczeństwa miękkich matryc elektrod podtwardówkowych w modelu minipig, opisując metodę i narzędzia chirurgiczne, pooperacyjny rezonans magnetyczny, elektrofizjologię kory słuchowej, właściwości elektrochemiczne implantu oraz immunochemię pośmiertną.

Implantacja matrycy podtwardówkowej miękkiej elektrokortykografii (ECoG) i długotrwała rejestracja kory mózgowej u świnek miniaturowych

Protokół ten przedstawia skrzynkę behawioralną opartą na mikrokontrolerze do oceny hamowania przedimpulsowego (PPI) poprzez zbieranie danych o przyspieszeniu z czujnika znajdującego się pod skrzynką. Dane te oceniają deficyty bramkowania sensorycznego u społecznie izolowanych szczurów, z dodatkową metodą synchronizacji danych z aktywnością neuronalną w celu przyspieszenia badań neurofizjologicznych nad zaburzeniami zachowania.

Opracowanie pudełka behawioralnego do oceny hamowania prepulsu i aktywności neuronalnej w psychiatrycznych modelach zwierzęcych

W badaniu przedstawiono skalowalną, wiarygodną i odtwarzalną metodę powtarzających się przewlekłych zapisów korowych w modelu świni. Metoda ma zastosowanie w różnych dziedzinach neuronauki, w tym w badaniach nad bólem i diagnostyce chorób neurologicznych.

Technika przewlekłego okna czaszkowego do powtarzających się zapisów korowych podczas znieczulenia u świń

Tutaj prezentujemy dwa protokoły do rejestracji mikro-elektrokortykografii o wysokiej gęstości (μEcoG) u szczurów i myszy, w tym metody chirurgiczne, implantacyjne i rejestracyjne. Zapisy μECoG są wykonywane w połączeniu z zapisem laminarnej politrody w korze słuchowej szczura lub z optogenetycznym manipulowaniem aktywnością neuronalną w korze somatosensorycznej myszy.

Wieloskalowe badania przetwarzania kory mózgowej poprzez integrację politrod laminarnych i optogenetyki z mikroelektrokortykografią u gryzoni

Ultrasonograficzna mikroskopia lokalizacyjna (ULM) to niedawno opracowana technika, która pozwala na niespotykany dotąd poziom rozdzielczości obrazowania mikronaczyń in vivo. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy, jak uzyskać superrozdzielcze obrazy mikronaczyniowej mikronaczyniowej mózgu u gryzoni, wykorzystując standaryzowaną funkcjonalną platformę ultradźwiękową zaprojektowaną do badań przedklinicznych.

Mikroskopia lokalizacyjna ultrasonograficzna do superrozdzielczego mapowania mikronaczynia mózgu gryzoni

Naucz się techniki kraniotomii u świni rasy Danish Landrace przy użyciu szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej. Ta metoda umożliwia neuromonitorowanie i badania farmakokinetyczne w tkance mózgowej.

Dostęp do mózgu świni za pomocą szybkoobrotowej wiertarki pneumatycznej Kraniektomia

Przeglądaj więcej filmów