Name: Oznaczanie rzutu serca w modelu świniowym do perfuzji płuc ex vivo (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-06-28T13:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 10 s
Description: Poznaj metodę termodylucji do oznaczania rzutu serca u świń podczas perfuzji płuc ex vivo. Technika ta umożliwia precyzyjne monitorowanie przepływu i ocenę zmian w tkance płucnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Roberto, Ruedzie i Sergio Martínezowi za ich nieocenioną pomoc techniczną w zakresie wsparcia technicznego dla zwierząt.

Protokół (B09-17) został zatwierdzony przez komisję bioetyczną INER (Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias "Ismael Cosio Villegas"). Do badania wykorzystano dwadzieścia trzy klinicznie zdrowe świnie Landrace obu płci o wadze od 20 do 25 kg. Ze zwierzętami obchodzono się zgodnie ze specyfikacjami technicznymi dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych według Oficjalnego Meksykańskiego Standardu17 oraz Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych USA18. Wszystkie zwierzęta zostały pozyskane z Instituto Nacional de Enfermedades Respiratorias Ismael Cosio Villegas i były trzymane w indywidualnych klatkach w identycznych warunkach środowiskowych (12 godzin światła i 12 godzin ciemności, temperatura 22 °C, na solidnych podłogach rusztowych) i zaopatrzone w wodę i pożywienie (Pellet) ad libitum. U wszystkich zwierząt cewnik termorozcieńczalny umieszczono w prawej żyle szyjnej, a cewnik tętniczy umieszczono w tętnicy szyjnej po tej samej stronie w celu zebrania gazometrii krwi, a następnie obliczenia CO. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Przygotowanie eksperymentalne
<ol>
	<li>Rozcieńczyć 1000 j.m. heparyny w każdym z trzech 250 ml 0,9% roztworów chlorku sodu (roztwór soli fizjologicznej, SS).</li>
	<li>Podłącz przetworniki ciśnienia do monitora parametrów życiowych. Użyj każdego przetwornika, aby zmierzyć ciśnienie w odpowiednim porcie cewnika termorozcieńczalniczego.</li>
	<li>Podłączyć roztwory heparynizowane do przetwornika ciśnienia za pomocą zestawu infuzyjnego, sprawdzając, czy nie ma w nim pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Wyjmij cewnik termorozcieńczalny z opakowania. Zanurz dystalny koniec w 0,9% NaCl, aby sprawdzić integralność balonu.</li>
	<li>Sprawdź drożność dystalnych i proksymalnych połączeń cewnika. Trzymaj cewnik na stole z narzędziami chirurgicznymi do czasu użycia.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Wszystkim świniom w pomieszczeniu do przygotowania zwierząt należy podać domięśniowo 0,05 mg/kg atropiny i 4 mg/kg tiletaminy-zolazepamu (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).</li>
	<li>Pozostaw świnie w spokoju, ale pod nadzorem, dopóki nie staną się leżące i pozostaną w tej pozycji bez oznak podniecenia lub reakcji na bodźce nocyceptywne.</li>
	<li>Umieść zwierzę w pozycji leżącej i wprowadź cewnik do żyły brzeżnej lewego ucha.</li>
	<li>Przenieś zwierzę na salę operacyjną w celu przeprowadzenia operacji.</li>
	<li>Umieścić zwierzę w pozycji grzbietowej i podać 4 mg/kg propofolu IV, 300 μg/kg bromku wekuronium i 0,1 mg/kg fentanylu IV. Zastosuj maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu podczas zabiegu znieczulenia.</li>
	<li>Opuść żuchwę świni z pomocą personelu laboratoryjnego, aby usta były otwarte, a język wystawał.</li>
	<li>Rozpyl 10% lidokainy na struny głosowe, usuń nagromadzoną ślinę za pomocą gazy trzymanej za kleszcze pierścieniowe i oddziel nagłośnię od ujścia krtani.</li>
	<li>Zidentyfikuj wejście do tchawicy za pomocą laryngoskopu i prostego ostrza numer 3, a następnie włóż rurkę dotchawiczą 7 Fr z balonem.</li>
	<li>Napompuj balon i przymocuj rurkę do żuchwy po sprawdzeniu jej umieszczenia w drogach oddechowych.</li>
	<li>Podłącz świnię do urządzenia do znieczulenia, aby utrzymać stan znieczulenia za pomocą 2,5%-3% sewofluranu (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Wentylować zwierzę w trybie wentylacji o kontrolowanej objętości z częstotliwością 25 oddechów/min, objętością oddechową 6-8 ml/kg masy, FiO2% 50%-70%, aby utrzymać SaO2 powyżej 90%, wyzwalaczem 2, dodatnim ciśnieniem końcowo-wydechowym (PEEP) 5cmH2O, współczynnikiem wdechu 1:2 s i przepływem wdechowym 15 l/min i maksymalnie 30 l/min.</li>
</ol>
3. Umieszczenie cewnika termorozcieńczalniczego i pomiar rzutu serca
<ol>
	<li>Trzymaj zwierzę w pozycji grzbietowej w znieczuleniu ogólnym i wykonaj antyseptykę odcinka szyjnego jodopowidonem i alkoholem, trzy razy każdy (<silna klasa="xfig">Ryc. 2). Wykonaj 10-centymetrowe nacięcie przyśrodkowe za pomocą ołówka do elektrokoagulacji i wypreparuj tkankę podskórną, aby odsłonić prawą zewnętrzną żyłę szyjną przez rozwarstwienie.</li>
	<li>Umieść dwa jedwabne szwy 2-0, jeden w części dystalnej, a drugi w bliższej części wypreparowanego naczynia (<silna klasa = "xfig">Ryc. 3).</li>
	<li>Wprowadzić cewnik pozaustrojowo z miejsca szyi do okolicy klatki piersiowej, w której znajduje się serce. Zmierz głębokość wprowadzenia za pomocą oznaczeń na cewniku, aby dotrzeć do tętnicy płucnej (PA). Podwiązać dystalną część naczynia i umieścić podwójną pętlę w części proksymalnej, aby zabezpieczyć cewnik po włożeniu.</li>
	<li>Wykonaj poprzeczne nacięcie o średnicy 2 mm w brzusznej części naczynia za pomocą nożyczek do tęczówki. Otwórz krawędzie nacięcia za pomocą kleszczy hemostatycznych Halsteda do komarów i włóż cewnik termorozcieńczalny 5Fr do prawej żyły szyjnej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4, <silna klasa = "xfig" >Rysunek 5 i <silna klasa = "xfig" > Rysunek 6). Skieruj cewnik w stronę tętnicy płucnej (PA), postępując zgodnie z krzywymi wyświetlanymi na monitorze.</li>
</ol>
4. Umieszczenie cewnika tętniczego
<ol>
	<li>Po wycięciu żyły i założeniu szwów referencyjnych należy przemieścić mięsień mostkowo-sutkowy (odpowiednik mostkowo-obojczykowo-sutkowego) na boki.</li>
	<li>Wypreparuj mięśnie przedtchawicze (mostkowo-gnykowe), aż do odsłonięcia tętnicy szyjnej.</li>
	<li>Kankaniuluj tętnicę szyjną podobną do żyły szyjnej i podłącz ją do przetwornika ciśnienia w celu monitorowania ogólnoustrojowego ciśnienia tętniczego.</li>
</ol>
5. Ocena
<ol>
	<li>Po umieszczeniu cewnika termorozcieńczalniczego w prawej żyle szyjnej i umieszczeniu cewnika tętniczego w tętnicy szyjnej po tej samej stronie, należy pobrać próbki do gazometrii.</li>
	<li>Uzyskaj wartości gazometrii krwi i oceń rzut serca (CO) za pomocą metody termorozcieńczania, pola powierzchni ciała i metody Ficka. 
	UWAGA: Szczegółowe procedury można znaleźć w wcześniej opublikowanych raportach19-21.</li>
</ol>
6. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Analizuj dane przedstawiające rozkład normalny przy użyciu analizy wariancji (ANOVA) i wykonaj test post hoc Tukeya. Wartości należy wyrazić jako średnią ± błędu standardowego. Wartości p <0,05 należy uznać za wskazujące na istotność statystyczną.</li>
</ol>
7. Pomiar termorozcieńczenia
<ol>
	<li>Wstrzyknąć 5 ml bolusa zimnego SS w temperaturze 4 °C do bliższego światła cewnika termorozcieńczalniczego w czasie krótszym niż 4 s.</li>
	<li>Obserwuj krzywą termorozcieńczania (temperatura/czas) na ekranie monitora. Krzywa powinna pokazywać szybkie wznoszenie, po którym następuje łagodne i stopniowe opadanie do linii bazowej, z wartościami liczbowymi wyświetlanymi z dokładnością do jednego lub dwóch miejsc po przecinku.</li>
	<li>Powtórzyć proces wstrzykiwania bolusa z dwoma dodatkowymi bolusami zimnego SS, aż krzywe będą prawidłowe, podobne i mieszczą się w granicach 10% wartości średniej.</li>
	<li>Po potwierdzeniu ważności i podobieństwa krzywych oblicz średnią z trzech wartości i zapisz ją jako końcową wartość CO w litrach na minutę. Uzyskaj CO i inne wskaźniki z krzywej termorozcieńczenia, korzystając z obliczeń opartych na równaniu Stewarta-Hamiltona21.</li>
</ol>
8. Określanie skorygowanego rzutu serca dla pola powierzchni ciała (BSA) lub wskaźnika sercowego
<ol>
	<li>Aby określić skorygowaną pojemność minutową serca (CI), oblicz pole powierzchni ciała (BSA) za pomocą wzoru DuBois-DuBois19: 
	BSA = 0,007184 × (Wysokość (cm)0,725) × (Waga (kg)0,425).</li>
	<li>Po uzyskaniu BSA oblicz CI za pomocą wzoru20: 
	CI = CO/BSA. 
	UWAGA: CO określa się w kroku 7.</li>
</ol>
9. Szacowanie rzutu serca metodą Ficka
<ol>
	<li>Aby obliczyć rzut serca (CO) metodą Ficka, należy określić zużycie tlenu (VO2) oraz różnicę w poziomach tlenu uzyskanych z gazometrii krwi tętniczej (SaO2) i żylnej (SvO2). Oblicz VO2 za pomocą wzoru21: 
	VO2 = CO x (SaO2 - SvO2).</li>
	<li>Następnie określ pojemność minutową serca za pomocą formuły21: 
	CO = VO2 / ([SaO2 - SvO2] × 10).</li>
</ol>
10. Szacowanie rzutu serca na masę ciała
<ol>
	<li>Określ rzut serca na masę ciała zwierząt zgodnie z poprzednimi raportami8,15. 
	UWAGA: W protokole EVLP różne grupy zgłosiły, że szacowana pojemność minutowa serca (CO) na masę ciała u świń wynosi 100 ml / kg8,15.</li>
</ol>
11. Eutanazja
<ol>
	<li>Po zakończeniu wszystkich pomiarów należy poddać eutanazji wszystkie zwierzęta po przedawkowaniu pentobarbitalu sodu (150 mg/kg/IV) przez osłonkę żyły szyjnej (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).</li>
	<li>Kontynuuj znieczulenie ogólne i monitorowanie pracy serca, aż zapis elektrokardiografii (EKG) nie wykaże żadnej aktywności elektrycznej serca17,18.</li>
</ol>

Surgical Technique for Jugular Vein Thermodilution Catheter Placement in Pigs

<ol><li>Mohite, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion+made+easy%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion made easy.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 23, 2021(2021).</li>
<li>Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Oper+Tech+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> Oper Tech Thorac Cardiovasc Surg. 19 (4), 433-442 (2014).</li>
<li>Langmuur, S. J. J., Max, S. A., Çelik, M., Mahtab, E. A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+A+procedural+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Multimed+Man+Cardiothorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: A procedural guide.</a> Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, 10.1510/mmcts.2023.011 (2023).</li>
<li>Kesseli, S. J., Davis, R. P., Hartwig, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commentary%3A+Making+lungs+great+again-introducing+new+modifications+to+the+Toronto+ex+vivo+lung+perfusion+protocol%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Commentary: Making lungs great again-introducing new modifications to the Toronto ex vivo lung perfusion protocol.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 161 (6), 1974-1975 (2021).</li>
<li>Roman, M. A., Nair, S., Tsui, S., Dunning, J., Parmar, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%3A+A+comprehensive+review+of+the+development+and+exploration+of+future+trends%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion: A comprehensive review of the development and exploration of future trends.</a> Transplantation. 96 (6), 509-518 (2013).</li>
<li>Van Raemdonck, D., Neyrinck, A., Cypel, M., Keshavjee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex-vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Ex-vivo lung perfusion.</a> Transpl Int. 28 (6), 643-656 (2015).</li>
<li>Machuca, T. N., Cypel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Dis%22%5BJournal%5D)">Ex vivo lung perfusion.</a> J Thorac Dis. 6 (8), 1054-1062 (2014).</li>
<li>Beller, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced-flow+ex+vivo+lung+perfusion+to+rehabilitate+lungs+donated+after+circulatory+death%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Reduced-flow ex vivo lung perfusion to rehabilitate lungs donated after circulatory death.</a> J Heart Lung Transplant. 39 (1), 74-82 (2020).</li>
<li>García, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+cardiac+output%2C+utility+in+the+clinical+practice%3A+Available+invasive+and+non-invasive+monitoring%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Intensiva%22%5BJournal%5D)">Estimating cardiac output, utility in the clinical practice: Available invasive and non-invasive monitoring.</a> Med Intensiva. 35 (9), 552-561 (2011).</li>
<li>Blanco-Tencio, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparability+of+cardiac+output+measured+by+pulse+contour+analysis+compared+with+transesophageal+echocardiography+at+the+Calder%C3%B3n+Guardia+Hospital+from+April+to+July+2021%5BTitle%5D)+AND+%22Tesis+Especialidad+en+Anestesiolog%C3%ADa+y+Recuperaci%C3%B3n.%C2%A0Universidad+de+Costa+Rica.+San+Jose%2C+Costa+Rica%22%5BJournal%5D)">Comparability of cardiac output measured by pulse contour analysis compared with transesophageal echocardiography at the Calderón Guardia Hospital from April to July 2021.</a> Tesis Especialidad en Anestesiología y Recuperación. Universidad de Costa Rica. San Jose, Costa Rica. , (2021).</li>
<li>King, J., Lowery, D. R. Physiology, Cardiac output. StatPearls Publishing. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK470455/">https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK470455/</a> (2022).</li>
<li>Johnson, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Essentials+of+Cardiac+Anesthesia%22%5BJournal%5D)">Cardiac physiology.</a> Essentials of Cardiac Anesthesia. , 53-66 (2008).</li>
<li>Corsini, A., Cercenelli, L., Zecchi, M., Marcelli, E., Corazza, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+hemodynamic+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Cardiovascular+Technology%22%5BJournal%5D)">Basic hemodynamic parameters.</a> Advances in Cardiovascular Technology. , 463-474 (2022).</li>
<li>Mateu Campos, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+available+for+hemodynamic+monitoring%3A+Advantages+and+limitations%5BTitle%5D)+AND+%22Med+Intensiva%22%5BJournal%5D)">Techniques available for hemodynamic monitoring: Advantages and limitations.</a> Med Intensiva. 36 (6), 434-444 (2012).</li>
<li>Cypel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+prolonged+normothermic+ex+vivo+lung+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Technique for prolonged normothermic ex vivo lung perfusion.</a> J Heart Lung Transplant. 27 (12), 1319-1325 (2008).</li>
<li>National Transplant Organization. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((National+protocol+for+the+maintenance+of+potential+donor+in+brain+death%5BTitle%5D)+AND+%22SEMICYUC%22%5BJournal%5D)">National protocol for the maintenance of potential donor in brain death.</a> SEMICYUC. , (2020).</li>
<li>Estados Unidos Mexicanos. AFÍA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Especificaciones+T%C3%A9cnicas+para+la+Producci%C3%B3n%2C+Cuidado+y+Uso+de+Animales+de+Laboratorio+de+la+Norma+Oficial+Mexicana+NOM-062-ZOO-1999%5BTitle%5D)+AND+%22Diario+Oficial+de+la+Federaci%C3%B3n+6+dic%22%5BJournal%5D)">Especificaciones Técnicas para la Producción, Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Norma Oficial Mexicana NOM-062-ZOO-1999.</a> Diario Oficial de la Federación 6 dic. , (1999).</li>
<li>National Institutes of Health U.S.A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gu%C3%ADa+Para+el+Cuidado+y+Uso+de+Los+Animales+de+Laboratorio%5BTitle%5D)+AND+%22Department+of+Health+and+Human+Services%2C+Public+Health+Service%2C+National+Institutes+of+Health+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Guía Para el Cuidado y Uso de Los Animales de Laboratorio.</a> Department of Health and Human Services, Public Health Service, National Institutes of Health U.S.A. , Edición Mexicana Auspiciada por la Academia Nacional de Medicina. México, D.F (2002).</li>
<li>Flint, B., Hall, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Body+surface+area%5BTitle%5D)+AND+%22StatPearls%22%5BJournal%5D)">Body surface area.</a> StatPearls. , StatPearls Publishing. PMID: 32644431 (2023).</li>
<li>Ewah, P. A., Oyeyemi, A. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+between+derived+cardiovascular+indices%2C+body+surface+area%2C+and+blood+pressure%2Fheart+rate+recovery+among+active+and+inactive+Nigerian+student%5BTitle%5D)+AND+%22Bull+Fac+Phys+Ther%22%5BJournal%5D)">Relation between derived cardiovascular indices, body surface area, and blood pressure/heart rate recovery among active and inactive Nigerian student.</a> Bull Fac Phys Ther. 27, 34(2022).</li>
<li>Kobe, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+output+monitoring%3A+Technology+and+choice%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Card+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Cardiac output monitoring: Technology and choice.</a> Ann Card Anaesth. 22 (1), 6-17 (2019).</li>
<li>Nelson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ex+vivo+lung+perfusion+as+a+platform+for+transplantation+research%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research.</a> World J Exp Med. 4 (2), 7-15 (2014).</li>
<li>Argueta, E., Paniagua, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermodilution+cardiac+output+a+concept+over+250+years+in+the+making%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiology+Rev%22%5BJournal%5D)">Thermodilution cardiac output a concept over 250 years in the making.</a> Cardiology Rev. 27 (3), 138-144 (2019).</li>
<li>Perry, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+tissue+oxygen+tension%2C+venous+saturation%2C+and+Fick-based+assessments+of+cardiac+output+during+hyperoxia%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">Changes in tissue oxygen tension, venous saturation, and Fick-based assessments of cardiac output during hyperoxia.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 63 (1), 93-100 (2019).</li>
</ol>

Autorzy oświadczyli, że nie istnieją konkurencyjne interesy.

EVLP u świń ma bezpośrednie przełożenie na praktykę kliniczną u ludzi, biorąc pod uwagę porównywalność pod względem wielkości, fizjologii i sekwencji genomu tych dwóch gatunków22. Zgodnie z wybranym przez badacza protokołem EVLP, pomiar CO jest niezbędny do określenia przepływu wymaganego do perfuzji płuc. Co więcej, w zależności od dostępnych zasobów i wiedzy, można wybrać odpowiednią metodę. Jednak w żadnym badaniu nie porównano metod jednoczesnej oceny CO z metodą referencyjną. Dlatego badanie to miało na celu porównanie czterech technik pomiaru CO w celu oszacowania przepływu płucnego podczas EVLP. Uwzględniliśmy dwie techniki zwykle stosowane w eksperymentalnych hemodynamicznych badaniach laboratoryjnych oraz dwie techniki wykorzystujące obliczone parametry sercowo-naczyniowe stosowane w opiece klinicznej. Badanie to wykazało, że u zdrowych świń, gdy cztery techniki zostały bezpośrednio porównane, wartość uzyskana przez skorygowaną metodę BSA była znacząco inna.
Metoda referencyjna, termorozcieńczenie, zapewnia szybkie, łatwe i natychmiastowe pomiary; Dlatego, jeśli ma się dostęp do przyrządów pomiarowych i akwizycyjnych oraz w zależności od potrzeb protokołu, cewniki termorozcieńczalne są idealne. Ponadto metoda ta opiera się na prostych zasadach fizycznych i jest bardzo precyzyjna, ponieważ wykorzystuje wskaźniki, które pośrednio określają ilościowo przepływ krwi23. Metoda ta została po raz pierwszy opisana w 1970 roku; Po wstrzyknięciu z góry określonej objętości zimnej soli fizjologicznej do proksymalnego portu cewnika do tętnicy płucnej mierzy się zmiany termiczne we krwi. W tym badaniu zastosowano otwarte rozwarstwienie naczyniowe do kaniulowania żyły szyjnej i tętnicy szyjnej ze względu na łatwość widoczności podczas nacinania skóry i oddzielania mięśni szyi, co doprowadziło do rutynowego stosowania tej techniki w naszym laboratorium. Warto wspomnieć, że w tym eksperymentalnym modelu można zastosować technikę Seldingera; Jednak oprócz tego, że wymaga dodatkowego sprzętu, z naszego doświadczenia wynika, że technika ta jest trudna do wykonania u świń, jeśli nie ma się wystarczającego przeszkolenia.
Do zalet techniki termorozcieńczania należy jej niezawodność i łatwość wykonywania pomiarów seryjnych bez konieczności pobierania próbek krwi, co jest wymagane w metodzieFicka 23. Z drugiej strony, obliczone parametry sercowo-naczyniowe są ważnymi narzędziami klinicznymi, które uzupełniają bezpośrednie pomiary przy ocenie stanu układu sercowo-naczyniowego. CI służy do pokazania, w jaki sposób CO i BSA są skorelowane. Ten uzyskany indeks sercowo-naczyniowy jest ważny i łatwy do obliczenia, co czyni go atrakcyjnym do wykorzystania w podejmowaniu decyzji w warunkach o ograniczonych zasobach20. Jednak w tym badaniu metoda BSA dała znacznie wyższe wartości niż inne metody, co może wskazywać na przeszacowanie przepływu perfuzji płucnej w porównaniu z przepływem uzyskanym przy użyciu innych metod.
Pomiar rzutu serca Ficka został po raz pierwszy opisany w 1870 roku jako metoda pomiaru CO u ludzi. Fick postulował, że całkowity pobór lub uwolnienie tlenu przez płuca jest produktem przepływu krwi przez płuca i różnicy tętniczo-żylnej w tlenku we krwi. Technika ta jest stosowana w pracowniach cewnikowania serca, ponieważ jest bardzo precyzyjna i dostarcza informacji o trendach numerycznych w oparciu o modele matematyczne; jednak nie jest praktyczny do stosowania w warunkach klinicznych lub do ciągłego pomiaru CO21,24.
Jeśli chodzi o CO uzyskany metodą wagową, stwierdziliśmy, że wartość ta jest niższa niż w przypadku innych metod, ale może być przydatna dla tych, którzy wykonują EVLP u świń. Jak opisali Beller i wsp.8, którzy porównali EVLP z przepływami 20% przewidywanego CO, stwierdzono, że takie podejście poprawiło czynność płuc, zmniejszyło obrzęk i złagodziło stan zapalny po przeszczepie.
Wreszcie, literatura wskazuje, że różne techniki monitorowania CO mają swoje własne ograniczenia i że żadne urządzenie nie jest w stanie spełnić wszystkich wymagań praktycznych. Jednak w zależności od potrzeb badacza, w przypadku ograniczonego dostępu do zaawansowanych narzędzi pomiarowych, oznaczanie CO za pomocą obliczeń jest również wiarygodne, proste, powtarzalne i wymaga mniej czasu niż techniki inwazyjne 2,20. Chociaż te metody szacowania CO są wiarygodne, istnieją między nimi znaczne różnice. Dlatego każda metoda musi zostać oceniona przez badacza, aby określić, która z nich spełnia potrzeby jego protokołu.
Należy wspomnieć, że badanie to ma ograniczenie, ponieważ nie uwzględniono tutaj porównania z innymi powszechnie stosowanymi technikami pomiaru CO, takimi jak technologia Dopplera (przezklatkowa, przezprzełykowa i echokardiografia) lub bioimpedancja elektryczna klatki piersiowej. Uwzględnienie tych metod może dostarczyć cennych informacji na temat zgodności między tymi technikami a cewnikowaniem tętnic płucnych (PAC) do pomiaru CO u świń.

W centrach transplantacji płuc, perfuzja płuc ex vivo (EVLP) jest narzędziem, które pomaga zwiększyć potencjał dawstwa płuc, które nie spełniają standardowych kryteriów transplantacji1. Osiąga się to poprzez zachowanie i poprawę funkcjonalności płuc dawców ze śmiercią mózgu lub zatrzymaniem krążenia, a także poprzez ocenę wydolności płuc przed przeszczepem2,3,4. W EVLP pozaustrojowa pompa cyrkulacyjna umożliwia przeszczepienie perfuzji płuc przez membranowy wymiennik gazowy i filtr wychwytujący leukocyty5.
Do tej pory opisano kilka protokołów EVLP (Toronto, Lund i Organ Care System). Różnią się one w zależności od rodzaju użytego roztworu perfuzyjnego, tego, czy lewy przedsionek jest otwarty czy zamknięty podczas perfuzji, oraz przepływu perfuzji, który waha się od 40% do 100% (w zależności od zastosowanej techniki) szacowanej pojemności minutowej serca (CO) dawcy6,7,8. CO to ilość krwi pompowanej przez serce na minutę9 i jest mechanizmem, dzięki któremu utrzymywana jest perfuzja tkanek. W ten sposób monitorowanie CO zapewnia prawidłowe dotlenienie tkanek. CO, iloczyn tętna i objętości wyrzutowej, jest mierzony w litrach10,11,12. Jednak to podejście do utrzymania perfuzji tkanek zależy również od innych czynników, takich jak powrót żylny, obwodowe zużycie tlenu, ogólnoustrojowy opór naczyniowy, oddychanie, całkowita objętość krwi i pozycja ciała12.
Istnieje kilka urządzeń do pomiaru i monitorowania CO, niektóre z nich wykorzystują proste zasady fizyczne, podczas gdy inne używają modeli matematycznych. Metody te obejmują zasadę Ficka, termorozcieńczenie (rozcieńczenie przezpłucne lub litowe), analizę fali ciśnienia tętniczego w celu oszacowania objętości wyrzutowej (SV) oraz mniej inwazyjne metody, takie jak doppler lub bioreaktancja klatki piersiowej. Jednak żadne urządzenie do monitorowania CO nie może spełnić wszystkich wymagań klinicznych ze względu na ograniczenia odpowiedniej techniki monitorowania10,13.
Pomiar CO metodą termorozcieńczenia przezsercowego jest prostą i łatwo odtwarzalną metodą u świń. Polega na umieszczeniu cewnika z termistorem w tętnicy płucnej i wstrzyknięciu objętości płynu o temperaturze niższej niż temperatura krwi. Termistor wykrywa zmiany temperatury w czasie, które są następnie wykreślane w postaci krzywej, przy czym obszar pod krzywą reprezentuje objętość minutową14. Różne badania opisały, że w przypadku modeli zwierzęcych EVLP CO można obliczyć na podstawie masy (100 ml / kg)15, termorozcieńczenia i metody Ficka10,13. Jednak w klinice CO oblicza się za pomocą wskaźnika sercowego (CI), który jest CO dostosowany do powierzchni ciała dawcy16. Niemniej jednak nie ma badań porównujących te metody w eksperymentalnych modelach świń.
Celem tego badania było odtworzenie pomiaru CO przez termorozcieńczenie u świń i porównanie jego precyzji i dokładności z tymi uzyskanymi przy użyciu CO skorygowanego przez BSA, wagę i metodę Ficka do ustalenia przepływu perfuzyjnego podczas EVLP.

<table><tbody><tr><td>Aparat anestezjologiczny</td><td>General Electric</td><td>Carescape 620</td><td></td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Amixteria, Stern Pharma GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cewnik Insyte Autoguard 20 GA</td><td>Becton Dickinson</td><td>381434</td><td></td></tr><tr><td>Ołówek do elektrokoagulacji</td><td>BBraun Aesculap</td><td>GN211</td><td></td></tr><tr><td>Rurka dotchawicza z balonem 7 Fr</td><td>Rush</td><td>MG 027770 002</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl</td><td>Janssen-Cilag</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jodopowidon</td><td>Degasa</td><td>NDC6732635208</td><td></td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td>Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lidokaina w sprayu</td><td>Piza</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Przetworniki ciśnienia</td><td>Edwards Lifesciences</td><td>PX260</td><td></td></tr><tr><td>Propofol</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sevofluorane</td><td>Pisa</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Szwy jedwabne 2-0</td><td>Covidien</td><td>GS833</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital sodu</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>proste ostrze laryngoskopu #3</td><td>Miller; Riester</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Swan-Ganz 5Fr cewnik termorozcieńczalny</td><td>Strzała Termorozcieńczalność Cewnik Ballon</td><td>Nr ref. AI-07165</td><td></td></tr><tr><td>Tiletamina-zolazepam</td><td>Virbac</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bromek wekuronium</td><td>Piza</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

oznaczanie rzutu serca w modelu świniowym do perfuzji płuc ex vivo

Determination of Cardiac Output in a Porcine Model for Ex Vivo Pulmonary Perfusion

Ze względu na ich fizjologiczne podobieństwa do ludzi, świnie są używane jako eksperymentalne modele do perfuzji płuc ex vivo (EVLP). EVLP to technika, która perfunduje płuca, które nie nadają się do przeszczepu, za pomocą pozaustrojowej pompy cyrkulacyjnej w celu poprawy ich funkcji i zwiększenia ich żywotności. Istniejące protokoły EVLP różnią się rodzajem roztworu perfuzyjnego i przepływem perfuzji, który waha się od 40% do 100% szacowanej pojemności minutowej serca (CO) w zależności od powierzchni ciała (BSA). Urządzenia do pomiaru CO wykorzystują proste zasady fizyczne i inne modele matematyczne. Termorozcieńczanie w modelach zwierzęcych nadal jest standardem odniesienia do szacowania CO ze względu na jego prostotę i łatwość reprodukcji. Dlatego celem tego badania było odtworzenie pomiaru CO metodą termorozcieńczania u świń i porównanie jego precyzji i dokładności z tymi uzyskanymi za pomocą BSA, masy i metody Ficka, w celu ustalenia przepływu perfuzyjnego podczas EVLP. U 23 świń założono cewnik termorozcieńczalny w prawej żyle szyjnej, a tętnicę szyjną po tej samej stronie kaniulowano. Próbki krwi uzyskano do gasometrii, a CO oszacowano za pomocą termorozcieńczenia, dostosowanej powierzchni ciała, zasady Ficka i masy ciała. CO uzyskany przez BSA był większy (p = 0,0001, ANOVA, Tukey) niż ten uzyskany innymi metodami. Dochodzimy do wniosku, że chociaż metody zastosowane w tym badaniu do oszacowania CO są wiarygodne, istnieją między nimi znaczne różnice; W związku z tym każda metoda musi zostać oceniona przez badacza w celu określenia, która spełnia potrzeby protokołu.

Wszystkie zwierzęta przeżyły procedurę chirurgiczną oraz czas trwania badania. U jednego zwierzęcia (4,3%) doszło do przerwania żyły szyjnej w wyniku nadmiernej trakcji podczas wprowadzania cewnika. Ponadto w żadnym z operowanych naczyń nie wystąpiło krwawienie. U badanych zwierząt, aby dotrzeć do tętnicy płucnej (PA), wymagane było wprowadzenie cewnika na średnią długość 25-30 cm. W trzech przypadkach (13%) cewnik został skierowany w stronę prawej kończyny przedniej świni. W tych sytuacjach cewnik wycofano do miejsca wprowadzenia, repositionowano kończynę przednią świni w kierunku głowy i ręcznie zamknięto żyłę szyjną, aby pokierować cewnikiem w stronę serca. U dwóch zwierząt (8,6%) podczas wprowadzania cewnika wystąpiła tachykardia i arytmie. Ustąpiły one samoistnie i nie wymagały leczenia farmakologicznego. Porównując rzut serca (CO) uzyskany czterema metodami, wartość skorygowana o powierzchnię ciała (p &lt; 0,05; ANOVA, Tukey) była większa niż wartość uzyskana metodą termodilucji oraz CO skorygowany o masę ciała (Rycina 7).
<img alt="Weterynaryjna procedura śródoperacyjna, sprzęt monitorujący na zwierzęciu, warunki chirurgiczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Konfiguracja intubacji i anestezji. Świnia po intubacji i podłączona do aparatu do znieczulenia wziewnego. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig01large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat procedury chirurgicznej, wyróżniający obszar wycięcia i instrumenty użyte w badaniu na zwierzętach." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Antyseptyka okolicy szyjnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna przedstawiająca szwy rany z użyciem rozstępników i instrumentów do szycia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Disekcja żyły szyjnej. Żyła szyjna po wypreparowaniu z założonymi wokół niej szwami referencyjnymi. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna, otwarta rana z instrumentami, operacja medyczna, wizualizacja nacięcia." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Wprowadzenie cewnika. Wprowadzenie cewnika do poprzecznego nacięcia w brzusznej części żyły szyjnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig04large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wyświetlacz monitora funkcji życiowych pacjenta; wykres monitorowania EKG, saturacji tlenem i ciśnienia krwi." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5: Zapis z wprowadzania cewnika do termodylucji. Prawidłowy zapis podczas wprowadzania cewnika do termodylucji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig05large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Procedura chirurgiczna z wprowadzeniem cewnika i zaciskami na skórze, skupienie na konfiguracji sprzętu medycznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 6"> 
Rysunek 6: Końcowe rozmieszczenie cewników. Koniec wprowadzania cewnika do żyły szyjnej (A) oraz tętnicy szyjnej (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig06large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Porównanie rzutu serca; termorozcieńczenie, skorygowane o BSA, metoda Ficka; wykres słupkowy; wyniki ANOVA." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66798/66798fig07.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 7"> 
Rycina 7: Szacowanie rzutu serca. Najwyższy rzut serca (średnia ± błąd standardowy) oszacowany metodą skorygowaną o powierzchnię ciała. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66798/66798fig07large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Ten protokół opisuje technikę chirurgiczną używaną do umieszczania cewnika termorozcieńczającego przez żyłę szyjną u świń w celu oszacowania pojemności minutowej serca i zapewnienia odpowiedniej perfuzji płuc podczas perfuzji płuc ex vivo (EVLP).

Oznaczanie rzutu serca w modelu świniowym do perfuzji płuc ex vivo

Due to their physiological similarities to humans, pigs are used as experimental models for ex vivo lung perfusion (EVLP). EVLP is a technique that ...

Badanie to zostało przeprowadzone w celu upewnienia się, czy obliczenie rzutu serca metodą zmiany termicznej u świń pozwala na uzyskanie wartości równych tym uzyskanym za pomocą innych technik w celu ustalenia odpowiedniego przepływu perfuzji podczas perfuzji płuc ex vivo lub EVLP w eksperymentalnych modelach zwierzęcych. Jednym z wyzwań jest opracowanie nowych i tanich rozwiązań i technologii do wykonywania EVLP, które pozwoliłyby na odzyskanie płuc, które w normalnych warunkach mogłyby zostać odrzucone do przeszczepu płuc, a także umożliwiłyby przedłużoną konserwację płuc. Ocena zmian strukturalnych i molekularnych, które są obecne w tkance płucnej po długotrwałym zachowaniu do EVLP przy różnym przepływie perfuzji.Wśród nowych pytań naukowych, które otworzyły nasze wyniki, jest ocena, jakie zmiany w płucach, strukturalne, fizjologiczne i molekularne mogą wystąpić po EVLP przy użyciu przepływu perfuzyjnego rzutu serca uzyskanego przez elucję termiczną, dostosowanego do powierzchni ciała, wagi i metody stałej. W przyszłych badaniach nasze laboratorium skupi się na ocenie, w jaki sposób różne przepływy perfuzyjne wpływają na śródbłonek płuc podczas EVLP, w celu przyspieszenia regeneracji płuc i poprawy zachowania do przeszczepu. Na początek rozcieńczyć 1000 jednostek międzynarodowych heparyny w trzech 250 mililitrowych 0,9% roztworach chlorku sodu.Podłącz przetworniki ciśnienia do monitora parametrów życiowych. Podłączyć roztwory heparynizowane do przetwornika za pomocą bezigłowego wlewu dożylnego. Wyjmij cewnik termorozcieńczalny z opakowania i zanurz dystalny koniec w 0,9% chlorku sodu, aby sprawdzić integralność balonu.Sprawdź drożność dystalnych i proksymalnych połączeń cewnika. Po umieszczeniu uśpionej świni należy wprowadzić cewnik do żyły brzeżnej lewego ucha. Opuść żuchwę z pomocą personelu laboratoryjnego, aby usta były otwarte, a język wystawał.Rozpyl 10% lidokainy na struny głosowe. Następnie oczyść nagromadzoną ślinę za pomocą gazy przytrzymywanej kleszczami pierścieniowymi i oddziel nagłośnię od ujścia krtani. Za pomocą laryngoskopu i prostego ostrza numer trzy zidentyfikuj wejście do tchawicy.Następnie włóż siedmioma francuskimi rurki dotchawicze z balonem. Napompuj balon i przymocuj rurkę do żuchwy po sprawdzeniu jej umieszczenia w drogach oddechowych. Po umieszczeniu znieczulonej świni w pozycji grzbietowej na stole operacyjnym należy wykonać antyseptykę odcinka szyjnego alkoholem jodopowidonowym po trzy razy.Wykonaj 10-centymetrowe nacięcie przyśrodkowe za pomocą ołówka do elektrokoagulacji i wypreparuj tkankę podskórną, aby odsłonić prawą zewnętrzną żyłę szyjną przez rozwarstwienie. Umieść dwa jedwabne szwy w rozmiarze 2-0 w dystalnej i proksymalnej części wypreparowanego naczynia. Wprowadzić cewnik pozaustrojowo z miejsca szyi do okolicy klatki piersiowej, w której znajduje się serce.Zmierz głębokość wprowadzenia za pomocą oznaczeń na cewniku, aby dotrzeć do tętnicy płucnej. Podwiązać dystalną część naczynia i umieścić podwójną pętlę w części proksymalnej, aby zabezpieczyć cewnik. Następnie za pomocą nożyczek do tęczówki wykonaj dwumilimetrowe poprzeczne nacięcie na brzusznej części naczynia.Otwórz krawędzie nacięcia za pomocą kleszczy hemostatycznych Halsted i wprowadź pięć francuskich cewników termorozcieńczalnych do prawej żyły szyjnej. Podążając za krzywiznami prawej komory, ciśnieniem w tętnicy płucnej, rzutem serca i ogólnoustrojowym ciśnieniem tętniczym, skieruj cewnik w kierunku tętnicy płucnej. Po wycięciu żyły i założeniu szwów referencyjnych należy przemieścić mięsień mostkowo-rdzeniowy na boki.Następnie wypreparuj mięśnie przedtchawicze, aż do odsłonięcia tętnicy szyjnej. Kankaniuluj tętnicę szyjną podobną do żyły szyjnej i podłącz ją do przetwornika ciśnienia w celu monitorowania ogólnoustrojowego ciśnienia tętniczego. W ciągu czterech sekund wstrzyknąć 5-mililitrowy bolus zimnego roztworu soli fizjologicznej do proksymalnego światła cewnika termorozcieńczalniczego.Obserwuj krzywą termorozcieńczania na monitorze. Po potwierdzeniu ważności i podobieństwa krzywych oblicz średnią z trzech wartości i zapisz ją jako końcową wartość rzutu serca w litrach na minutę. Pojemność minutowa serca skorygowana o powierzchnię ciała była większa niż uzyskana metodą termorozcieńczania, a pojemność minutowa serca skorygowana o wagę.

determination-cardiac-output-porcine-model-for-ex-vivo-pulmonary

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film opisuje technikę ex situ do konserwacji izolowanego serca świni poprzez perfuzję za pomocą natlenionego, bogatego w składniki odżywcze roztworu perfuzatu. Technika ta pozwala na kompleksową ocenę wydolności serca w warunkach fizjologicznych.

Perfuzja serca ex situ: technika zachowania izolowanej funkcji serca świni

Większość badań z udziałem aparatu Langendorffa wykorzystuje małe modele zwierzęce ze względu na zwiększoną złożoność systemów dla większych ssaków. Opisujemy system Langendorffa dla dużych modeli zwierzęcych, który pozwala na zastosowanie go u różnych gatunków, w tym ludzi, i stosunkowo łatwe pozyskiwanie danych.

Izolowany działający system serca dla dużych modeli zwierzęcych

Rzetelna i dokładna ocena wyników jest kluczem do przełożenia terapii przedklinicznych na leczenie kliniczne. W niniejszej pracy opisano, w jaki sposób można ocenić trzy klinicznie istotne pierwszorzędowe parametry końcowe dotyczące wydolności i uszkodzenia serca w modelu ostrego zawału mięśnia sercowego u świni.

Pierwszorzędowa ocena wyniku w świńskim modelu ostrego zawału mięśnia sercowego

Tutaj opisujemy przedkliniczny model ortotopowego przeszczepu serca na dużych zwierzętach (świniach), który został mocno ugruntowany i wykorzystany do zbadania nowych strategii kardioprotekcyjnych.

Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepiania serca od świń

Protokół opisuje model dawstwa dużych zwierząt (świń) po śmierci krążeniowej, po którym następuje normotermiczna perfuzja regionalna klatki piersiowej i brzucha, która ściśle symuluje scenariusz kliniczny w transplantacji serca i może potencjalnie ułatwić badania i strategie terapeutyczne.

Wielkozwierzęcy model dawstwa po śmierci krążeniowej i regionalnej perfuzji normomicznej do oceny serca

Protokół tutaj pokazuje, jak ciągłe podawanie krystaloidów do żył centralnych euwolemicznego prosiąca/prosiąt pozwala na odpowiednie badanie fizjologicznych skutków ostrego przeciążenia objętościowego.

Model ostrego przeciążenia objętościowego u świń u dorosłych i dzieci

Badania przesiewowe w kierunku choroby wieńcowej mogłyby zwiększyć liczbę dawców serc z rozszerzonymi kryteriami. Protokół wykonywania powtarzalnej koronarografii podczas perfuzji serca ex-situ opisano w niniejszym dokumencie na modelu świniowym.

Koronarografia podczas perfuzji serca ex situ w modelu świni

Protokół opisuje system perfuzji serca ex vivo u świń, w którym bezpośrednie obciążenie lewej komory może służyć jako technika oceny zdrowia przeszczepu, zapewniając jednocześnie holistyczną ocenę funkcji przeszczepu. Omówiono również projekt systemu i możliwe wskaźniki oceny.

Obciążenie serca za pomocą pasywnego zwiększania ciśnienia w lewym przedsionku i pasywnego obciążenia następczego do oceny przeszczepu

Protokół tutaj opisuje model przeszczepu serca o wysokiej jakości wieprzowinki po oddaniu serca po śmierci krążeniowej, wykorzystujący perfuzję przeszczepu ex vivo .

Model o wysokiej wierności wieprzi ortotopowej transplantacji serca po oddaniu po śmierci krążenia

W tym miejscu przedstawiamy protokół dla otwartego, modyfikowalnego normotermicznego systemu perfuzji ex vivo , zaprojektowanego w celu przezwyciężenia wysokich kosztów i ograniczonej elastyczności istniejących platform, umożliwiając bardziej dostępne, opłacalne i iteracyjne wykorzystanie w przedklinicznych badaniach biomedycznych.

System perfuzji normamicznej o otwartym kodzie źródłowym przeznaczony dla naukowców

Poznaj metodę termodylucji do oznaczania rzutu serca u świń podczas perfuzji płuc ex vivo. Technika ta umożliwia precyzyjne monitorowanie przepływu i ocenę zmian w tkance płucnej.

Oznaczanie rzutu serca w modelu świniowym do perfuzji płuc ex vivo

Przeglądaj więcej filmów