Name: Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-26T14:10:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
Description: Poznaj lekki, modułowy system implantów DREAM do przewlekłej elektrofizjologii u myszy. Ta metoda umożliwia rejestrację aktywności neuronowej podczas naturalnych zachowań zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez Holenderską Radę Badawczą (NWO; Program Crossover 17619 "INTENSE", TS) oraz otrzymał dofinansowanie z Siódmego Programu Ramowego Unii Europejskiej (FP7/2007-2013) na podstawie umowy grantowej nr 600925 (Neuroseeker, TS, FB, PT), a także od Towarzystwa Maxa Plancka.

A Cost-Effective, Versatile Probe Implant System for Electrophysiology in Mice

<ol><li>Epsztein, J., Brecht, M., Lee, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+determinants+of+hippocampal+CA1+place+and+silent+cell+activity+in+a+novel+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Intracellular determinants of hippocampal CA1 place and silent cell activity in a novel environment.</a> Neuron. 70 (1), 109-120 (2011).</li>
<li>Okun, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diverse+coupling+of+neurons+to+populations+in+sensory+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Diverse coupling of neurons to populations in sensory cortex.</a> Nature. 521 (7553), 511-515 (2015).</li>
<li>Jun, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+silicon+probes+for+high-density+recording+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity.</a> Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).</li>
<li>Znamenskiy, P., Kim, M. -H., Muir, D. R., Iacaruso, M. F., Hofer, S. B., Mrsic-Flogel, T. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+specificity+of+recurrent+inhibition+in+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Functional specificity of recurrent inhibition in visual cortex.</a> Neuron. 112 (6), 991-1000 (2024).</li>
<li>Rowland, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Propagation+of+activity+through+the+cortical+hierarchy+and+perception+are+determined+by+neural+variability%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Propagation of activity through the cortical hierarchy and perception are determined by neural variability.</a> Nat Neurosci. 26 (9), 1584-1594 (2023).</li>
<li>Roth, M. M., Dahmen, J. C., Muir, D. R., Imhof, F., Martini, F. J., Hofer, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thalamic+nuclei+convey+diverse+contextual+information+to+layer+1+of+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Thalamic nuclei convey diverse contextual information to layer 1 of visual cortex.</a> Nat Neurosci. 19 (2), 299-307 (2016).</li>
<li>Zong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+two-photon+calcium+imaging+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Large-scale two-photon calcium imaging in freely moving mice.</a> Cell. 185 (7), 1240-1256 (2022).</li>
<li>Demas, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed%2C+cortex-wide+volumetric+recording+of+neuroactivity+at+cellular+resolution+using+light+beads+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">High-speed, cortex-wide volumetric recording of neuroactivity at cellular resolution using light beads microscopy.</a> Nat Methods. 18 (9), 1103-1111 (2021).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents+EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+tissue+to+chronically+implanted+neural+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes.</a> J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).</li>
<li>Savya, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+spatiotemporal+dynamics+of+astrocyte+reactivity+following+neural+electrode+implantation%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">In vivo spatiotemporal dynamics of astrocyte reactivity following neural electrode implantation.</a> Biomaterials. 289, 121784(2022).</li>
<li>Perge, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-day+signal+instabilities+affect+decoding+performance+in+an+intracortical+neural+interface+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Intra-day signal instabilities affect decoding performance in an intracortical neural interface system.</a> J Neural Eng. 10 (3), 036004(2013).</li>
<li>Pachitariu, M., Steinmetz, N., Kadir, S., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kilosort%3A+realtime+spike-sorting+for+extracellular+electrophysiology+with+hundreds+of+channels%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Kilosort: realtime spike-sorting for extracellular electrophysiology with hundreds of channels.</a> bioRxiv. , 061481(2016).</li>
<li>Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neuronal+ensembles%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neuronal ensembles.</a> Nat Neurosci. 7 (5), 446-451 (2004).</li>
<li>Kloosterman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+Drive+fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: Drive fabrication.</a> J Vis Exp. (26), e1094(2009).</li>
<li>Jacobs, T., Darch, H., Holtzman, T., De Zeeuw, C. I., Romano, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+operating+protocol%3A+Implantation+of+Cambrige+NeuroTech+chronic+silicon+probe+and+mini-amp-64+digital+headstage+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Protocol+Exchange%22%5BJournal%5D)">Standard operating protocol: Implantation of Cambrige NeuroTech chronic silicon probe and mini-amp-64 digital headstage in mice.</a> Protocol Exchange. , (2023).</li>
<li>Juavinett, A. L., Bekheet, G., Churchland, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+adaptable%2C+reusable%2C+and+light+implant+for+chronic+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">An adaptable, reusable, and light implant for chronic Neuropixels probes.</a> bioRxiv. , (2024).</li>
<li>Kozai, T. D. Y., Jaquins-Gerstl, A. S., Vazquez, A. L., Michael, A. C., Cui, X. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+tissue+responses+to+neural+implants+impact+signal+sensitivity+and+intervention+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Brain tissue responses to neural implants impact signal sensitivity and intervention strategies.</a> ACS Chem Neurosci. 6 (1), 48-67 (2015).</li>
<li>Nguyen, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+array+for+chronic+in+vivo+recording%3A+tetrode+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly.</a> J Vis Exp. (26), e1098(2009).</li>
<li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp Neurol. 195 (1), 115-126 (2005).</li>
<li>Vöröslakos, M., Petersen, P. C., Vöröslakos, B., Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metal+microdrive+and+head+cap+system+for+silicon+probe+recovery+in+freely+moving+rodent%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Metal microdrive and head cap system for silicon probe recovery in freely moving rodent.</a> eLife. 10, e65859(2021).</li>
<li>IMEC Neuropixels 1.0 User Manual V1.0.8. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.neuropixels.org/_files/ugd/328966_ca209d53ffb346b3bf98be39b903efa9.pdf">https://www.neuropixels.org/_files/ugd/328966_ca209d53ffb346b3bf98be39b903efa9.pdf</a> (2023).</li>
<li>Baranauskas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carbon+nanotube+composite+coating+of+neural+microelectrodes+preferentially+improves+the+multiunit+signal-to-noise+ratio%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neural+Eng%22%5BJournal%5D)">Carbon nanotube composite coating of neural microelectrodes preferentially improves the multiunit signal-to-noise ratio.</a> J Neural Eng. 8 (6), 066013(2011).</li>
<li>Niell, C. M., Stryker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+visual+responses+by+behavioral+state+in+mouse+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Modulation of visual responses by behavioral state in mouse visual cortex.</a> Neuron. 65 (4), 472-479 (2010).</li>
<li>Okun, M., Carandini, M., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long+term+recordings+with+immobile+silicon+probes+in+the+mouse+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Long term recordings with immobile silicon probes in the mouse cortex.</a> bioRxiv. , (2015).</li>
<li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Sci Rep. 7 (1), 2773(2017).</li>
<li>Bimbard, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+adaptable%2C+reusable%2C+and+light+implant+for+chronic+Neuropixels+probes%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">An adaptable, reusable, and light implant for chronic Neuropixels probes.</a> bioRxiv. , (2024).</li>
<li>Jones, E. A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+recoverable+Neuropixels+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22protocols.io%22%5BJournal%5D)">Chronic recoverable Neuropixels in mice.</a> protocols.io. , (2023).</li>
<li>Neuronexus Products - dDrive. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.neuronexus.com/products/accessories/microdrives/ddrive/">https://www.neuronexus.com/products/accessories/microdrives/ddrive/</a> (2024).</li>
<li>van Daal, R. J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implantation+of+Neuropixels+probes+for+chronic+recording+of+neuronal+activity+in+freely+behaving+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Implantation of Neuropixels probes for chronic recording of neuronal activity in freely behaving mice and rats.</a> Nat Protoc. 16 (7), 3322-3347 (2021).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+behavioral+experiments+in+head-fixed+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Procedures for behavioral experiments in head-fixed mice.</a> PLoS One. 9 (2), e88678(2014).</li>
<li>Groblewski, P. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+head-fixation+system+for+performing+large-scale%2C+in+vivo+physiological+recordings+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A standardized head-fixation system for performing large-scale, in vivo physiological recordings in mice.</a> J Neurosci Methods. 346, 108922(2020).</li>
<li>Vasilev, D., Raposo, I., Totah, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brightness+illusions+evoke+pupil+constriction+preceded+by+a+primary+visual+cortex+response+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Cereb+Cortex%22%5BJournal%5D)">Brightness illusions evoke pupil constriction preceded by a primary visual cortex response in rats.</a> Cereb Cortex. 33 (12), 7952-7959 (2023).</li>
</ol>

TS, AN i MNH są współzałożycielami 3Dneuro B.V., które produkuje otwartoźródłowe mikronapędy i korony Faradaya używane w tym protokole. FB i PT są członkami naukowej rady doradczej 33Dneuro B.V. FB i PT nie otrzymują żadnego wynagrodzenia finansowego za to stanowisko.

Niniejszy manuskrypt przedstawia protokół szybkiej, bezpiecznej i standaryzowanej implantacji sond, który umożliwia także odzyskanie i ponowne użycie sondy na końcu eksperymentu. Podejście wykorzystuje modułowy system komponentów implantu, w szczególności mikronapęd, kompatybilny ze wszystkimi popularnymi krzemowymi sondami i systemami nagrywania, główkę umożliwiającą eksperymenty behawioralne z głową oraz noszoną klatkę Faradaya chroniącą implant. Ta konstelacja pozwala użytkownikom elastycznie dostosowywać implant do różnych paradygmatów eksperymentalnych, takich jak zachowanie z głową stacjonarną zamiast swobodnie poruszającej się czy miniaturyzacja implantu (bez klatki Faradaya) w porównaniu do zwiększonej długoterminowej odporności sygnału (z klatką Faradaya) – bez konieczności rezygnacji ze standaryzacji implantu w tym procesie.
Takie podejście sprawia, że przewlekłe zapisy elektrofizjologiczne są bardziej standaryzowane (dzięki prefabrykowanym elementom, które nie wymagają ręcznego montażu), są tańsze (dzięki odzyskiwaniu sondy), mniej czasochłonne (poprzez uproszczenie etapów operacji) oraz łatwiejsze do kompatybilności z dobrostanem i zachowaniem zwierząt (dzięki zmniejszonemu rozmiarowi implantu i bezstresowej fiksacji głowy). W związku z tym protokół ten ma na celu umożliwienie dostępu do implantów elektrofizjologicznych u zachowujących się gryzoni dla szerszego grona badaczy poza pionierskimi laboratoriami na czele tej dziedziny.
Aby osiągnąć ten cel, przedstawiony tutaj protokół minimalizuje kompromis między kilkoma, często równie istotnymi aspektami implantów microdrive, takimi jak elastyczność, modułowość, łatwość implantacji, stabilność, całkowity koszt, kompatybilność z zachowaniem oraz możliwość ponownego użycia sond. Obecnie dostępne podejścia często wyróżniają się w niektórych z tych aspektów, ale kosztem innych funkcji. Na przykład, w przypadkach wymagających absolutnej stabilności implantu przez długi czas, najlepszym podejściem może być bezpośrednie zacementowanie sondy na czaszce25. Jednak zapobiega to ponownemu użyciu sondy, a także przesuwaniu miejsc nagrywania w przypadku złej jakości nagrania, a także jest niezgodne ze standaryzowanym umieszczaniem implantów. Podobnie, choć napęd AMIE zapewnia lekkie, niedrogie rozwiązanie do odzyskiwania implantacji sond, jest ograniczony do pojedynczych sond i ograniczony w ustawieniu współrzędnych celu17. Na przeciwnym biegunie spektrum są niektóre komercyjnie dostępne nano-napędy (patrz Tabela 1 16,17,21,26,27,28,29,30) są niezwykle małe, można je swobodnie umieścić na czaszce i maksymalizują liczbę sond, które można wszczepić pojedynczemu zwierzęciu16. Jednak są one droższe w porównaniu z innymi rozwiązaniami, wymagają od eksperymentatorów wysokich kwalifikacji do skutecznego przeprowadzenia operacji implantów i zabraniają ponownego użycia sond. Microdrive opracowany przez Vöröslakosa i in.21, którego lekka wersja również jest częścią tego protokołu, poświęca mały rozmiar implantu na rzecz łatwiejszego użycia, niższej ceny i ponownego użytku sondą
Tabela 1: Porównanie popularnych strategii przewlekłych implantów sondowych u gryzoni. Dostępność: czy mikronapęd jest open source (dla naukowców do samodzielnego budowania), dostępny komercyjnie, czy jedno i drugie. Modułowość: Systemy zintegrowane składają się z jednego lub kilku elementów będących względem siebie ustawionych, podczas gdy systemy modułowe pozwalają na swobodne umieszczenie sondy/mikronapędu względem zabezpieczenia (nawozek/klatka Faradaya) po wykonaniu implantu (np. podczas operacji). Modułowość została określona na podstawie opublikowanych informacji lub protokołów implantacji wymienionych implantów. Headfix: Tak: Implant ma wbudowane mechanizmy utrwalania głowy, X: Implant zostawia miejsce, by dodać dodatkową płytę głowy do fiksacji bez większych problemów, Nie: Projekt implantu prawdopodobnie powoduje problemy z miejscem lub wymaga znacznych modyfikacji do użycia z fiksacją głowy. Umieszczenie sondy: Ograniczone: Lokalizacja sondy jest ograniczona na etapie projektowania implantu. Elastyczność: Lokalizacja sondy może być regulowana nawet podczas operacji. Liczba sond: liczba sond, które można wszczepić. Należy zauważyć, że wszczepienie sond >2 myszy stanowi poważne wyzwanie niezależnie od wybranego systemu implantowego. Ponowne użycie sond: tak, jeśli sondy teoretycznie można ponownie wykorzystać. Waga/rozmiar: waga i objętość implantu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Table 1.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Aby stworzyć system bardziej płynnie łączący te różne wymagania, implant DREAM został zaprojektowany na podstawie implantu Vöröslakos21, ale z kilkoma fundamentalnymi modyfikacjami. Po pierwsze, aby zmniejszyć całkowitą masę implantu, używany tutaj mikronapęd jest produkowany z obróbki aluminium zamiast ze stali nierdzewnej drukowanej 3D, a korona Faradaya jest miniaturowana, co pozwala na całkowitą redukcję wagi o 1,2-1,4 g w zależności od wyboru materiału płyty głowowej (patrz Tabela 2). Po drugie, płyta głowy otaczająca mikronapęd została zaprojektowana tak, aby umożliwić zintegrowany mechanizm fiksacji głowy, umożliwiający szybkie i bezstresowe fiksowanie głowy, jednocześnie pełniąc funkcję podstawy dla klatki Faradaya, dając dostęp do większości potencjalnych obszarów docelowych do rejestracji neuronalnych i dodając implantowi minimalną wagę. Płaski kształt mechanizmu fiksacyjnego oraz brak wystań zapewniają również minimalne ograniczenie pola widzenia lub poruszania się zwierząt (patrz rysunek 2A-C), co stanowi wyraźną poprawę w stosunku do poprzednich systemów31,32. Korona Faradaya i pierścień przymocowane do płyty głowicy również zostały znacznie zmienione w porównaniu do wcześniejszych konstrukcji. Obecnie nie wymagają one doraźnej adaptacji (np. pod względem umieszczenia złącza) ani lutowania podczas całej operacji, eliminując potencjalne przyczyny uszkodzeń implantu i nieprzewidywalne różnice jakości implantów. Zamiast tego implant DREAM oferuje wiele ustandaryzowanych wariantów pierścieni koronowych, które pozwalają umieścić każde złącze w jednej z czterech wcześniej określonych pozycji, minimalizując zmienność i wysiłek podczas operacji. Wreszcie, poprzez optymalizację systemu implantu do odzyskiwania sondy, implant DREAM pozwala eksperymentatorom drastycznie obniżyć koszty oraz czas przygotowania na implant, ponieważ mikronapęd i sonda zazwyczaj można odzyskać, wyczyścić i ponownie użyć razem.
Aby uzyskać bardziej wyczerpujący przegląd kompromisów związanych z różnymi systemami implantowymi, zobacz Tabelę 1. Chociaż przedstawione tutaj podejście zazwyczaj nie zapewnia maksymalnej wydajności w porównaniu do innych strategii, np. pod względem rozmiaru, stabilności czy kosztu, działa w górnym zakresie dla wszystkich tych parametrów, co czyni je łatwiejszym zastosowaniem w szerokim zakresie eksperymentów.
Trzy aspekty protokołu są szczególnie istotne do dostosowania do każdego konkretnego przypadku użycia: konstelacja uziemienia i odniesienia, technika cementacji mikronapędu oraz walidacja implantów za pomocą rejestracji neuronalnej. Po pierwsze, przy wszczepianiu uziemienia i pinów referencyjnych celem było określenie idealnego punktu między stabilnością mechaniczną/elektryczną a inwazyjną. Chociaż np. unoszące się srebrne druty osadzone w agarze są mniej inwazyjne niż śruby kostne33, prawdopodobnie są bardziej podatne na wysuwanie się z czasem. Zastosowanie szpilek w połączeniu z agarem zapewnia stabilne połączenie elektryczne, a jednocześnie ułatwia kontrolę podczas wprowadzania, zapobiegając urazom tkanek. Kołki uziemiające przymocowane do czaszki raczej się nie odłączą, a w przypadku odłączenia drutu od bolca ponowne przymocowanie jest zwykle proste ze względu na większą powierzchnię i stabilność wszczepionego bolca.
Tabela 2: Porównanie wag składników między implantem DREAM a implantem opisanym przez Vöröslakosa i in.21. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Table 2.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Po drugie, utrwalenie mikronapędu powinno zazwyczaj nastąpić przed włożeniem sondy do mózgu. Zapobiega to bocznemu ruchowi sondy wewnątrz mózgu, jeśli mikronapęd nie jest idealnie zamocowany w stereotaktycznym uchwytie podczas włożenia. Aby sprawdzić położenie sondy przed zamocowaniem mikronapędu, można na krótko opuścić końcówkę trzonka sondy, aby określić, gdzie będzie miała kontakt z mózgiem, ponieważ ekstrapolacja pozycji lądowania może być trudna ze względu na przesunięcie paralaksy mikroskopu. Po ustaleniu pozycji mikronapędu opcjonalnie można zabezpieczyć kraniotomię elastomerem silikonowym przed zacementowaniem mikronapędu, aby zapobiec przypadkowemu kontakcie cementu z kraniotomią; Jednak obniżanie sondy przez elastomer silikonowy nie jest zalecane, ponieważ pozostałości elastomeru silikonowego mogą zostać wciągnięte do mózgu i powodować stan zapalny oraz glej.
Po trzecie, w zależności od zastosowanego protokołu eksperymentalnego, nagranie testu bezpośrednio po operacji może być przydatne lub nie. W dużej mierze aktywność neuronalna rejestrowana tuż po wszczepieniu sondy nie będzie bezpośrednio reprezentatywna dla aktywności rejestrowanej przewlekle, ze względu na czynniki takie jak przejściowy obrzęk mózgu i ruch tkanek wokół sondy, co oznacza, że zarówno głębokość włożenia, jak i fale kolczaste raczej nie ustabilizują się bezpośrednio. W związku z tym natychmiastowe nagrania mogą służyć głównie do ustalenia ogólnej jakości sygnału i integralności implantu. Zaleca się, aby ruchome mikro-napędowe sanie były używane w kolejnych dniach po operacji, gdy mózg się ustabilizuje i dostosuje pozycję. Pomaga to również uniknąć przesuwania sondy o więcej niż 1000 μm dziennie, minimalizując uszkodzenia miejsca nagrania i tym samym wydłużając żywotność miejsca nagrywania.
Wreszcie, użytkownicy mogą chcieć dostosować system do nagrywania z więcej niż jednego docelowego miejsca. Ponieważ system ten jest modułowy, użytkownik ma dużą swobodę w sposobie składania i umieszczania komponentów względem siebie (patrz wyżej oraz Rysunek Uzupełniający 3 i Rysunek Uzupełniający 4). Obejmuje to modyfikacje pozwalające na zamontowanie poziomo wydłużonego promu na mikronapędzie, umożliwiającego wszczepienie wielu sond lub dużych sond wielotrzepowowych, a także wszczepienie wielu indywidualnych mikronapędów (patrz Dodatkowy Rysunek 3 i Dodatkowy Rysunek 4). Takie modyfikacje wymagają jedynie zastosowania dostosowanego pierścienia koronowego, z większą liczbą stref montażowych dla złączy/płytek interfejsowych/głównych scen. Jednak ograniczenia przestrzeniowe tego projektu są wymuszone przez model zwierzęcy, w tym przypadku mysz, co sprawia, że układanie wielu sond na jednym mikronapędzie jest bardziej atrakcyjne pod względem powierzchni niż samodzielne wszczepianie kilku mikronapędów. Mikronapędy używane tutaj mogą obsługiwać nałożone sondy, dlatego jedynym realnym ograniczeniem jest liczba głównych etapów lub złączy, które mogą spełnić ograniczenia przestrzenne i masowe określone przez model zwierzęcy. Dystansy mogą być również używane do dalszego zwiększenia niepionowych dróg montażu i wstawiania.
Podsumowując, protokół ten pozwala na niedrogą, lekką i co ważne, regulowaną implantację sondy, z dodatkową korzyścią w postaci konstrukcji mikronapędu, która priorytetowo traktuje odzyskiwanie sondy. To rozwiązuje problemy związane z wysokimi kosztami jednorazowych sond, wysokim barierą umiejętności chirurgicznych i implantacyjnych, a także faktem, że komercyjne rozwiązania dla przewlekłej implantacji często trudno jest dostosować do unikalnych zastosowań. Te problemy stanowią problem dla laboratoriów już stosujących ostrą elektrofizjologię i stanowią odstraszacz dla tych, które jeszcze nie przeprowadzają eksperymentów elektrofizjologicznych. System ten ma na celu ułatwienie szerszego wdrożenia badań nad przewlekłą elektrofizjologią poza tymi ograniczeniami.

<a href="https://app.jove.com/t/6665">This corrects</a> the article <a href="https://https://dx.doi.org/10.3791/66867">10.3791/66867</a>

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/66867">The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice</a>. The Authors&#160;section was&#160;updated.

Erratum: The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Elektrofizjologia z przewlekle wszczepianymi sondami krzemowymi stała się potężną techniką badania aktywności nerwowej i łączności u zachowujących się zwierząt, szczególnie myszy, ze względu na ich genetyczną i eksperymentalną podatność na rozwiązywanie1. Laminarne sondy krzemowe, w szczególności, okazały się nieocenionym narzędziem do identyfikowania funkcjonalnych zależności w kolumnach korowych2 oraz do powiązania dynamiki dużych populacji neuronalnych z zachowaniem w sposób, który wcześniej był niemożliwy3.
Dwa uzupełniające się podejścia to obecne złote standardy rejestrowania aktywności neuronowej in vivo: mikroskopia dwufotonowa 4,5 oraz elektrofizjologia zewnątrzkomórkowa6. Wybór metodologii rejestracji ogranicza charakter możliwych odczytów: mikroskopia dwufotonowa jest szczególnie dobrze przystosowana do badań podłużnych indywidualnie identyfikowalnych neuronów w dużych populacjach na przestrzeni czasu, ale cierpi na wysokie koszty sprzętu i jest ograniczona do powierzchownych warstw kory mózgowej w nienaruszonych mózgach. Ponadto typowa rozdzielczość czasowa ~30 Hz ogranicza zdolność do rejestrowania bieżącej dynamiki neuronalnej 7,8.
Dla porównania, zapisy elektrofizjologiczne oferują wysoką rozdzielczość czasową (do 40 kHz) do śledzenia aktywności neuronów moment po momencie, mogą być szeroko stosowane zarówno na gatunkach, jak i na głębokościach korowych, a także mają stosunkowo niedrogie rozwiązania w porównaniu z mikroskopią dwufotonową. Jednak identyfikacja pojedynczych neuronów, jak również podłużne śledzenie populacji neuronalnych, są trudne do osiągnięcia. Dotyczy to szczególnie elektrod drutowych, np. tetrod, oraz ostrych wstawiań elektrod. Poza brakiem możliwości śledzenia neuronów podczas sesji nagraniowych9, powtarzające się ostre włączenia powodują miejscowy uraz10 , który wywołuje odpowiedź immunologiczną11, zwiększając ryzyko infekcji i glejaku. Ostatecznie zmniejsza to stabilność zarejestrowanej aktywności neuronów i oczekiwaną długość życia zwierząt doświadczalnych, ograniczając zakres badań podłużnych z ostrymi rejestracjami elektrofizjologicznymi dozaledwie kilku dni.
Przewlekłe nagrania sondą krzemową o wysokiej gęstości mają na celu połączenie najlepszych cech ostrej elektrofizjologii i obrazowania dwufotonowego. Mogą śledzić dynamikę populacji nerwowych na przestrzeni sesji, mając jedynie nieco niższą zdolność identyfikacji pojedynczych neuronów w porównaniu do obrazowania dwufotonowego13. Te nagrania zapewniają dużą elastyczność w rozmieszczeniu przestrzennym i precyzyjnej rozdzielczości czasowej zarejestrowanych sygnałów, a także poprawiają długość życia i dobrostan zwierząt doświadczalnych w porównaniu do ostrych nagrań14. Ponadto, w przeciwieństwie do ostrych nagrań, przewlekła elektrofizjologia wymaga tylko jednego zdarzenia implantacji, co skutecznie zmniejsza ryzyko infekcji i uszkodzenia tkanek oraz minimalizuje stres u zwierząt15. Łącznie te zalety czynią przewlekłą elektrofizjologię potężnym narzędziem do badania organizacji i funkcjonowania układu nerwowego.
Jednak powszechnie stosowane techniki przewlekłej implantacji u myszy zmuszają badaczy do istotnych kompromisów między kompatybilnością z rejestracją zachowania, wagą implantu, replikowalnością implantów, kosztami finansowymi oraz ogólną łatwością użycia. Wiele protokołów implantowych nie jest zaprojektowanych tak, aby ułatwić ponowne użycie sond16, co znacznie podnosi efektywny koszt pojedynczych eksperymentów i tym samym utrudnia finansowo niektórym laboratoriom stosowanie przewlekłej elektrofizjologii. Często wymagają też rozległych prac prototypowych i projektowych we firmie, do których nie ma wiedzy i zasobów.
Z kolei zintegrowane systemy implantowe17 oferują szerzej dostępne rozwiązanie dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni. Systemy te zostały zaprojektowane tak, aby integrować mikronapęd trzymający sondę z resztą implantu, co ułatwia obsługę implantu i procedury chirurgiczne. Jednak po wszczepieniu takie systemy mogą być obciążone od góry i ograniczać zdolność eksperymentatora do elastycznego dostosowania eksperymentu do różnych współrzędnych docelowych. Często ich waga uniemożliwia implanty u mniejszych zwierząt, potencjalnie upośledza ruchy zwierząt i wywołuje stres18. Może to nieproporcjonalnie wpływać na badania dotyczące kohort młodocianych i żeńskich, ponieważ ograniczenia wagi częściej dotykają te grupy.
Dodatkowo, nie wszystkie zintegrowane systemy pozwalają na regulację pozycji elektrod po implantacji. Jest to istotne, ponieważ glej lub blizny spowodowane wszczepieniemsondy 19, zwłaszcza w początkowych 48 godzinach po implantacji20, mogą obniżyć jakość zarejestrowanej aktywności neuronalnej. Mikro-korekty głębokości włożenia sondy mogą ograniczyć te negatywne skutki dla integralności sygnału. Dlatego mechanizmy mikropozycjonowania, powszechnie nazywane mikronapędami, mogą być korzystne nawet w sondach z dużą liczbą elektrod rozmieszczonych na całej długości.
Aby przezwyciężyć takie kompromisy, wprowadzamy nowatorski system implantów przewlekłej elektrofizjologii dla myszy, który odpowiada na ograniczenia wcześniejszych konstrukcji, oferując lekkie, opłacalne i modułowe rozwiązanie. System implantów DREAM został zaprojektowany tak, aby ważył mniej niż 10% (~2,1 g) typowej masy ciała myszy, zapewniając dobrostan zwierząt i minimalny wpływ na zachowanie. Walidacja projektu implantu DREAM wykazuje minimalny wpływ na kluczowe metryki behawioralne, takie jak lokomocja – która może być znacząco zmieniona u gryzoni, gdy obciążenia są umieszczane na czaszce. Może to przynieść korzyści eksperymentalnym paradygmatom wykorzystującym swobodnie poruszające się zwierzęta oraz zwierzęta z głową fiksowaną, poprawiając dobrostan zwierząt i umożliwiając bardziej etologicznie uzasadnione eksperymenty.
System zawiera mikronapęd umożliwiający elastyczne regulowanie głębokości nagrywania do 7 mm i może być adaptowany do różnych typów sond i urządzeń rejestrujących, zapewniając naukowcom opłacalne i wszechstronne narzędzie do różnych zastosowań eksperymentalnych. System jest rutynowo łączony z metalowym mikronapędem21, który zapewnia spójne odzyskiwanie sondy w porównaniu z innymi systemami (przewidywana średnia szybkość odzysku: około trzech niezawodnych ponownych użycia na sondę) i drastycznie obniża koszty pojedynczych eksperymentów.
Projekt wyposażony jest w wydrukowaną 3D ochronną klatkę Faradaya, która zapewnia tanią, a jednocześnie solidną ochronę przed zakłóceniami elektrofizjologicznymi, uderzeniami mechanicznymi i materiałami zakaźnymi, umożliwiając stabilne i wolne od szumów nagrania z minimalnym zakażeniem. Ta wszczepialna klatka składa się z tzw. "korony", zaprojektowanej do ochrony przed uderzeniami oraz do zapewnienia struktury przewodzącej metalowej powłoki klatki Faradaya, oraz pierścienia koronowego, który służy jako mocowanie wzmacniacza implantowalnego i/lub złącza sondy (patrz Rysunek 1).
Wreszcie, płytki głowy dołączone do modułowego systemu implantów są zaprojektowane tak, aby były kompatybilne z nowatorskim, wydajnym systemem utrwalania głowy bez zwiększania objętości implantu. W przeciwieństwie do innych istniejących systemów, nie wymaga dokręcania małych śrub blisko implantu, przyspieszania utrwalania myszy w warunkach eksperymentalnych oraz poprawy relacji eksperymentator-zwierzę oraz przestrzegania zachowań. Jednocześnie płyta głowowa służy jako podstawa do budowy pozostałych modułów systemu chronicznej elektrofizjologii DREAM.
Pliki projektowe dla implantu DREAM są publikowane jako sprzęt open-source w https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/. W kolejnych sekcjach opisano projektowanie i wykonanie systemu implantu DREAM, zademonstrowano jego skuteczną implementację w modelu myszym oraz omówiono jego potencjalne zastosowania i zalety w porównaniu z istniejącymi systemami.

<table><tbody><tr><td>Gniazdo ogonowe lutowane 0,05"</td><td>Mill-Max</td><td>853-93-100-10-001000</td><td></td></tr><tr><td>1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'- Odczynnik tetrametyloindokarbocyanin perchlorian ('DiI'; DiIC18(3))</td><td>ThermoFisher</td><td>D282</td><td>Barwnik lipofilowy stosowany do łatwiejszej histologicznej weryfikacji lokalizacji sondy</td></tr><tr><td>Maść samoprzylepna (Blu-Tack)</td><td>Bostik</td><td>308590110</td><td>Wariacje (np. od Pritta) powinny być dostępne w twoim sklepie papierniczym</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A1296</td><td>Zrób sól fizjologiczną dla przewodnictwa.</td></tr><tr><td>Wzmacniacz (Miniamp-64)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Miniaturowy i wszczepialny wzmacniacz oraz cyfryzator. Możliwe jest użycie alternatywnego wszczepialnego cyfrowego lub wszczepialnego złącza Omnetics.</td></tr><tr><td>Krem przeciwnagetyczny (EMLA Cream)</td><td>Aspen</td><td>39699/0088</td><td>Krem przeciwnagowy stosowany na ból operacyjny zawierający prilokainę, lidokainę.</td></tr><tr><td>Skośna dystansowa</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Skośna dystansa do montażu napędu nieprostopadłego... Open source, dostępny także w https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>Dioda LED do utwardzania niebieskiego światła</td><td>B.A. International</td><td>818223</td><td>Światło utwardzania do polimeryzacji podkładu. Długość fali 420-480 nm</td></tr><tr><td>Wosk kostny</td><td>SMI</td><td>Z046</td><td>Wosk, by chronić kraniotomię i sondę po operacji.</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Elanco Europe LTD</td><td>401513</td><td>Roztwór buprenorfiny do wstrzykiwania (0,3 mg/mL)</td></tr><tr><td>Siatka miedziana</td><td>Dexmet</td><td>3CU6-050FA</td><td>Miedziana siatka używana do elektrycznej i fizycznej osłony sondy oraz kraniotomii.</td></tr><tr><td>Klej cyjanoakrylanowy (Loctite)</td><td>Loctite</td><td>1363589</td><td>Klej żelowy cyjanoakrylanowy</td></tr><tr><td>Cement dentystyczny (SuperBond C& B)</td><td>Sun Medical</td><td>K058E</td><td>Cement dentystyczny (SuperBond)</td></tr><tr><td>Krem depilacyjny (Veet)</td><td>Veet</td><td>310000091434</td><td>Krem do usuwania owłosienia w okolicach operacji.</td></tr><tr><td>Enrofloksacyna (Baytril)</td><td>Elanco Europe LTD</td><td>00879/4117</td><td>Roztwór enrofloksaciny do wstrzykiwania (25 mg/mL)</td></tr><tr><td>Korona Faradaya</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Klatka ochronna wydrukowana w 3D do wszczepiania. Open source, dostępny także w https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>Pierścień Faradaya</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Drukowany 3D wszczepiany ochronny pierścień do klatki Faradaya. Open source, dostępny także w https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/</td></tr><tr><td>Gąbka hemostatyczna</td><td>SMI</td><td>ZHG101010</td><td>Wchłaniająca gąbka żelatynowa hemostatyczna</td></tr><tr><td>Rurki termokurczliwe</td><td>HellermannTyton</td><td>TA32-9/3 BK</td><td>Rurka termokurczliwa do produkcji kleszczy z miękkimi końcówkami</td></tr><tr><td>Jod</td><td>Braunol</td><td>9322507</td><td>Wodny roztwór povidonu i jodu.</td></tr><tr><td>Metamizol (Novalgin)</td><td>Sanofi-Aventis Gmbh</td><td>4527098</td><td>Metamizol do zastrzyków (500 mg/mL)</td></tr><tr><td>Metamizol (Novalgin)</td><td>Sanofi-Aventis Gmbh</td><td>1553758</td><td>Roztwór metamizolu</td></tr><tr><td>Microdrive (R2Drive)</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Odzyskiwany mikronapęd metalowy z ruchomym promem. Open source, dostępny także pod adresem https://buzsakilab.github.io/ 3d_print_designs/</td></tr><tr><td>Olej mineralny</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5310-100ML</td><td>Olej używany jako rozpuszczalnik do tworzenia żelu ochronnego po kraniotomii.</td></tr><tr><td>Chusteczki niewypadające (Kimtech)</td><td>Kimtech</td><td>7552</td><td>Chusteczki niewypadające</td></tr><tr><td>Podkład</td><td>Bisco</td><td>B-7202P</td><td>Uniwersalny klej do czaszki zapobiega degradacji cementu wilgoci i zapewnia solidną bazę do osadzania się cementu.</td></tr><tr><td>Uchwyt R2Drive</td><td>3DNeuro</td><td></td><td>Stereotaktyczne zaczepki do montażu R2Drive. Open source, dostępny także pod adresem https://buzsakilab.github.io/ 3d_print_designs/</td></tr><tr><td>Samoprzylepna owina</td><td>3M</td><td>VB050</td><td>Osłona ochronna na implant po operacji</td></tr><tr><td>Sonda krzemowa (H2)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Przewlekle wszczepialna liniowa sonda krzemowa z 32 kanałami. Możliwe jest alternatywne użycie sondy.</td></tr><tr><td>Elastomer silikonowy (Duragel)</td><td>Cambridge Neurotech</td><td></td><td>Elastomer silikonowy</td></tr><tr><td>Gips silikonowy (Kwikcast)</td><td>WPI</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Epoksyd przewodzący srebro</td><td>MG Chemicals</td><td>8331D-14G</td><td>Epoksyd srebrny</td></tr><tr><td>Szczypce Dumont rozmiar 5</td><td>FSTools</td><td>11251-10</td><td>Małe kleszcze do podnoszenia płata kostnego.</td></tr><tr><td>Drut ze stali nierdzewnej, pokryty teflonem</td><td>Produkty naukowe GmBH</td><td>SS-3T</td><td>Przewód uziemiający</td></tr><tr><td>Stereotax (RWD)</td><td>Napęd na tylne koła</td><td>68803</td><td>Stereotax do zabiegów chirurgicznych na myszach.</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>1304</td><td>Możliwy enzymatyczny środek czyszczący do czyszczenia sondy</td></tr><tr><td>Dwuskładnikowa żywica epoksydowa z szybkim zaklejaniem</td><td>Goryl</td><td>EP3</td><td>Epoksyd do trwałego łączenia części implantu DREAM.</td></tr><tr><td>Okrągła rączka Vannas Spring Knives</td><td>FSTools</td><td>15403-08</td><td>Weterynaryjne nożyczki z prostym końcem sprężynowym odbiciem 0,075 mm.</td></tr><tr><td>Weterynaryczny klej cyjanoakrylanowy (Vetbond)</td><td>3M</td><td>70-0068-5256-3</td><td>Klej cyjanoakrylowy weterynaryjny</td></tr></tbody></table>

implant dream: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

The DREAM Implant: A Lightweight, Modular, and Cost-Effective Implant System for Chronic Electrophysiology in Head-Fixed and Freely Behaving Mice

Przewlekłe rejestracje elektrofizjologiczne u gryzoni znacząco poprawiły nasze zrozumienie dynamiki neuronów i jej znaczenia behawioralnego. Jednak obecne metody przewlekłego wszczepiania sond wiążą się z wyraźnymi kompromisami między kosztem, łatwością użycia, rozmiarem, elastycznością i długoterminową stabilnością.
Protokół ten wprowadza nowatorski system przewlekłych implantów sond dla myszy zwany DREAM (Dynamic, Recoverable, Economical, Adaptable, and Modular), zaprojektowany tak, aby przezwyciężyć kompromisy związane z obecnie dostępnymi opcjami. System oferuje lekkie, modułowe i opłacalne rozwiązanie ze standaryzowanymi elementami sprzętowymi, które można łączyć i wszczepiać w prostych krokach oraz bezpiecznie wysadzać w celu odzyskiwania i wielokrotnego ponownego użycia sond, co znacząco obniża koszty eksperymentalne.
System implantów DREAM integruje trzy moduły sprzętowe: (1) mikronapęd, który może przenosić wszystkie standardowe sondy krzemowe, umożliwiając eksperymentatorom regulację głębokości nagrywania na odległość do 7 mm; (2) trójwymiarowy (3D)-drukowalny, otwarty projekt dla noszonej klatki Faradaya pokrytej miedzianą siatką służącą do osłon elektrycznych, ochrony przed uderzeniami i umieszczenia złącza, oraz (3) miniaturyzowanego systemu mocowania głowy dla poprawy dobrostanu zwierząt i łatwości użytkowania. Odpowiedni protokół chirurgiczny został zoptymalizowany pod kątem szybkości (łączny czas: 2 godziny), bezpieczeństwa sondy oraz dobrostanu zwierząt.
Implanty miały minimalny wpływ na repertuar zachowań zwierząt, łatwo nadawały się do zastosowania w swobodnie poruszających się i głowie nieruchomych kontekstach, a także dostarczały wyraźnie rozpoznawalne fale kolczaste i zdrowe odpowiedzi neuronalne przez tygodnie zbierania danych po implantacji. Infekcje i inne komplikacje po operacji były niezwykle rzadkie.
W związku z tym system implantów DREAM jest wszechstronnym, opłacalnym rozwiązaniem dla przewlekłej elektrofizjologii u myszy, poprawiającym dobrostan zwierząt i umożliwiającym bardziej etocznie uzasadnione eksperymenty. Jego konstrukcja upraszcza procedury eksperymentalne w różnych potrzebach badawczych, zwiększając dostępność przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni w szerokim zakresie laboratoriów badawczych.

Protokół ten przedstawia system przewlekłej implantacji, który umożliwia badaczom wdrożenie lekkich, opłacalnych i bezpiecznych przewlekłych rejestracji elektrofizjologicznych u zachowujących się myszy (Rysunek 1). Główne czynniki decydujące o skutecznym zastosowaniu tego podejścia to: całkowite pokrycie czaszki cementem, minimalnie inwazyjna i odpowiednio zabezpieczona kraniotomia, bezpieczne mocowanie mikronapędu i okablowania do czaszki oraz pełna ciągłość ochronnego materiału Faradaya. Gdy uwzględni się te punkty, można konsekwentnie uzyskać wysokiej jakości nagrania. Tutaj przedstawiono reprezentatywne wyniki dotyczące następujących głównych aspektów sukcesu operacji:
1) Czy implant zakłóca zachowanie lub dobrostan zwierząt? 2) Czy jakość sygnału jest wysoka i czy można je utrzymać przez dłuższy czas? 3) Czy nagrania można łatwo łączyć z wykonywaniem zadań?
Aby ocenić wpływ implantu na zachowania zwierząt, przeanalizowaliśmy śledzone wzorce poruszania się u pięciu wszczepionych zwierząt. Rysunek 2A pokazuje przykład zwierzęcia swobodnie poruszającego się w klatce do zabawy przez 10 minut przed i tydzień po implantacji. Widać, że wzorce ruchu pozostają niezmienione. Tę obserwację potwierdza rysunek 2B, C , przedstawiający rozkłady prędkości ruchu i kierunków głowy między zwierzętami. Zarówno prędkość biegu, jak i kierunek głowy pozostały w dużej mierze niezmienione przed i po implantacji, a jeśli już, to prędkość biegu po operacji wydawała się nieco wyższa. Wideo uzupełniające 1 pokazuje krótkie nagranie wideo zwierzęcia 6 dni po operacji implantacji. Typowe zachowania w klatce domowej, takie jak lokomocja, pielęgnacja, wychowywanie i zbieranie żerów w środowisku domowym, są widoczne i wskazują na skuteczną regenerację po operacji oraz ogólny stan zdrowia. Niski wpływ na zachowanie implantu wynika najprawdopodobniej z jego niskiej wagi i łatwego do opanowania wzrostu.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig02.jpg" /> 
Rysunek 2: Lokomocja przed i po operacji. (A) Przykład lokomocji zwierzęcia przed (lewy panel) i po implantacji (prawy panel). współrzędne x/y są wyrażone w centymetrach, punkty pokazują pozycję zwierzęcia w każdym punkcie czasowym w ciągu 10 minut. (B) Rozkład prędkości ruchu w cm/s dla 5 sesji przed i 3 sesji po implantacji u 5 zwierząt. (C) Gęstość jądra dla prawdopodobieństwa ruchu w różnych kierunkach, dla tych samych sesji analizowanych w (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig02large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Następnie oceniana jest jakość sygnału w lokalnym potencjale polowym (LFP) oraz aktywność skoków w miejscach rejestracji. Tutaj przedstawiamy reprezentatywne dane z nagrań korowych w pierwotnej korze wzrokowej (V1). Dla weryfikacji, przypuszczalna aktywność pojedynczej jednostki została wyodrębniona z szerokopasmowych sygnałów neuronalnych zarejestrowanych w V1 u przytomnej myszy za pomocą Kilosort 3 (patrz Rysunek 3). Rysunek 3A pokazuje położenie wyodrębnionych pojedynczych jednostek na trzpieniu sondy, rysunek 3B pokazuje odpowiadające przebiegi impulsów, a rysunek 3C pokazuje odpowiedzi impulsów tych samych neuronów na protokół gęstości źródła prądu (CSD). W tym paradygmatze błyski szerokokątne prezentowano z czasem trwania 300 ms przy częstotliwości 1 Hz (czyli 300 ms włączone, 700 ms wyłączone) w ciągu 200 prób. Na koniec Rysunek 3D pokazuje odpowiedzi tych samych jednostek na protokół mapowania pola wizualnego, składający się z 2000 klatek losowo wybranych czarno-białych kwadratów na szarym tle, każda prezentowana przez 16,6 ms. Kwadraty pokrywały każdy kąt widzenia 12 stopni i były wybierane spośród pola o wymiarach 15 x 5 możliwych lokalizacji, tak aby paradygmat mapowania obejmował przestrzeń wizualną od -90 do +90 stopni azymutu i od -30 do +40 stopni wysokości łącznie. Reakcje szybkości wystrzału na każdą ramkę bodźca zostały wyodrębnione poprzez analizę maksymalnej szybkości wystrzału w oknie 16,6 ms, z opóźnieniem od 40 do 140 ms, określanym jako optymalny dla każdego kanału na podstawie maksymalnej aktywności w każdym oknie. Tego typu zapisy mogą służyć do regulacji głębokości włożenia każdej elektrody oraz do oceny jakości sygnału po operacji implantu.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig03.jpg" /> 
Rysunek 3: Zarejestrowane sygnały neuronalne. (A) Wskazane położenie pojedynczych jednostek posortowanych według pakietu sortującego kolce Kilosort 3 wzdłuż styków elektrod sondy. (B) Fale kolczaste dla tych samych jednostek pokazanych w A na przestrzeni 5 ms czasu. Cienkie linie: Pojedyncze fale kolczaste. Grube linie: Przeciętny przebieg fali kolczastych. (C) Wykres rastrowy skoków w odpowiedzi na paradygmat gęstości źródła prądu (CSD), prezentujący błyski szerokopolne o długości 300 ms, po których następuje ekran o długości 700 ms. Odpowiada się na te same jednostki co w A i B. Nałożone na siebie kolorowe linie reprezentują histogramy w czasie okołobodźcowym (PSTH) tych samych odpowiedzi. Szybkostrzelność PSTH była obliczana w pojemnikach o długości 10 ms, a następnie normalizowana przez maksymalną szybkostrzelność na całym PSTH. Czas 0 koncentruje się wokół bodźca błysku szerokopolnego. (D) Szacowane pola receptywne o tych samych jednostkach co w A-C, mierzone za pomocą paradygmatu rzadkiego mapowania pól recepcyjnych szumów. Każdy wykres pokazuje średnią szybkość aktywności w oknie analitycznym 16,6 ms w odpowiedzi na początek (lewy panel) lub przesunięcie (prawy panel) bodźców białych i czarnych kwadratowych. Bodźce prezentowano przez długość 16,6 ms, losowo rozmieszczone na siatce 5 x 15 kwadratów, obejmującej 180 stopni kąta widzenia poziomo i 70 stopni kąta widzenia pionowo. Aktywność szybkostrzelności była oceniana w całej siatce pola recepcyjnego (patrz pasek kolorowy). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig03large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Jakość nagrań utrzymywała się na wysokim poziomie podczas powtarzających się nagrań przez tygodnie do miesięcy. Rysunek 4A przedstawia podłużne zapisy LFP jednego zwierzęcia w ciągu 15 tygodni. LFP zostały zarejestrowane w odpowiedzi na opisany powyżej paradygmat CSD (patrz rysunek 3A-C). Rysunek 4A pokazuje uśrednione odpowiedzi LFP 500 ms po rozpoczęciu błysku. W tym przykładzie użyliśmy sondy liniowej z 32 kanałami, z odległością między elektrodami 25 μm. Należy zauważyć, że 18. dnia głębokość sondy została dostosowana, przesuwając ją w dół o 600 μm. Zarówno przed, jak i po tej zmianie, sygnały LFP pozostawały stabilne przez wszystkie dni nagrania.
Zgodnie z tym, fale kolczaste domniemanych pojedynczych jednostek były rozpoznawalne na wielu nagraniach. Rysunek 4B przedstawia reprezentatywne przykłady fal skokowych z trzech sesji nagraniowych na przestrzeni miesiąca nagrań, pokazując, że aktywność pojedynczych jednostek można skutecznie zidentyfikować w czasie. Rysunek 4C przedstawia łączną liczbę domniemanych pojedynczych jednostek wyodrębnionych z przewlekłych zapisów u sześciu zwierząt, obejmujących okres do 100 dni. Pojedyncze jednostki zostały zdefiniowane według domyślnych kryteriów kilosort 3.0 (patrz Tabela Uzupełniająca 1). Jak widać, liczba wyraźnie zdefiniowanych pojedynczych jednostek zazwyczaj wynosiła ~40 w pierwszym tygodniu po implantacji, a następnie stopniowo spadała, zmierzając do pozornie stabilnej asymptoty ~20 jednostek. Ponieważ nagrania te były wykonywane za pomocą liniowych sond 32-kanałowych, daje to oczekiwaną wydajność około 1,25 jednostki na elektrodę bezpośrednio po wszczepieniu, a w długoterminowych nagraniach spada do około 0,65 jednostki na elektrodę. Powtarzające się połączenia z wzmacniaczem/złączem implantu podczas sesji nie wydawały się wpływać ani na jakość nagrania, ani na stabilność implantu, ponieważ korona Faradaya trzymająca wzmacniacz/złącze może wytrzymać powtarzające się siły powyżej 10 Newtonów, czyli rzędu wielkości więcej niż nawet maksymalne siły łączenia wymagane przez standardowe złącza (patrz Wideo Uzupełniające 2).
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig04.jpg" /> 
Rysunek 4: Stabilność zapisów neuronalnych w czasie. (A) Średnia aktywność LFP w odpowiedzi na szerokokątny bodziec błyskowy CSD, pokazana na wszystkich 32 kanałach przewlekle wszczepionej sondy od 3 do 110 dni po implantacji. Czerwona pionowa linia oznacza, że sonda została opuszczona w nowe miejsce dzięki kanałom 0-8 nagrywającym z zewnątrz mózgu do 18. dnia po operacji. (B) Fale impulsowe trzech przykładowych jednostek z tego samego przewlekłego implantu wielokrotnie rejestrowane przez cztery tygodnie. Cienkie linie: Pojedyncze fale kolczaste. Gruba nałożona linia: Przeciętny przebieg fali kolczastych. (C) Liczba domniemanych pojedynczych jednostek wykrytych przez Kilosort 3 w ciągu dni rejestracji dla 6 zwierząt (patrz legenda włożona). Czerwony kwadrat oznacza dni, w których sonda była przenoszona. Przerywana linia oznacza liczbę elektrod na implant użytych w tych nagraniach (32). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig04large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Wreszcie, poprzez zapewnienie modułowego systemu obejmującego mikronapęd, a także noszoną klatkę Faradaya oraz płytę głowową, która służy zarówno jako podstawa implantu, jak i urządzenie do utrwalania głowy, protokół ten umożliwia integrację przewlekłej elektrofizjologii z zachowaniem zamocowanym na głowie. Tutaj pokazano przykładowe dane z myszy poruszających się po wirtualnym środowisku na sferycznej bieżni. Rysunek 5A pokazuje aktywność skoków związaną z biegiem o poziomie 20 jednostek w przykładowym badaniu. Rysunek 5B pokazuje różnorodne, ale solidne zależności między prędkością biegu a aktywnością skoków poszczególnych jednostek sortowanych kolcami, a także średnią populacji dla tego samego efektu na Rysunku 5C, potwierdzając dobrze udokumentowany wpływ aktywności lokomotorycznej na aktywność neuronalną u gryzoni V124.
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66867/66867fig05.jpg" /> 
Rysunek 5: Reakcje neuronalne podczas zachowania z głową ukierunkowaną. (A) Wykres rastrowy pojedynczych jednostek w przykładowym badaniu, z nałożoną prędkością biegu (fioletowa linia) i średnią częstotliwością wystrzałów we wszystkich jednostkach (jasnoniebieska linia). (B) Aktywność pojedynczych jednostek w różnych kategoriach prędkości biegu, pokazana dla sześciu przykładowych jednostek. (C) Średnia aktywność skoków we wszystkich pojedynczych jednostkach w jednej przykładowej sesji, wykreślona na pięciu kwintylach rozkładu prędkości biegu. Prędkości biegu w tej sesji wahały się od 0 do 0,88 metra na sekundę. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/66867fig05large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Tabela uzupełniająca 1: Tabela pokazująca domyślne parametry używane przez Kilosort 3 do identyfikacji pojedynczych jednostek w nagraniach pokazanych na Rysunku 3, Rysunku 4 i Rysunku 5. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Table 1.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Wideo uzupełniające 1: Wideo pokazujące aktywność lokomotoryczną zwierząt po wszczepieniu. Nagranie nagrane po 5-dniowej fazie rekonwalescencji jest zakończone, pokazując prawidłowe zachowanie lokomotoryczne oraz adaptację do rozmiaru i wagi implantu. Zwierzę można normalnie zobaczyć eksplorującego klatkę zabaw zawierającą elementy wzbogacające. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary video 1.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Wideo uzupełniające 2: Wideo pokazujące siłę przyłożoną na złożoną koronę Faradaya. Siły wytrzymywane przez koronę Faradaya są około rzędu wielkości większe niż siła połączenia potrzebna do standardowych złączy, takich jak 4-pinowe nano złącza spolaryzowane. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Video 2.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Ilustracja uzupełniająca 1: Ilustracja pokazująca zdjęcia uchwytu na dysk. Pliki projektowe do druku można znaleźć w odpowiednim repozytorium Github (https://github.com/zero-noise-lab/dream-implant/). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Figure 1.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Rysunek uzupełniający 2: Szablon siatki miedzianej. Wydrukuj szablon z oryginalnym skalowaniem i użyj szablonu do wycięcia miedzianej siatki (krok 2.12). Użyj paska skali do weryfikacji i, jeśli trzeba, do regulacji skalowania wydruku. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Figure 2.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Dodatkowy rysunek 3: Seria zdjęć pokazująca etapy montażu implantu podczas operacji. W tej obudowie zainstalowane są dwa mikronapędy oraz dwa wzmacniacze. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Figure 3.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Rysunek uzupełniający 4: Rysunek czaszki myszy z przykładem rozmieszczenia napędów, kraniotomii (na zielono) oraz pinu GND/REF (na czerwono). Lokalizacja szpilki sugeruje się ze względu na umieszczenie w móżdżku, co raczej nie zakłóci rejestracji korowych. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66867/Supplementary Figure 4.zip" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Chronic electrophysiological recordings in rodents have significantly improved our understanding of neuronal dynamics and their behavioral relevance. ...

Nasze badania wykorzystują zadania wirtualnej rzeczywistości oraz przewlekłą elektrofizjologię u myszy i makaków do badania naturalistycznego podejmowania decyzji i nauki reguł. Skupiamy się na interakcjach między przednią korą obręczową a obszarami czuciowymi, takimi jak kora wzrokowa. A podejście to ma na celu zrozumienie specyficznych dla gatunku lub uogólnialnych strategii obliczeniowych w zachowaniach ukierunkowanych na cel.Myślę, że jako dziedzina zaczynamy dostrzegać, że jeśli naprawdę chcemy zrozumieć obliczenia neuronowe, musimy to robić, gdy zwierzęta angażują się w zachowania istotne i naturalne dla nich. Jeśli chcemy jednocześnie rejestrować aktywność neuronów, potrzebujemy implantów, które są zarówno wytrzymałe, jak i wygodne w noszeniu przez nasze zwierzęta. Technicznie uważam, że największym wyzwaniem nadal jest uzyskanie wysokiej wydajności nagrań neuronalnych, jednocześnie angażujących zwierzęta w złożone zachowania.Ogólnie rzecz biorąc, uważam, że bardzo ważne jest, aby elektrofizjologia stała się bardziej dostępna dla laboratoriów, które mogą mieć mniej funduszy lub zasobów technicznych, abyśmy mogli wyrównać szanse dla przekształcenia świetnych pomysłów w świetne eksperymenty, niezależnie od tego, w którym laboratorium się pracuje. Nasze laboratorium bezpośrednio porównuje pomiary neuronalne i behawioralne myszy i małp wykonujących dokładnie te same zadania naturalistycznego wirtualnego środowiska żerowania. Dzięki temu odkryliśmy, że wiele z dynamiki obliczeniowej i stanów zachowań, które doświadczają, jest dokładnie identycznych.Implant DREAM to połączenie zalet, które już istnieją w tej dziedzinie. Jest lekki i kompaktowy, a jednocześnie modułowy, elastyczny w rozmieszczeniu elektrod oraz wyposażony w odzyskiwany mikronapęd, co obniża koszty eksperymentalne. Na początek przylutuj gniazdo lutownicze ogonkowe o średnicy 0,05 cala do przewodu uziemiającego silikonowej sondy.Dokręć śrubę w korpusie mikronapędu tak, aby prom mikronapędowy był całkowicie schowany do góry. Połóż mikronapęd poziomo na uchwycie mikronapędu. Umieść mały kawałek klejowej masy na uchwytie mikronapędu.Następnie nałóż na prom małą kroplę silikonowego gipsu. Umieść sondę z elastycznym kablem na wahadłowcu mikronapędu. Następnie delikatnie pociągnij kabel elastyczny w stronę góry mikronapędu, aż dolna krawędź kabla styka się z dolną krawędzią promu mikronapędowego.Przyłóż złącze sondy na kleju na górze uchwytu. Użyj igły o grubości 27 lub mikroszczotki, aby nałożyć małą kroplę kleju cyjanoakrylanowego między korpus elektrody a przemiacznik, unikając kabla elastycznego. Przymocuj wzmacniacz do pierścienia koronowego za pomocą silikonowego gipsu.Następnie podłącz kabel elastyczny do wzmacniacza i okryj połączenie oraz kabel cienką warstwą silikonowego tynku. Przymocuj miedzianą siatkę na klatce Faradaya za pomocą małych kropel żywicy epoksydowej. Na początek umieść wszystkie sterylne narzędzia chirurgiczne na sterylnej platformie roboczej.Dezynfekuj ogolony obszar znieczulonej myszy wielokrotnie za pomocą środka dezynfekującego na bazie jodu i alkoholu, używając patyczków kosmetycznych. Umieść mysz w stereotaktycznej ramie za pomocą drążek nausznych i uchwytu na nos. Wykonaj uszczypnięcie łapy, aby potwierdzić głębokość znieczulenia.Używając małych nożyczek chirurgicznych, wytnij migdałowy otwór w skórze na górze czaszki, sięgając od tylnej części szwu lambda do pomiędzy oczami. Kontynuuj cięcie, aby usunąć błonę podskórną i okost. Następnie zadrapuj czaszkę skalpelem, aby usunąć miękką tkankę błonową.Delikatnie drapię w krzyżowym wzorze, z końcówką skalpela odwróconą do góry nogami, aby szorstkić powierzchnię czaszki. Na przemian używaj ostrza skalpela i sterylnych patyczków waty, aby delikatnie drapać i odpychać mięśnie szyi przymocowane do boków szwu lambda, aż mięśnie zostaną wypchnięte z powrotem do krawędzi czaszki na szczycie móżdżku. Użyj strzykawki 1 mililitra, aby nałożyć małą kroplę kleju cyjanoakrylanowego między skórę a krawędzie czaszki.Nałóż podkład cementu dentystycznego na czaszkę dla dodatkowej przyczepności i utwardz pod światłem ultrafioletowym. Znajdź docelowe miejsce wszczepienia sondy względem bregmy lub lambdy i określ kraniotomię wokół niej markerem chirurgicznym. Przymocuj płytę głowy na czaszce cementem dentystycznym.Wiertarką dentystyczną wywierć mały otwór na zadzior, szerokość sworzni kolektora, nad obszarami mózgu. Kapnij sterylną sól fizjologiczną na kraniotomię strzykawką i usuń ją chusteczkami nie wypadającymi. Delikatnie włóż sworzeń uziemiający do każdej kraniotomii i nałóż cement wokół kołków kolektora.Następnie wywiercaj kontur większej kraniotomii, poruszając się wokół krawędzi w równych ruchach. Aby sprawdzić opór wywierconej części kości, delikatnie naciskaj na nią cienkimi kleszczami. Włóż mikronapęd z sondą silikonową do uchwytu mikronapędu.Skieruj ramię stereotaksu tak, aby sięgnąć pożądanej części mózgu. Umieść pierścień koronowy wraz z dopiętym wzmacniaczem na trzech pionowych pinach z tyłu uchwytu mikronapędu. Obniż mikronapęd do około 0,5 milimetra od kraniotomii, a następnie użyj kleszczy do połączenia pinów uziemienia lub nagłówka referencyjnego.Ustaw ramię stereotaktyczne z mikronapędem nad kraniotomią. Opuść mikronapęd aż do momentu, gdy trzpień sondy dotknie twardej w obszarze docelowym. Przyklej podstawę mikronapędu na miejscu.Pokryj przestrzeń między podstawą a czaszką cementem dentystycznym. Następnie opuszczaj sondę krzemową na mózg. Gdy trzonki sondy dotkną mózgu, szybko obniż ją o około 250 mikrometrów.Gdy sonda przebije się przez powierzchnię kory, opuszczaj ją wolniej. Używając strzykawki o pojemności 1 mililitra, wlej małą kroplę elastomeru krzemowego do kraniotomii. Pokryj silikonowy elastomer równą mieszanką wosku kostnego i oleju mineralnego.Gdy cement dentystyczny się zastygnie, poluzuj uchwyt mikronapędu kluczem imbusowym. Delikatnie cofnij uchwyt o około 1 centymetr, tak aby mikronapęd był wolnostojący, a wzmacniacz lub złącze sondy pozostały przymocowane do uchwytu implantu bez rozciągania kabla elastycznego. Umieść gotową koronę i siatkę Faradaya wokół główki, rozciągając klatkę przy otworze i przesuwając ją poziomo na kabel microdrive i flex.Następnie przymocuj go do płyty głowicy cementem dentystycznym. Załóż pierścień korony Faradaya z złączem sondy lub główną sceną nad koroną, ustawiając zintegrowany uchwyt wzmacniacza lub złącza sondy z obszarem oznaczonym wcięcionym X na koronie Faradaya. Przymocuj pierścień do klatki Faradaya kroplą cementu dentystycznego na każdym złączeniu pierścienia szprychowego.Po zabezpieczeniu całkowicie schować ramię stereotaktyczne za pomocą uchwytu na mikronapęd. Podłącz wzmacniacz lub złącze sondy do sprzętu rejestrującego i rozpocznij nagrywanie sygnału neuronalnego. Jeśli sonda nie dotarła jeszcze do celu, powoli obracaj śrubę mikronapędu przeciwnie do ruchu wskazówek zegara, aby opuścić sondę, monitorując sygnały neuronalne.Gdy potencjały pola neurolokalnego są widoczne na całej sondzie, zakończ nagranie testowe i odłącz złącze headstage. Przykryj klatkę Faradaya samoprzylepną chuszą weterynaryjną.

the-dream-implant-lightweight-modular-cost-effective-implant-system

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Zrozumienie neuronalnych substratów zachowania wymaga nagrania zespołu obwodów mózgowych. Ze względu na swoją podatność genetyczną, mysz oferuje model do rozwarstwiania obwodów i mimikry choroby. W tym miejscu opisano metodę projektowania i wytwarzania zminiaturyzowanych sond, która jest odpowiednia do celowania w głęboką strukturę mózgu u myszy.

Projektowanie i produkcja ultralekkich, regulowanych sond wieloelektrodowych do zapisów elektrofizjologicznych u myszy

Tutaj opisujemy projekt mikronapędu, procedurę implantacji chirurgicznej i strategię rekonwalescencji po operacji, które pozwalają na przewlekłe zapisy pola i pojedyncze jednostki z wielu regionów mózgu jednocześnie u młodocianych i dorastających myszy w krytycznym oknie rozwojowym od 20 dnia po urodzeniu (p20) do 60 dnia po urodzeniu (p60) i później.

Lekki implant napędowy do przewlekłych zapisów tetrody u młodych myszy

Tutaj prezentujemy unikalny, drukowalny w 3D implant dla szczurów, nazwany TD Drive, zdolny do symetrycznych, obustronnych zapisów elektrod drucianych, obecnie w maksymalnie dziesięciu rozproszonych obszarach mózgu jednocześnie.

TD Drive: parametryczny implant o otwartym kodzie źródłowym do wieloobszarowych zapisów elektrofizjologicznych u zachowujących się i śpiących szczurów

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Przedstawiamy niskokosztową metodę projektowania i budowy lekkiego systemu przedwzmacniacza montowanego na głowie (headstage), który umożliwia jednoczesną rejestrację i stymulację aktywności neuronalnej. Urządzenie to można uszczelnić, aby umożliwić jego zastosowanie u zwierząt pływających.

Projekt i konstrukcja kostuktywnego headstage'a do jednoczesnej stymulacji i rejestracji aktywności neuronalnej w labiryncie wodnym

Kontrolę neuronalną oraz procesy poznawcze można badać poprzez ruchy gałek ocznych. Oprogramowanie VisualEyes umożliwia operatorowi niezależne programowanie bodźców na dwóch ekranach komputera przy użyciu prostego, niestandardowego języka skryptowego. System może stymulować tandemowe ruchy oczu (sakady i pościg płynny), ruchy przeciwstawne (wergencję) lub dowolną ich kombinację.

VisualEyes: modularny system oprogramowania do eksperymentów okulomotorycznych

Opisujemy projekt i montaż zminiaturyzowanych słuchawek odpowiednich do zastąpienia naturalnego słuchowego sprzężenia zwrotnego ptaka śpiewającego zmanipulowanym sygnałem akustycznym.  Sprzęt do przetwarzania dźwięku online służy do manipulowania wyjściem utworu, wprowadzania błędów w czasie rzeczywistym w dźwiękowych informacjach zwrotnych przez słuchawki i napędzania uczenia się motorycznego głosu.

Lekki, oparty na słuchawkach system do manipulowania sprzężeniem zwrotnym u ptaków śpiewających

Opisujemy użycie optogenetyki i zapisów elektrofizjologicznych do selektywnych manipulacji oscylacjami theta hipokampa (5-10 Hz) u zachowujących się myszy. Skuteczność porywania rytmu jest monitorowana za pomocą lokalnego potencjału pola. Połączenie inhibicji opto- i farmakogenetycznej rozwiązuje eferentny odczyt synchronizacji hipokampa.

Optogenetyczne porywanie oscylacji theta hipokampa u zachowujących się myszy

Zwierzęce modele implantów ślimakowych mogą poszerzyć wiedzę na temat technologicznych podstaw leczenia trwałego odbiorczego ubytku słuchu za pomocą stymulacji elektrycznej. W badaniu przedstawiono protokół chirurgiczny ogłuszenia i implantacji ślimakowej zestawu elektrod u myszy, a także ocenę funkcjonalną z odpowiedzią słuchową pnia mózgu.

Operacja wszczepienia implantu ślimakowego i elektrycznie wywołane nagrania słuchowej odpowiedzi pnia mózgu u myszy C57BL/6

Prezentowany protokół powoduje uporczywy konflikt sensoryczny w eksperymentach mających na celu badanie długoterminowej nauki. Nosząc na stałe urządzenie na głowie, myszy są stale narażone na niedopasowanie sensoryczne między bodźcami wzrokowymi i przedsionkowymi podczas swobodnego poruszania się w klatkach domowych.

Długotrwały konflikt sensoryczny u swobodnie zachowujących się myszy

Poznaj lekki, modułowy system implantów DREAM do przewlekłej elektrofizjologii u myszy. Ta metoda umożliwia rejestrację aktywności neuronowej podczas naturalnych zachowań zwierząt.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się (Wideo) | JoVE Journal

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Przeglądaj więcej filmów