Name: Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-07-05T14:35:00.000+00:00
Duration: 4 min 5 s
Description: Poznaj metodę jednoetapowej chirurgii urotelialnej z wykorzystaniem kolagenowych rusztowań i autologicznych mikroprzeszczepów u świnek miniaturowych Gottingen. Technika ta upraszcza inżynierię tkankową w urologii rekonstrukcyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować personelowi Wydziału Medycyny Eksperymentalnej (AEM) Uniwersytetu w Kopenhadze za pomoc w planowaniu i przeprowadzaniu operacji i hodowli zwierząt, a także ELLA-CS, s.r.o, Hradec Kralove, Republika Czeska, za dostarczenie niestandardowych biodegradowalnych stentów użytych w badaniu. Wsparcia finansowego udzieliły Szwedzkie Towarzystwo Badań Medycznych, Fundacja Promobilia, Fundacja Rydbeck, Fundacja Samariten, Fundacja Opieki Zdrowotnej Dzieci, Fundacja Frimurare Barnhuset w Sztokholmie oraz Fundacja Novo Nordisk (NNFSA170030576).

Ten eksperyment został przeprowadzony w akredytowanym przez AAALAC ośrodku eksperymentalnym zgodnie z europejskim prawodawstwem dotyczącym wykorzystania laboratoryjnego zwierząt i po etycznym pozwoleniu udzielonym przez duńskie Ministerstwo Żywności i Rolnictwa (nr ref. 2022-15-0201-01206).
1. Zabieg chirurgiczny
<ol>
	<li>Przygotowanie zwierząt
	<ol>
		<li>Pościć samicę dorosłej świni miniaturowej z Getyngi przez co najmniej 12 godzin przed operacją.</li>
		<li>Przygotuj stół chirurgiczny ze wszystkimi sterylnymi przyborami, jak opisano poniżej.</li>
		<li>W przypadku pełnoletnich świnek miniaturowych o standardowej wielkości, należy uspokoić zwierzę przez wstrzyknięcie domięśniowe 1,0-1,4 ml/10 kg roztworem 125 mg zolazepamu i 125 mg tiletaminy zawieszonej w 1,25 ml ketaminy (100 mg/ml), 6,25 ml ksylazyny (20 mg/ml), 1,25 ml metadonu (10 mg/ml) i 2 ml butorfanolu (10 mg/ml) (dalej określanej jako mieszanina uspokajająca).</li>
		<li>Wykonaj intubację dotchawiczą pod kontrolą wzroku i dodaj kapnografię jako parametr monitorowania znieczulenia i potwierdź prawidłowe umieszczenie rurki. Potwierdź znieczulenie za pomocą parametrów życiowych oraz testów wzroku i odruchów międzypalcowych. Maść okulistyczną nakładać obustronnie.</li>
		<li>Zainstaluj obustronne cewniki do żył usznych i podtrzymuj znieczulenie propofolem (10-15 mg/kg/h) i fentanylem (5-15 mg/kg/h).</li>
		<li>Wprowadzić cewnik moczowy o pojemności 8 litrów i napełnić pęcherz 250 ml izotonicznego roztworu soli fizjologicznej o umiarkowanej temperaturze fizjologicznej za pomocą strzykawki typu luer lock o odpowiedniej wielkości.</li>
		<li>Ułóż świnię w pozycji leżącej, a następnie zrównaj i wyszoruj brzuch. Po dwóch kolejnych rundach oczyszczania skóry 70% etanolem i chlorheksydyną wykonaj naprzemiennie peeling. Obramuj pole operacyjne sterylnym obrysowaniem.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobieranie tkanek i wszczepianie rusztowań chirurgicznych
	<ol>
		<li>Wykonaj standardową laparotomię dolnej linii środkowej za pomocą skalpela i kauteryzacji, dzieląc skórę, mięśnie i otrzewną, a następnie pociągnij pęcherz moczowy dootrzewnowy do nacięcia.</li>
		<li>Wykonać profilaktyczną hemostazę z elektrokoagulacją na przedniej ścianie pęcherza moczowego i wyciąć odcinek o pełnej ścianie o długości 2 cm2, pozostawiając proksymalny otwór 1cm2, jednocześnie zamykając pozostałą ścianę pęcherza szybko wchłanialnym szwem monofilamentowym.</li>
		<li>Ostrożnie wypreparować warstwę błony śluzowej wyciętej próbki i zmielić próbkę błony śluzowej o średnicy 2 cmna mikroprzeszczepy o średnicy 1 mm2 w celu osadzenia rusztowania (opisanej poniżej w sekcji 2).</li>
		<li>Po wykonaniu rusztowania należy zespoleć konstrukcję rurkową z pozostałym otworem na przedniej ścianie pęcherza moczowego za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego.</li>
		<li>Użyj płata otrzewnowego z więzadła łonowego, aby załatać rusztowanie rurkowe i umieść śródświetlny korek do lewatywy z okrężnicy 14 Fr (ACE) w rusztowaniu rurkowym.</li>
		<li>Podwiązać dystalny koniec przewodu za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego 4-0, aby zapobiec wyciekaniu moczu, i wstrzyknąć łącznie 250 ml sterylnego soli fizjologicznej za pomocą strzykawek przez cewnik pęcherza moczowego, aby potwierdzić drożność zespolenia.</li>
		<li>Tępo przeciąć kanał trans-powięziowy bocznie do linii środkowej, 2-3 cm doogonowo do ogonowego gruczołu sutkowego po prawej stronie i umieścić przewód w kieszeni podskórnej. Zamocuj dystalny przewód za pomocą dwóch przezskórnych, niewchłanialnych szwów monofilamentowych, aby zaznaczyć miejsce na poziomie skóry.</li>
		<li>Zamknij powięź mięśniową przednią mięśnia brzucha wolno wchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu, dostosuj tkankę podskórną za pomocą szybko wchłanialnego plecionego szwu biegowego i zamknij skórę niewchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu.</li>
		<li>Po przerwaniu znieczulenia należy dokonać ekstubacji zwierzęcia i obserwować je w stajniach, aż będzie w pełni zdolne do poruszania się i będzie mogło bezpiecznie pić i jeść.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Budowa rusztowań
<ol>
	<li>Przygotowanie rusztowania kompozytowego
	<ol>
		<li>Przed zabiegiem (maksymalnie 2 godziny) przygotuj płynny roztwór kolagenu typu I ze szczurzego ogona, jak opisano wcześniej17. Krótko mówiąc, dodaj 4:1 10x minimum essential medium (MEM) do roztworu kolagenu i przybliż pH do 7,4 za pomocą 1 M NaOH, a na koniec dodaj 1x MEM, dążąc do końcowego stężenia kolagenu 1,64 mg / ml. Roztwór należy przechowywać w jałowej fiolce na lodzie do czasu dalszego użycia.</li>
		<li>Po chirurgicznej resekcji tkanki i rozdrobnieniu, ręcznie umieść cząstki błony śluzowej (tj. mikroprzeszczepy) na dopasowanej biodegradowalnej siatce o wymiarach 2 cm x 6 cm z szybkością rozszerzania 1:6 (np. tkanka błony śluzowej o wymiarach 2 cm2 jest rozszerzana do oczek 12 cm2) za pomocą kleszczy.</li>
		<li>Przygotuj sterylną prostokątną stalową formę o wymiarach 1 cm x 3 cm x 6 cm (wysokość x szerokość x długość) na sterylnej stalowej płycie i umieść siatkę w stalowej formie z mikroprzeszczepami skierowanymi do góry. Delikatnie wlej 20 ml roztworu kolagenu do formy, uważając, aby nie wypłukać mikroprzeszczepów z siatki. Przenieść całą konstrukcję do sterylnej komory grzewczej o temperaturze 38 °C i pozostawić do zestalenia na pięć minut.</li>
		<li>Po wystarczającym zestaleniu wsuń hydrożel na nylonową siatkę spoczywającą na perforowanej stalowej płycie i delikatnie wyjmij formę.</li>
		<li>Usuń wodę z hydrożelu, umieszczając nylonową siatkę, a następnie stalową płytkę na wierzchu żelu, a następnie biernie ściśnij za pomocą ciężarka o wadze 120 g (w tym przypadku odpowiednika stalowej formy używanej do zatapiania) umieszczonego na wierzchu stalowej płyty na 5 minut.</li>
		<li>Po ściśnięciu należy obtoczyć spłaszczone rusztowanie wokół biodegradowalnego stentu, mikroprzeszczepy skierowane w stronę stentu o wymiarach 5 cm x 0,6 cm (długość x średnica wewnętrzna) i zszyć rusztowanie wzdłużnie za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego. Gotowy przewód jest teraz gotowy do implantacji chirurgicznej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Postępowanie pooperacyjne
<ol>
	<li>Analgezja i profilaktyka antybiotykowa
	<ol>
		<li>Buprenorfinę należy podawać (0,05-0,1 mg/kg mc./8 h dożylnie) przez pierwsze 3 dni, meloksykam (0,4 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub doustnie) przez pierwsze 4 dni oraz trimetoprim (2,7 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub 4,2 mg/kg mc./dobę doustnie) i sulfadoksynę (13,3 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub 20,8 mg/kg mc./dobę doustnie) przez pierwsze 5 dni. Wstrzyknięcia domięśniowe należy podawać po operacji, gdy zwierzę jest jeszcze znieczulone.</li>
		<li>Trzymaj zwierzęta w jednym pomieszczeniu, aby uniknąć skubania cewników do żył zewnętrznych i materiału do szycia. Zapewnij kontakt wzrokowy z sąsiednimi świnkami miniaturowymi przez okna z pleksi i możliwość kontaktu pyskiem między kojcami. Codziennie dostarczaj świeżą słomę i siano, a także zabawki i wodę ad libitum i karm dwa razy dziennie.</li>
		<li>Codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem naturalnego zachowania, nawyków żywieniowych, produkcji moczu i stolca oraz oceniaj masę ciała co tydzień.</li>
		<li>Pod koniec okresu obserwacji (6 tygodni) należy uspokoić zwierzęta domięśniowym wstrzyknięciem 1-1,4 ml/10 kg mieszaniny uspokajającej i zakończyć zwierzę śmiertelnym wstrzyknięciem pentobarbitalu (100 mg/kg dożylnie).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Oceny pośmiertne
<ol>
	<li>Anatomia ogólna
	<ol>
		<li>Po zakończeniu należy rozciąć dystalny przewód na poziomie skóry i usunąć korek ACE. Zamknąć cewkę moczową plastikowym zaciskiem i wstrzyknąć 250 ml roztworu kontrastowego joheksolu w stosunku 1:20 do izotonicznego roztworu soli fizjologicznej przez dystalny otwór przewodu za pomocą cewnika.</li>
		<li>Oceń zwierzę za pomocą 64-warstwowego skanera tomografii komputerowej. Wizualizuj obrazy za pomocą rekonstrukcji wielopłaszczyznowej i analizuj wszystkie obrazy za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów medycznych.</li>
		<li>Wykonaj badanie endoskopowe pęcherza moczowego i światła przewodu za pomocą elastycznego cystoskopu 16,2 Fr przez natywną cewkę moczową.</li>
		<li>Wyciąć przewód en bloc, dokładnie oceniając wszelkie rażące wyniki anatomiczne. Dodatkowo należy wykonać biopsję całej ściany pęcherza moczowego z 2 cm marginesem do zespolenia przewodu i przeprowadzić w podobny sposób w celu uzyskania wartości referencyjnych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przetwarzanie histologiczne
	<ol>
		<li>Wyciętą próbkę utrwalić w 10% formalinie na 24 godziny.</li>
		<li>Podziel przewód prostopadle za pomocą skalpela na oddzielne odcinki bliższych, środkowych i dystalnych segmentów przewodu. Odwodnić próbki przy rosnącym stężeniu etanolu i zanurzyć je w parafinie przed cięciem mikrotomowym.</li>
		<li>Wybarwić skrawki 5 μm hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz pancytokeratyną CK-AE i zeskanować cyfrowym skanerem szkiełek histologicznych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Accessing Collagen Scaffold for Single-Stage Urinary Diversion Surgery in Pigs

<ol><li>Surer, I., Ferrer, F. A., Baker, L. A., Gearhart, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continent+urinary+diversion+and+the+exstrophy-epispadias+complex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Continent urinary diversion and the exstrophy-epispadias complex.</a> J Urol. 169 (3), 1102-1105 (2003).</li>
<li>Cranidis, A., Nestoridis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+augmentation%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Urogynecol+J+Pelvic+Floor+Dysfunct%22%5BJournal%5D)">Bladder augmentation.</a> Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 11 (1), 33-40 (2000).</li>
<li>Atala, A., Bauer, S. B., Hendren, W. H., Retik, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+gastric+augmentation+on+bladder+function%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The effect of gastric augmentation on bladder function.</a> J Urol. 149 (5), 1099-1102 (1993).</li>
<li>Husmann, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+following+augmentation+cystoplasty%3A+A+transitional+urologist%27s+viewpoint%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pediatr+Urol%22%5BJournal%5D)">Mortality following augmentation cystoplasty: A transitional urologist's viewpoint.</a> J Pediatr Urol. 13 (4), 358-364 (2017).</li>
<li>Mitrofanoff, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trans-appendicular+continent+cystostomy+in+the+management+of+the+neurogenic+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Chir+Pediatr%22%5BJournal%5D)">Trans-appendicular continent cystostomy in the management of the neurogenic bladder.</a> Chir Pediatr. 21 (4), 297-305 (1980).</li>
<li>Leslie, B., Lorenzo, A. J., Moore, K., Farhat, W. A., Bägli, D. J., Pippi Salle, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+followup+and+time+to+event+outcome+analysis+of+continent+catheterizable+channels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Long-term followup and time to event outcome analysis of continent catheterizable channels.</a> J Urol. 185 (6), 2298-2302 (2011).</li>
<li>Horst, M., Eberli, D., Gobet, R., Salemi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+in+pediatric+bladder+reconstruction-The+road+to+success%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Pediatr%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering in pediatric bladder reconstruction-The road to success.</a> Front Pediatr. 7, 91(2019).</li>
<li>Ajalloueian, F., Lemon, G., Hilborn, J., Chronakis, I. S., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+biomechanics+and+the+use+of+scaffolds+for+regenerative+medicine+in+the+urinary+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Uro%22%5BJournal%5D)">Bladder biomechanics and the use of scaffolds for regenerative medicine in the urinary bladder.</a> Nat Rev Uro. 15 (3), 155-174 (2018).</li>
<li>Dorin, R. P., Pohl, H. G., De Filippo, R. E., Yoo, J. J., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tubularized+urethral+replacement+with+unseeded+matrices%3A+what+is+the+maximum+distance+for+normal+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Uro%22%5BJournal%5D)">Tubularized urethral replacement with unseeded matrices: what is the maximum distance for normal tissue regeneration.</a> World J Uro. 26 (4), 323-326 (2008).</li>
<li>El Kassaby, A. W., AbouShwareb, T., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Randomized+comparative+study+between+buccal+mucosal+and+acellular+bladder+matrix+grafts+in+complex+anterior+urethral+strictures%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Randomized comparative study between buccal mucosal and acellular bladder matrix grafts in complex anterior urethral strictures.</a> J Urol. 179 (4), 1432-1436 (2008).</li>
<li>Casarin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+small+intestinal+submucosa+%28SIS%29+as+a+suitable+scaffold+for+the+creation+of+a+tissue-engineered+urinary+conduit%3A+Decellularization%2C+biomechanical+and+biocompatibility+characterization+using+new+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Sci%22%5BJournal%5D)">Porcine small intestinal submucosa (SIS) as a suitable scaffold for the creation of a tissue-engineered urinary conduit: Decellularization, biomechanical and biocompatibility characterization using new approaches.</a> Int J Mol Sci. 23 (5), 2826(2022).</li>
<li>Casarin, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+hybrid+membrane+for+urinary+conduit+substitutes+based+on+small+intestinal+submucosa+coupled+with+two+synthetic+polymers%5BTitle%5D)+AND+%22J+Funct+Biomater%22%5BJournal%5D)">A novel hybrid membrane for urinary conduit substitutes based on small intestinal submucosa coupled with two synthetic polymers.</a> J Funct Biomater. 13 (4), 222(2022).</li>
<li>Drewa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+artificial+conduit+for+urinary+diversion+in+rats%3A+a+preliminary+study%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">The artificial conduit for urinary diversion in rats: a preliminary study.</a> Transplant Proc. 39 (5), 1647-1651 (2007).</li>
<li>Liao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+tubular+graft+for+urinary+diversion+after+radical+cystectomy+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered tubular graft for urinary diversion after radical cystectomy in rabbits.</a> J Surg Res. 182 (2), 185-191 (2013).</li>
<li>Reinfeldt Engberg, G., Lundberg, J., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+autologous+minced+bladder+mucosa+for+a+one-step+reconstruction+of+a+tissue+engineered+bladder+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Transplantation of autologous minced bladder mucosa for a one-step reconstruction of a tissue engineered bladder conduit.</a> Biomed Res Int. 2013, 212734(2013).</li>
<li>Ajalloueian, F., Nikogeorgos, N., Ajalloueian, A., Fossum, M., Lee, S., Chronakis, I. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compressed+collagen+constructs+with+optimized+mechanical+properties+and+cell+interactions+for+tissue+engineering+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biol+Macromol%22%5BJournal%5D)">Compressed collagen constructs with optimized mechanical properties and cell interactions for tissue engineering applications.</a> Int J Biol Macromol. 108, 158-166 (2018).</li>
<li>Chamorro, C. I., Zeiai, S., Engberg, G. R., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minced+tissue+in+compressed+collagen%3A+A+cell-containing+biotransplant+for+single-staged+reconstructive+repair%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Minced tissue in compressed collagen: A cell-containing biotransplant for single-staged reconstructive repair.</a> J Vis Exp. (108), e53061(2016).</li>
<li>Juul, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+into+cellular+behavior+and+micromolecular+communication+in+urothelial+micrografts%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Insights into cellular behavior and micromolecular communication in urothelial micrografts.</a> Sci Rep. 13 (1), 13589(2023).</li>
<li>Reinfeldt Engberg, G., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+of+submucosal+bladder+wall+tissue+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Res+Int%22%5BJournal%5D)">Expansion of submucosal bladder wall tissue in vitro and in vivo.</a> Biomed Res Int. 2016, 5415012(2016).</li>
<li>Juul, N., Ajalloueian, F., Willacy, O., Chamorro, C. I., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advancing+autologous+urothelial+micrografting+and+composite+tubular+grafts+for+future+single-staged+urogenital+reconstructions%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Advancing autologous urothelial micrografting and composite tubular grafts for future single-staged urogenital reconstructions.</a> Sci Rep. 13 (1), 15584(2023).</li>
<li>Willacy, O., Juul, N., Taouzlak, L., Chamorro, C. I., Ajallouiean, F., Fossum, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+perioperative+layered+autologous+tissue+expansion+graft+for+hollow+organ+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Heliyon%22%5BJournal%5D)">A perioperative layered autologous tissue expansion graft for hollow organ repair.</a> Heliyon. 10 (3), e25275(2024).</li>
<li>Chamorro, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+the+concept+of+in+vivo+guided+tissue+engineering+by+a+single-stage+surgical+procedure+in+a+rodent+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Sci%22%5BJournal%5D)">Exploring the concept of in vivo guided tissue engineering by a single-stage surgical procedure in a rodent model.</a> Int J Mol Sci. 23 (20), 12703(2022).</li>
<li>Casarin, M., Morlacco, A., Dal Moro, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+substitution%3A+The+role+of+tissue+engineering+and+biomaterials%5BTitle%5D)+AND+%22Process%22%5BJournal%5D)">Bladder substitution: The role of tissue engineering and biomaterials.</a> Process. 9 (9), 1643(2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Protokół ten stanowi prostą i przystępną technikę dla przyszłych operacji rekonstrukcyjnych. Powszechną wadą inżynierii tkankowej, w tym autologicznej ekspansji komórek, są kosztowne i znaczne kroki wstępne wymagane przed implantacją chirurgiczną. Autologiczny mikroprzeszczep może uprościć wiele z tych etapów i potencjalnie pozwolić na jednoetapowe procedury. Poprzez autoprzeszczep złożonych jednostek histologicznych indukowana jest proregeneracyjna sygnalizacja parakrynna18. W poprzednich badaniach doświadczyliśmy, że same mikroprzeszczepy są podatne na środowisko fizyczne, chyba że są odpowiednio przymocowane do rusztowania15,19. Kolagen został przebadany jako realne środowisko do ekspansji tkanek in vitro i został wybrany do naszych celów ze względu na jego korzystną biokompatybilność i dostępność komercyjną. Prezentowane tutaj rusztowanie kompozytowe zostało wcześniej zoptymalizowane podczas eksperymentów in vitro oceniających zmiany w osadzaniu mikroprzeszczepów i stężeniach kolagenu 20,21,22. Przed przeprowadzeniem badań in vivo właściwości rusztowania w zakresie przepuszczalności, biomechaniki i degradacji zostały ocenione in vitro20. Co więcej, ekspansja tkanek w oparciu o rusztowanie in vivo została wcześniej zwalidowana na modelach gryzoni i królików21,22.
Model chirurgiczny został wybrany do oceny rurowej wersji rusztowania, naśladując warunki kliniczne przekierowania moczu w neurogennej dysfunkcji pęcherza moczowego u pacjentów pediatrycznych lub młodzieżowych. Kluczowe kroki obejmują dokładne wypreparowanie mikroprzeszczepów błony śluzowej i utrzymanie wilgotnego środowiska od momentu resekcji do osadzenia rusztowania. Kolejnym krytycznym krokiem jest prawidłowe krzepnięcie hydrożelu; Staranne pipetowanie kolagenu zapewnia, że w żelu nie tworzą się pęcherzyki powietrza, a prawidłowe ustawienia temperatury i roztwory składników zapewniają prawidłowe zestalenie żelu. Nieuzyskanie zestalonego żelu zwiększy ryzyko rozwarstwienia kolagenu i odwarstwienia mikroprzeszczepu. W przypadku części chirurgicznej ostrożne obchodzenie się z implantacją ma kluczowe znaczenie, aby uniknąć uszkodzenia mikroprzeszczepów z powodu urazu mechanicznego lub dysocjacji. Przed zamknięciem jamy brzusznej należy dokładnie zająć się drożnością płynów poprzez napełnienie pęcherza płynami.
Do ograniczeń tej techniki należy grubość rusztowania, które intuicyjnie ma górne granice dotyczące dyfuzji składników odżywczych ze środowiska zewnętrznego do mikroprzeszczepów. Z drugiej strony zmniejszenie grubości rusztowania może prowadzić do nieodpowiednio wysokiej przepuszczalności i nietrzymania moczu. Nasz obecny skład opiera się na wcześniejszych ocenach in vitro , w których porównano regenerację komórek w różnych stężeniach kolagenu20. Mikroprzeszczep tkanek autologicznych również opiera się na zdrowej tkance przeszczepu, co sprawia, że obecna procedura nie nadaje się do chorób złośliwych, w których nie można właściwie wykluczyć ryzyka ponownego przeszczepu raka23; Niemniej jednak obecna technika została opracowana dla przypadków z funkcjonalnymi zaburzeniami oddawania moczu, w których nie jest to uważane za ryzyko. Chociaż model naśladuje kilka kroków z otoczenia klinicznego (tj. zabieg wyrostka robaczkowego), w tym eksperymencie nie wykorzystuje się w pełni funkcjonalnej stomii do odprowadzania moczu, ponieważ przewód jest podwiązany dystalnie. Ponadto, ponieważ powikłania kliniczne mogą występować przez całe życie, 6-tygodniowy okres obserwacji może dostarczyć ograniczonej wiedzy na temat konkretnych wyników dotyczących zwężeń i nietrzymania moczu. W związku z tym do badania można dodać dodatkową 6-miesięczną obserwację po zespoleniu zagojonego przewodu z poziomem skóry.
Perspektywa tej techniki odnosi się do prostej konstrukcji, umożliwiającej uniwersalne zastosowania w przypadku, gdy biomateriał pochodzenia tkankowego mikroprzeszczepu i biomateriał pomocniczy zostanie zastąpiony innymi odpowiednimi alternatywami. Składniki te mogą być modyfikowane w celu dopasowania do celów specyficznych dla narządów, związanych z wytrzymałością, elastycznością i biodegradacją rusztowania. Wreszcie, dostępne i tanie wydatki pozwalają na odtwarzalność i poszerzenie tłumaczenia techniki.

W wadach rozwojowych układu moczowo-płciowego może być wymagana chirurgia rekonstrukcyjna w celu przywrócenia funkcjonalnej anatomii, często w przypadku istotnych wskazań1,2. Konwencjonalne metody chirurgiczne wykorzystywały natywne tkanki z innych układów narządów (takich jak przewód pokarmowy) do rekonstrukcji zniekształconych lub brakujących narządów; jednak często wiąże się to z ryzykiem poważnych powikłań pooperacyjnych3,4. W przypadku odprowadzania moczu u pacjentów z neurogenną dysfunkcją pęcherza moczowego wymagających długotrwałego cewnikowania, wyrostek robaczkowy lub ponownie dopasowane odcinki jelita cienkiego są często wykorzystywane do budowy przewodu moczowego5,6. Inżynieria tkankowa oferuje alternatywną tkankę do przeszczepu, którą można dostosować do cech specyficznych dla narządu, minimalizując w ten sposób zachorowalność pooperacyjną u pacjentów7,8. Podczas gdy różnego rodzaju rusztowania mogą być wszczepiane samodzielnie, wykazano, że dodatkowa komórkowość rusztowania, najlepiej z komórkami autologicznymi, poprawia wyniki regeneracji po implantacji9,10,11,12,13,14. Niemniej jednak rusztowania inżynierii tkankowej często składają się ze złożonych i kosztownych komponentów, a po drugie, wymagania dotyczące hodowli komórek ex vivo i wysiewu rusztowań są pracochłonne i wymagają dużych zasobów. Czynniki te utrudniły kliniczne zastosowanie rusztowań inżynierii tkankowej pomimo kilkudziesięciu lat badań w tej dziedzinie. Zmniejszając złożoność, a także wymagania pieniężne i materialistyczne, rusztowania inżynierii tkankowej mogą być wdrażane w nowoczesnej chirurgii na szeroką skalę, zarówno w przypadku rzadkich, jak i bardziej powszechnych procedur.
Kolagen został wcześniej uznany za realną platformę do ekspansji komórek, a ponadto działa jako korzystny bio-adhezyjny podczas mocowania komórek lub tkanek do rusztowania w celu implantacji chirurgicznej15,16,17. Okołooperacyjne mikroprzeszczepy autologiczne pozwalają uniknąć konieczności hodowli komórek ex vivo poprzez pobranie tkanki będącej przedmiotem zainteresowania podczas pierwotnego zabiegu i bezpośrednie jej ponowne wszczepienie. Poprzez rozdrobnienie wyciętej tkanki na mniejsze cząstki, zwiększa się powierzchnia i potencjał wzrostu, co pozwala na większy współczynnik ekspansji na rusztowanie18. Rusztowanie na bazie kolagenu nie przylega konkretnie do rekonstrukcji układu moczowo-płciowego, ale teoretycznie może mieć zastosowanie w wielu obszarach rekonstrukcji pustych narządów.
W tym manuskrypcie prezentujemy zarówno protokół budowy rusztowania rurowego, łączącego kolagen z osadzonymi autologicznymi mikroprzeszczepami urotelialnymi, jak i model miniświni oceniający techniczną wykonalność i bezpieczeństwo, a także wydajność regeneracyjną rusztowania in vivo. Model oceniono na 10 dojrzałych samicach świnek miniaturowych przy użyciu przedstawionego tutaj protokołu i metody. Główną zaletą rusztowania jest prostota konstrukcji i jednoetapowa implantacja, dzięki czemu pacjent musi liczyć się z kilkoma kolejnymi zabiegami chirurgicznymi. Zabieg może być wykonywany w konwencjonalnych warunkach chirurgicznych przez zwykły personel chirurgiczny i wymaga standardowego sprzętu i materiałów. Model zwierzęcy pozwala na kontrolowane środowisko do badania implantacji, podczas gdy zwierzę łatwo wraca do normalnego zachowania, z dodatkową możliwością wprowadzania zmian w rusztowaniu i procedurze.

<table><tbody><tr><td>10x MEM</td><td>Gibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA</td><td>2517592</td><td>Preparat kolagenowy</td></tr><tr><td>1x MEM</td><td>Gibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA</td><td>2508924</td><td>Preparat kolagenowy</td></tr><tr><td>Ambu aScope 4 Cysto</td><td>Ambu A/S, Ballerup, DK</td><td>1000682507</td><td>Cystosscope</td></tr><tr><td>Aquaflush ACE Korek</td><td>Abena, Taastrup, DK</td><td>ACE12/220501</td><td>Korek ACE</td></tr><tr><td>Borgal vet inj opl 200 + 40 mg/ml</td><td>Ceva Animal Health A/S</td><td>510460</td><td>Sulfonamid/Trimethoprim</td></tr><tr><td>Bupaq wielodawkowy weterynarz 0,3 mg/ml</td><td>Salfarm Danmark A/S, DK</td><td></td> 502763 <td>Buprenorphin</td></tr><tr><td>Butomidor weterynarz inj 10 mg/mL</td><td>Salfarm Danmark A/S, DK</td><td></td> 531943 <td>Buthorphanol</td></tr><tr><td>Comfortan weterynarz inj 10 mg/mL</td><td>Dechra Veterinary Products A/S, DK</td><td></td> 492312 <td>Metadone</td></tr><tr><td>Szew Ethilon 3-0</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USA</td><td>SGBCXV</td><td>Monofilament niewchłanialny</td></tr><tr><td>fentanyl inj 50 &micro; g / ml (hamel)</td> <td>Hameln Pharma ApS, DK</td><td>432520</td><td>Fentanyl</td></tr><tr><td>Ketador weterynarz inj 100 mg / ml</td><td>Salfarm Danmark A/S, DK</td><td></td> 115727 <td>Ketamina</td></tr><tr><td>Metacam inj 20 mg / ml t.bydło / świnia / koń</td><td>Boehringer Ingelheim Animal, DE</td><td>6443</td><td>Meloxcicam</td></tr><tr><td>Metacam zawiesina doustna 15 mg / ml świnie</td><td>Boehringer Ingelheim Animal, DE</td><td>482780</td><td>Meloxcicam</td></tr><tr><td>Omnipaque</td><td>GF Healthcare, Oslo, NO</td><td>16173849</td><td>Kontrast dla CT</td></tr><tr><td>Pancytokeratin CK-AE</td><td>DAKO Agilent, US</td><td>GA053</td><td>Klon AE1/AE3</td></tr><tr><td>Szew PDS 3-0</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USA</td><td>SEMMTQ</td><td>Monofilamentowy wolnowchłanialny</td></tr><tr><td>szew prolenowy 4-0</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, Stany Zjednoczone</td><td>PGH187</td><td>Monofilament niewchłanialny</td></tr><tr><td>Propolipid t.inj/inf 10 mg/ml</td><td>Fresenius Kabi, DK</td><td>21636</td><td>Propofol</td></tr><tr><td>Kolagen ze szczurzego ogona typu I</td><td>First Link Ltd, Wolverhampton, Wielka Brytania</td><td>60-30-810</td><td>2,06 mg/ml białka w 0,6% kwasie octowym</td></tr><tr><td>Suprim vet&nbsp; 20 + 100 mg (Roztwór do stosowania w wodzie pitnej)</td><td>Dechra Veterinary Products A/S, DK</td><td>33661</td><td>Sulfonamid/trimetoprim</td></tr><tr><td>SX-ELLA Degradowalny stent żółciowy DV</td><td>ELLA-CS, Trebes, CZ</td><td>S23000056-01</td><td>&oslash; 6 mm x 60 mm</td></tr><tr><td>Vicryl mesh</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USA</td><td>VM1208</td><td>Szew siatkowy</td></tr><tr><td>Vicryl 4-0</td><td>Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, Stany Zjednoczone</td><td>SMBDGDR0</td><td>Plecionka, szybko wchłanialna</td></tr><tr><td>Xysol weterynarz inj 20 mg/ml</td><td>ScanVet Animal Health A/S, DK</td><td>54899</td><td>Ksylazyna</td></tr><tr><td>Zoletil 50 vet plv/sol t.inj 25 + 25 mg/ml</td><td>Virbac Danmark A/S, DK</td><td></td> 568527 <td>Tiletamine i Zolazepam</td></tr></tbody></table>

model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Surgical Model for Single-Staged Tissue-Engineered Urothelial Tubes in Minipigs

Operacje rekonstrukcyjne często napotykają na przeszkody z powodu braku przeszczepionej tkanki. W leczeniu wad rozwojowych układu moczowo-płciowego konwencjonalnym rozwiązaniem jest pobieranie tkanki przewodu pokarmowego do rekonstrukcji nieortotopowej ze względu na jej obfitość w celu przywrócenia prawidłowego funkcjonowania pacjenta. Wyniki kliniczne po przegrupowaniu natywnych tkanek w organizmie są często związane ze znaczną chorobowością; Inżynieria tkankowa ma zatem szczególny potencjał w tej dziedzinie chirurgii. Pomimo znacznych postępów, rusztowania inżynierii tkankowej nie zostały jeszcze uznane za ważną alternatywę leczenia chirurgicznego, głównie ze względu na kosztowne i złożone wymagania dotyczące materiałów, produkcji i implantacji. W tym protokole przedstawiamy proste i dostępne rusztowanie rurkowe na bazie kolagenu osadzone w autologicznych cząstkach tkankowych specyficznych dla narządów, zaprojektowane jako kanał do odprowadzania moczu. Rusztowanie jest konstruowane podczas pierwotnego zabiegu chirurgicznego, składa się z powszechnie dostępnych materiałów chirurgicznych i wymaga konwencjonalnych umiejętności chirurgicznych. Po drugie, w protokole opisano model zwierzęcy przeznaczony do oceny krótkoterminowych wyników in vivo po implantacji, z możliwością wprowadzenia dodatkowych zmian w procedurze. Niniejsza publikacja ma na celu pokazanie procedury krok po kroku, ze szczególnym uwzględnieniem wykorzystania tkanki autologicznej i formy rurkowej.

W niniejszym badaniu uzyskano ekspansję tkanki urotelialnej in vivo w kolagenowym rusztowaniu rurkowatym. Poprzez osadzenie w rusztowaniu autologicznych cząsteczek tkanki, pobranych i opracowanych w okresie okołooperacyjnym, procedura ta umożliwia jednoczasową implantację rusztowania bez konieczności jednoczesnego stosowania leczenia immunosupresyjnego po operacji. Manipulacje chirurgiczne są możliwe dzięki wzmocnieniu rusztowania biodegradowalną siatką oraz stentem (Rysunek 1). Po 6 tygodniach obserwacji makroskopowa ocena tkanki nie wykazała oznak odrzutu przez gospodarza ani infekcji, a rusztowanie rurkowate pozostaje drożne i niezakorkowane (Rysunek 2). Z ocen histologicznych wynika, że całą powierzchnię rusztowania pokrywa wielowarstwowy nabłonek światła o pochodzeniu urotelialnym, a pozostałości wzmacniających biomateriałów są nadal widoczne po 6 tygodniach (Rysunek 3).
<img alt="Eksperyment z biodrukowania przedstawiający przygotowanie przeszczepu tkankowego i procedurę aplikacji chirurgicznej." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66936/66936fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Konstrukcja i implantacja rusztowania. Tkanka pęcherza zostaje wycięta w czasie okołooperacyjnym (lewa góra). Posiekane mikroprzeszczepy śluzówki są rozkładane na siatce chirurgicznej (środek góry) i zatapiane w zestalonym kolagenie (prawa góra). Kolagen został ściśnięty w celu usunięcia wody, a następnie przygotowano stent (lewa dół). Rusztowanie zostaje sformowane w rurkę wokół stentu, a wewnątrz stentu umieszcza się korek ACE (środek dołu). Pęcherz zostaje częściowo zamknięty, a konstrukcja zostaje ostatecznie wbudowana do pęcherza w pierwotnym miejscu wycięcia tkanki (prawa dół). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66936/66936fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Obrazowanie medyczne: analiza rany, modelowanie anatomiczne, badanie tkanek i kontrola pomiarów." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66936/66936fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Makroskopowa ocena rusztowania. Po 6 tygodniach zwierzę zostaje poddane eutanazji, a rusztowanie (strzałka) jest wycinane na poziomie skóry (lewy górny róg). Pęcherz zostaje wypełniony kontrastem (żółty), a następnie wykonuje się tomografię komputerową (CT), aby ocenić drożność przewodu (strzałka) oraz sprawdzić obecność oznak tworzenia się zwężeń (prawy górny róg). Przez cewkę moczową wykonuje się cystoskopię w celu oceny pęcherza i anastomozy (strzałka) po 6 tygodniach (lewy dolny róg). Drożność przewodu jest ponownie testowana poprzez wprowadzenie cewnika (strzałka) przez otwór zewnętrzny do pęcherza (prawy dolny róg). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66936/66936fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat histologicznego przekroju tkanki z powiększony wstawkami przedstawiającymi warstwy komórkowe i szczegóły strukturalne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/66936/66936fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3: Ocena mikroskopowa rusztowania. Wycięty przewód zostaje utrwalony, a następnie wykonuje się prostopadłe przekroje poprzeczne w celu oceny przewodu w kierunku proksymalno-dystalnym. Po 6 tygodniach oceniane jest światło przewodu (1) w celu potwierdzenia epitelializacji (powiększenie u góry). Na tym etapie wciąż widoczne są pozostałości biodegradowalnego stentu (2) oraz materiałów siatkowych (powiększenie u dołu). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/66936/66936fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Implanty inżynierii tkankowej do chirurgii rekonstrukcyjnej rzadko wychodzą poza próby przedkliniczne ze względu na pracochłonne hodowle ex vivo, które zawierają skomplikowane i kosztowne elementy rusztowania. W tym miejscu przedstawiamy jednoetapową procedurę przeznaczoną do odprowadzania moczu za pomocą dostępnego rusztowania rurkowego na bazie kolagenu zawierającego autologiczne mikroprzeszczepy.

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Reconstructive surgeries are often challenged by a lack of grafting tissue. In the treatment of urogenital malformations, the conventional solution has ...

Na początek pościć dorosłego mini świnkę z Getyngi na 12 godzin przed zabiegiem. Po wykonaniu standardowej laparotomii dolnej linii środkowej u znieczulonej świni, należy pociągnąć pęcherz moczowy międzyotrzewnowy do rany. Teraz wykonaj profilaktyczną hemostazę na przedniej ścianie pęcherza moczowego i nacij mięsień wypieracza za pomocą diatermii.Następnie przetnij wewnętrzną warstwę błony śluzowej nożyczkami, aby wyciąć segment pęcherza moczowego o pełnej ścianie. Zamknij ścianę pęcherza za pomocą szybko wchłanialnego plecionego szwu biegowego, pozostawiając proksymalny otwór o długości jednego centymetra kwadratowego. Ostrożnie wypreparuj warstwę błony śluzowej wyciętej próbki w sterylnych warunkach i zmiel próbkę błony śluzowej na mikroprzeszczepy o milimetrze kwadratowym w celu osadzenia rusztowania.Za pomocą kleszczy umieść cząstki błony śluzowej na dopasowanej biodegradowalnej siatce o współczynniku rozszerzalności od jednego do sześciu. Umieść siatkę z mikroprzeszczepami skierowanymi do góry w prostokątnej stalowej formie wypełnionej roztworem kolagenu. Po zestaleniu nasuń hydrożel na nylonową siatkę spoczywającą na perforowanej stalowej płycie i delikatnie wyjmij formę.Usuń wodę z hydrożelu, umieszczając nylonową siatkę, a następnie stalową płytkę na wierzchu żelu, a następnie pasywnie ściskaj 120-gramowym ciężarkiem umieszczonym na wierzchu stalowej płytki przez pięć minut. Po ściśnięciu delikatnie usuń ciężarek i nylonową siatkę. Teraz przeszczep jest gotowy do zabiegu chirurgicznego.Zwiń spłaszczone rusztowanie wokół biodegradowalnego stentu z mikroprzeszczepami skierowanymi w stronę stentu i zszyj rusztowanie wzdłużnie za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego. Zamocuj korek lewatywy z okrężnicy antegrade wewnątrz światła stentu, przyszywając stent do czapeczki za pomocą dwóch lub trzech przerwanych szwów niewchłanialnych. Po wykonaniu rusztowania należy zespoleć konstrukcję rurkową z pozostałym otworem na przedniej ścianie pęcherza moczowego za pomocą wolno wchłanialnego szwu biegowego z monofilamentu.Zaciśnij zespolenie za pomocą szwu sznurkowego w torebce i podwiąż dystalny koniec przewodu. Zbierz płat otrzewnowy z więzadła łonowego i załataj rusztowanie rurkowe wzdłużnie za pomocą biegnącego, wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego. Wstrzyknąć sól fizjologiczną przez cewnik cewki moczowej, aby potwierdzić drożność zespolenia.Tępo wypreparuj kanał trans powięziowy bocznie do linii środkowej obok ogonowego gruczołu sutkowego po prawej stronie. Umieść przewód w kieszonce podskórnej i oznacz przewód niewchłanialnymi szwami na poziomie skóry. Po zamknięciu powięzi mięśniowej przedniej mięśnia brzucha należy zamknąć skórę niewchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu.Pod koniec sześciu tygodni obserwacji należy sprawdzić światło przewodu za pomocą endoskopii pod kątem ciągłości i wyściółki nabłonka. Wykonaj tomografię komputerową ze wzmocnieniem kontrastowym, aby zapewnić drożność przewodów. Po sześciu tygodniach obserwacji mikroskopowa ocena tkanki rusztowania nie wykazała żadnych oznak odrzucenia gospodarza lub infekcji, a rusztowanie rurkowe pozostało nietknięte i drożne.Oceny histologiczne wykazały warstwowy nabłonek świetlny pochodzenia urotelialnego pokrywający całe rusztowanie z pozostałościami biomateriałów wzmacniających, które po sześciu tygodniach są nadal widoczne.

surgical-model-for-single-staged-tissue-engineered-urothelial-tubes

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Guzy pęcherza moczowego u myszy żeńskich indukuje się w sposób małoinwazyjny poprzez cewnikowanie, lokalną kauteryzację oraz następującą po niej adhezję komórek raka do miejsc oparzeń.

Ortotopowy model mysiego raka pęcherza moczowego

Sprawdzona technika szczepienia pierwotnych inwazyjnych ksenoprzeszczepów raka ortotopowego pęcherza moczowego wymaga laparotomii i mobilizacji pęcherza. Procedura ta powoduje znaczną zachorowalność u myszy, jest technicznie trudna i czasochłonna. W związku z tym opracowaliśmy wysoce precyzyjne, przezskórne podejście wykorzystujące kontrolę ultrasonograficzną.

Małoinwazyjne założenie mysich ortotopowych ksenoprzeszczepów pęcherza moczowego

Mysi model nieodwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu (UUO) jest prezentowany razem z modelem odwracalnego UUO, w którym niedrożność moczowodu jest łagodzona przez zespolenie przerwanego moczowodu z pęcherzem moczowym. Modele te umożliwiają badanie stanu zapalnego i bliznowacenia nerek, a także przebudowy tkanek.

Mysi model nieodwracalnej i odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

To badanie opisuje procedury chirurgiczne i techniki eksperymentalne do wykonywania cystometrii na jawie u swobodnie poruszającej się myszy. Ponadto dostarcza dowodów eksperymentalnych wspierających jego optymalizację i standaryzację.

Ocena procedury wykonywania cystometrii w stanie czuwania w modelu mysim

W obecnym protokole opracowano indukcję zwężenia cewki moczowej u szczurów Wistar, a następnie rekonstrukcję cewki moczowej za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej. Wykonano retrogradację cewki i laserową ocenę Dopplera, potwierdzając rekonstrukcję cewki moczowej (po utworzeniu zwężenia) oraz umieszczenie przeszczepu.

Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Obecny protokół opisuje krok po kroku, powtarzalny model jednostronnej niedrożności moczowodu.

Niedojrzały mysi model odwracalnej jednostronnej niedrożności moczowodu

Ten artykuł wyjaśnia nowy model zwierzęcy przeznaczony do testowania materiałów do przeszczepów podcewkowych. W tym modelu taśma siatkowa jest wszczepiana przez nacięcie pochwy u owiec, a zwierzęta są obserwowane przez okres trzech miesięcy. Model ten jest niezbędny, ponieważ stanowi podstawę do eksperymentalnych badań nad przeszczepami.

Nowatorska technika chirurgiczna w modelu owcy do implantacji przeszczepu cewki moczowej

W niniejszym badaniu zaproponowano przedkliniczny ortotopowy model przeszczepu serca u miniaturowych świń Bama, wykorzystujący technikę dwuprzedsionkową. Model ma zastosowanie w immunologii transplantacyjnej, ocenie leków i optymalizacji technik chirurgicznych, zapewniając wsparcie dla klinicznych zastosowań transplantacji serca.

Przedkliniczny model ortotopowego przeszczepienia serca u miniaturowych świń z Bama z wykorzystaniem techniki dwuprzedsionkowej

Procedura demonstruje metodologię elastografii rezonansu magnetycznego w celu monitorowania wyników inżynierii tkankowej konstruktów adypogennych i osteogennych poprzez nieinwazyjną lokalną ocenę właściwości mechanicznych z wykorzystaniem mikroskopowej elastografii rezonansu magnetycznego (μMRE).

Metodologia elastografii rezonansu magnetycznego w ocenie wzrostu konstruktów inżynierii tkankowej

Ponownie pojawiło się zainteresowanie rozwojem zaworów polimerowych. W tym przypadku celem jest wykazanie wykonalności modyfikacji komercyjnego powielacza impulsów w celu dostosowania go do geometrii trójulotkowej oraz zdefiniowanie protokołu prezentacji danych hydrodynamicznych zaworów polimerowych w porównaniu z danymi natywnymi i protezowymi zastawek zebranymi w niemal identycznych warunkach.

Protokół względnej oceny hydrodynamicznej trójpłatkowych zaworów polimerowych

Poznaj metodę jednoetapowej chirurgii urotelialnej z wykorzystaniem kolagenowych rusztowań i autologicznych mikroprzeszczepów u świnek miniaturowych Gottingen. Technika ta upraszcza inżynierię tkankową w urologii rekonstrukcyjnej.

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

Przeglądaj więcej filmów