Fotobiomodulacja pod elektroencefalograficzną kontrolą snu w celu stymulacji limfatycznego usuwania toksyn z mózgu myszy
28 czerwca 2024
To badanie przedstawia oryginalną i przenośną technologię tPBM pod elektroencefalograficzną (EEG) kontrolą głębokiego lub nieszybkiego ruchu gałek ocznych (NREM) snu u nieznieczulonych samców myszy C57BL/6 w różnym wieku, aby stymulować klirens limfatyczny Aβ z mózgu do obwodowego układu limfatycznego (głębokie węzły chłonne szyjne, dcLNs).
W badaniu zaproponowano innowacyjną technologię fotostymulacji naczyń limfatycznych opon mózgowo-rdzeniowych oraz drenażu mózgu podczas snu pod kontrolą EEG. Sen jest naturalnym stanem aktywacji funkcji drenażowej i oczyszczającej mózgu, która w wielu chorobach ośrodkowego układu nerwowego ulega zmniejszeniu. Konieczne jest stworzenie technologii leczenia chorób mózgu podczas snu, aby jak najskuteczniej stymulować oczyszczanie jego tkanek z toksyn i metabolizm wraz z przepływem pokarmu.
Technologia, którą opracowaliśmy na podstawie fotobiomodulacji funkcji MLD w drenażu mózgu, otwiera nowe możliwości dla niefarmakologicznej terapii alternatywnej dla szerokiego zakresu chorób OUN, które są związane z dysfunkcją i tłumieniem drenażu mózgu, w tym uszkodzeń rdzenia mózgowego, choroby Parkinsona, stwardnienia rozsianego, cukrzycy i tak dalej. Aby rozpocząć montaż sprzętu, diodę elektroluminescencyjną lub diodę LED do płytki drukowanej lub płytki drukowanej i umieść diodę LED i magnesy na ramie 3D. Następnie podłącz rezystor między anodą LED a pięciowoltowym portem w Arduino.
Następnie podłącz katodę LED do półprzewodnikowego tranzystora polowego z tlenku metalu lub odpływu MOSFET i przymocuj źródło MOSFET do masy. Po podłączeniu rezystora ściągającego między bramkę MOSFET a masę, przystąp do przypięcia bramki MOSFET do pinu trzeciego na Arduino. Następnie podłącz wyświetlacz ciekłokrystaliczny lub nakładkę klawiatury LCD do Arduino i włóż płytkę Arduino z osłoną klawiatury LCD, MOSFET i złączem LED do obudowy.
Na koniec pobierz szkic Arduino i otwórz go za pomocą zintegrowanego z Arduino środowiska programistycznego. Wybierz właściwy port komunikacyjny i zaktualizuj oprogramowanie układowe. Umieść znieczuloną mysz w stereotaktycznej ramce nad poduszką grzewczą i nałóż maść okulistyczną na powieki, aby zapobiec wysuszeniu gałek ocznych.
Ogol głowę w obszarze od kości nosowych do kości potylicznych i zdezynfekuj odsłoniętą skórę naprzemiennie chlorheksydyną i alkoholem trzy razy każdy. Za pomocą prostych nożyczek preparacyjnych odetnij skórę głowy, przytrzymaj ją mikrokleszczami i oczyść czaszkę z powięzi. Za pomocą wiertła o średnicy 1,3 milimetra wykonaj dwa otwory w kościach skroniowych z każdej strony wzdłuż współrzędnych dwóch par.
Umieść elektroencefalograficzne lub EEG z przewodami w alkoholu na 15 minut, a następnie w roztworze soli fizjologicznej. Umieść cztery posrebrzane z elektrodami w otworach na głębokość jednego milimetra. Przykręć do powierzchni czaszki za pomocą akrylu dentystycznego, a następnie przymocuj czujnik rejestrujący EEG do nosa zwierzęcia.
Po 30 minutach za pomocą zakrzywionej pęsety przymocuj elektrody EMG z tyłu mięśnia okrężnego oka za pomocą akrylu dentystycznego. Podłącz i przymocuj elektrody EEG do posrebrzanego wgłębienia czujnika. Na koniec umieść mysz na poduszce grzewczej, aby utrzymać temperaturę ciała, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia.
Po siedmiu dniach użyj akrylu dentystycznego i kleszczy Dumonta, aby przymocować metalową płytkę o średnicy pięciu milimetrów do kości potylicznej czaszki myszy. Aby przygotować przewlekły cewnik, zaznacz segment na igle insuliny dwa milimetry od boku jej ściętego końca. Zamocuj igłę insuliny w uchwycie od strony ściętej końcówki do zaznaczonego segmentu.
Umieść dwucentymetrowy cewnik polietylenowy PE-10 na całej pozostałej długości igły. Napełnij cewnik roztworem soli fizjologicznej i przykryj go plastikową nasadką. W celu implantacji wywierć otwór trepanacyjny o średnicy 1,5 milimetra w odpowiednich współrzędnych.
Umieść cewnik polietylenowy PE-10 w uchwycie stereotaktycznym i włóż go do czaszki myszy. Następnie przymocuj go akrylem dentystycznym i pozwól mu stwardnieć przez 15 minut. Podłącz dowolny komercyjny system rejestracji EEG do złącza na główce myszy i ustaw wymaganą wartość cyklu pracy modulacji szerokości impulsu lub PWM.
Monitoruj sygnał EEG i poczekaj na aktywność rytmu delta. Jeśli zaobserwowany jest sen bez szybkich ruchów gałek ocznych lub NREM, zainicjuj proces biomodulacji fotologicznej lub PBM i zatrzymaj proces, jeśli sen NREM przechodzi w sen lub czuwanie z szybkimi ruchami gałek ocznych. W przypadku obrazowania konfokalnego najpierw podłącz 10-centymetrowy cewnik do igły insulinowej.
Za pomocą strzykawki Hamiltona z igłą o rozmiarze 29 przygotuj pięć mikrolitrów fluorescencyjnego beta-amyloidu do infuzji do cewnika. Po unieruchomieniu dłoni myszy podłącz cewnik za pomocą igły do wszczepionego cewnika przewlekłego. Podłącz cewnik do mikrowstrzykiwacza i umieść mysz w indywidualnym pudełku.
Ustaw szybkość wstrzykiwania na 0,1 mikrolitra na minutę w menu mikrowtryskiwacza i naciśnij przycisk Start, aby wstrzyknąć FA-beta do prawej bocznej komory. Po podaniu FA-beta należy przeprowadzić fotobiomodulację lub PBM za pomocą diody LED przez 61 minut zgodnie z algorytmem. Następnie wstrzyknąć dożylnie dowolny znacznik do oznaczania naczyń mózgowych przez ogon.
Po eutanazji użyj ostrych, prostych nożyczek, aby wykonać małe poprzeczne nacięcie w skórze wzdłuż tchawicy, przytrzymując skórę prostymi, nieostrymi pęsetami. Następnie prostymi nożyczkami wykonaj podłużne nacięcie na całej długości szyi. Za pomocą zakrzywionej pęsety zbierz gruczoły ślinowe i ostrożnie oddziel je od tkanki łącznej.
Umieść zwijacz rany na otwartej części nacięcia i przymocuj go, aby odepchnąć otaczające tkanki. Użyj dwóch zakrzywionych pęset po obu stronach szyi, aby zbadać obszar między tchawicą a mięśniem obojczykowo-sutkowym. Prostą pęsetą z końcami zdejmij głęboki szyjny węzeł chłonny z każdej strony i odetnij go od tkanki łącznej.
Na koniec umieść węzły na szalce Petriego z roztworem soli fizjologicznej i przykryj je poziomo zorientowanym szkłem nakrywkowym, aby wykonać mikroskopię konfokalną. Dawki światła wynoszące 30 dżuli na centymetr kwadratowy wykazały najbardziej znaczący wpływ na promowanie limfatycznego usuwania FA-beta z mózgów obudzonych dorosłych samców myszy. Tryb impulsowy przy 1050 nanometrach okazał się najbardziej skuteczny w zwiększaniu usuwania FA-beta w porównaniu z innymi długościami fal i trybem ciągłym na tej samej długości fali.
10-dniowy kurs przezczaszkowego PBM podczas snu NREM znacznie zmniejszył rozpuszczalne poziomy FA-beta u starszych myszy, dostosowując je do poziomów stwierdzonych u młodszych dorosłych myszy. Efektu tego nie zaobserwowano, gdy leczenie stosowano w okresie czuwania.
Przegląd
To badanie wprowadza nową technologię do fotostymulacji naczyń limfatycznych oponowych w celu poprawy drenażu mózgu podczas snu nieszybkiej fazy oczu (NREM). Wykorzystując myszy pod kontrolą EEG, badanie bada limfatyczne usuwanie Aβ z mózgu do głębokich węzłów chłonnych szyjnych (dcLNs), z zastosowaniami w leczeniu różnych chorób OUN.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Neuronauki
- Fizjologia snu
- Choroby OUN
Tło
- Sen aktywuje drenaż i funkcje oczyszczania mózgu, które są często upośledzone w chorobach OUN.
- Limfatyczne usuwanie jest kluczowe dla zdrowia mózgu, ale jest słabo poznane w kontekście snu.
- Badanie opiera się na istniejących badaniach nad związkami między snem, drenażem limfatycznym a akumulacją Aβ związaną z chorobą Alzheimera.
- Badane są niefarmakologiczne podejścia do poprawy oczyszczania mózgu podczas snu.
Cel badania
- Opracowanie przenośnej technologii do poprawy drenażu mózgu podczas snu.
- Stymulowanie usuwania toksycznego Aβ z mózgu.
- Dostarczenie wglądu w potencjalne terapie różnych zaburzeń OUN związanych z upośledzonym drenażem mózgu.
Zastosowane metody
- Główną platformą wykorzystaną jest technologia fotobiomodulacji aktywowana podczas monitorowanego EEG snu NREM.
- Model biologiczny składa się z nieznieczulanych samców myszy C57BL/6 w różnym wieku.
- Kluczowe procedury eksperymentalne obejmują implantację elektrod EEG i EMG oraz przewlekłe wszczepienie cewnika do infuzji Aβ.
- Wstrzyknięto fluorescencyjne beta-amyloid, a monitorowano efekty dawek światła w celu oceny skuteczności usuwania limfatycznego.
Główne wyniki
- Fotobiomodulacja z powodzeniem promowała limfatyczne usuwanie Aβ z mózgu.
- Badanie zauważyło znaczące efekty przy dawkowaniu światłem 30 joule'i na centymetr kwadratowy.
- Wyniki przyczyniają się do zrozumienia roli snu w funkcji OUN, szczególnie w odniesieniu do toksycznego usuwania.
Wnioski
- Badanie wykazuje potencjał wykorzystania snu w celach terapeutycznych w poprawie drenażu mózgu.
- To badanie stanowi podstawę do dalszego badania niefarmakologicznych terapii chorób OUN związanych z dysfunkcją drenażu mózgu.
- Zastosowania obejmują poprawę strategii terapeutycznych w chorobach takich jak Alzheimer i Parkinson.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Stimulation of meningeal lymphatic vessel (MLV) function during sleep addresses a critical bottleneck in CNS drug discovery by enabling non-pharmacological enhancement of brain toxin clearance. This technology provides a platform for mechanistic de-risking and target validation in neurodegenerative disease pipelines, supporting predictive confidence in translational research. Its integration with EEG-controlled sleep states offers a unique opportunity for portfolio teams to evaluate therapeutic strategies targeting brain drainage dysfunction.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of lymphatic clearance pathways relevant to neurodegenerative disease mechanisms.
- Supports functional validation of targets involved in brain drainage and toxin removal.
- Facilitates mechanistic de-risking for CNS therapeutic hypotheses.
Screening & Assay Development
- Provides a validated in vivo system for quantifying toxin clearance under controlled sleep conditions.
- Enables reproducible measurement of photobiomodulation effects on lymphatic function.
- Supports assay standardization for evaluating optical stimulation parameters.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with disease-relevant models for Alzheimer’s and Parkinson’s research.
- Enables continuity from discovery to preclinical validation of brain drainage interventions.
- Supports risk-adjusted advancement of non-pharmacological CNS therapies.
Pipeline & Workflow Integration
This technology bridges early discovery and preclinical validation by enabling hypothesis testing of brain drainage mechanisms in vivo during sleep.
- Discovery Biology: Supports pathway clarification and biological de-risking for CNS targets.
- Screening: Delivers quantitative, reproducible readouts of lymphatic clearance efficacy.
- Analytics: Provides EEG and confocal imaging outputs for comparative analysis of intervention effects.
- Translational Research: Facilitates alignment with disease models and biomarker strategies for neurodegeneration.
- Enterprise Reuse: Offers a reusable platform for evaluating diverse optical and pharmacological interventions targeting brain clearance.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence in CNS target validation and mechanistic understanding.
- Operational Value: Standardizes in vivo protocols for sleep-dependent brain clearance studies.
- Strategic Value: Informs go/no-go decisions for CNS pipeline assets targeting drainage pathways.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization of non-pharmacological and combinatorial CNS therapies.
Implementation Considerations
- Requires expertise in EEG monitoring and in vivo optical stimulation.
- Needs access to confocal imaging and quantitative analytical infrastructure.
- Demands cross-team standardization of sleep-state detection and intervention timing.
- Adaptation may be needed for different animal models or optical parameters.
- Limitations include specificity of light dosing and validation across disease models.
Biopharma FAQs
Chapters in this video
0:00
Introduction
0:58
Hardware Assembly to Perform Transcranial Photobiomodulation for Brain Drainage in Aged Mice
2:03
EEG and Catheter Implantation in Mouse Brain for Transcranial Photobiomodulation to Stimulate Meningeal Lymphatic Vessel Functions
5:13
Confocal Imaging to Assess Lymphatic Removal of Beta‐Amyloid from Mouse Brain After Transcranial Photobiomodulation
