Separacja i identyfikacja konwencjonalnych mikrodrobin plastiku z gleb użytków rolnych

Protokół ten opisuje konwencjonalne pobieranie próbek mikroplastiku i próbki analizowane z gleby. Metoda składa się z siedmiu części. Są to: pobieranie i przygotowanie gleby, flotacja gęstości, trawienie zanieczyszczeń, barwienie, filtracja próżniowa, obserwacja morfologiczna i identyfikacja polimerów.

W tym miejscu przedstawiamy dwa różne procesy analityczne składające się z dwóch ostatnich etapów, które mogą być przeprowadzane niezależnie od siebie w zależności od dostępności urządzeń. Pobrać reprezentatywną próbkę gleby przy użyciu pięciopunktowej metody pobierania próbek w sposób dwukształtny na stałym obszarze. Do zbierania użyj 30-centymetrowego ślimaka ze stali nierdzewnej.

Zbierz i zainstaluj próbki w pojemniku innym niż plastikowy, na przykład w folii aluminiowej. Wysuszyć glebę w temperaturze pokojowej z dala od bezpośredniego światła słonecznego lub użyć piekarnika ustawionego na 40 stopni Celsjusza i suszyć glebę przez co najmniej 24 godziny, aż całkowicie wyschnie. Jeśli dostępna jest suszarka do gleby, należy jej używać do przetwarzania wielu próbek gleby w tym samym czasie, ponieważ filtr w poszczególnych komorach minimalizuje ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego.

Po wyschnięciu zmielić glebę, jeśli to konieczne. Używaj czystych, nieplastikowych narzędzi. Zmiel i zachowaj suchą glebę.

Użyj metalowego sita o grubości od dwóch do pięciu milimetrów. Używając małej skali o dwóch gęstościach, ułóż drobne plus minus 0,05 ziarna próbki gleby na niezawierającym plastiku papierze wagowym lub folii aluminiowej. Próbki można przechowywać w trzech pojemnikach, na przykład szklanych fiolkach.

Przenieść drobno zmieloną, wysuszoną próbkę gleby do czystej szklanej zlewki o pojemności 600 mililitrów A. Dodać 230 mililitrów nasyconego roztworu chlorku sodu do zlewki A. Zapewnić dokładne oznakowanie wszystkich pojemników i zlewek do przechowywania. Umieścić zlewkę A na magnetycznej płycie mieszającej przy szklanym mieszadle magnetycznym. Mieszaj roztwór przez 30 minut z prędkością 260 obrotów na minutę.

Po całkowitej homogenizacji wyjmij mieszadło magnetyczne z roztworu i spłucz nasyconym roztworem chlorku sodu, aby zapobiec wydostaniu się cząstek plastiku z roztworu. Umieść zlewkę na płaskiej powierzchni bez bezpośredniego światła słonecznego i pozostaw ją na noc, aż nastąpi separacja pełnej gęstości. Po całkowitym oddzieleniu zawartości zlewki A ostrożnie przenieść supernatant do nowej szklanej zlewki B. Przepłukać wewnętrzne ścianki zlewki A nasyconym roztworem chlorku sodu.

Dodać cztery molowe roztwory wodorotlenku sodu do próbki w zlewce B, aby osiągnąć stałą objętość 500 mililitrów. Mieszaj roztwór przez 30 minut z prędkością 260 obrotów na minutę. Następnie wyjmij mieszadło magnetyczne i umieść zlewkę na płaskiej powierzchni, z dala od bezpośredniego światła słonecznego i pozostaw ją na noc.

Gdy zawartość piekarza B całkowicie się oddzieli. Przenieść supernatant ze zlewki B do nowej zlewki C. Przepłukać wewnętrzną ściankę zlewki b wodą destylowaną, aby zapewnić maksymalne przenoszenie cząstek. Dodać wcześniej przygotowany nowy roztwór czerwonej wielkości do zlewki C, aby uzyskać końcowe stężenie 0,5 mola.

Wymieszaj roztwór szklaną pałeczką, aż do całkowitej homogenizacji. Następnie pozwól roztworowi inkubować przez 30 minut w doku, przykrywając zlewkę folią aluminiową. Najpierw skonfiguruj system filtracji próżniowej w następujący sposób.

Szklany lejek, metalowy zacisk, próżniowa podstawa filtracyjna, zlewka zbiorcza, wąż przyłączeniowy, pułapka wilgoci i pompa próżniowa. Ostrożnie usuń nowe membrany z pojemnika do przechowywania za pomocą pęsety. Umieść membranę filtracyjną centralnie i płasko na górze podstawy filtracji próżniowej.

Zapewnij bezpieczne połączenie, wyrównując podstawę filtracji próżniowej ze szklanym lejkiem, mocując je metalowym zaciskiem. Aktywować filtrację próżniową i powoli wlewać płyn ze zlewki C do szklanego lejka. Przepłukać zlewkę C kilkakrotnie wodą destylowaną, aby zmaksymalizować odzysk cząstek.

Przykryj szklany lejek folią aluminiową, aby zminimalizować zanieczyszczenie. Po przefiltrowaniu próbki przepłukać bok szklanego lejka wodą destylowaną, aby zapewnić minimalną utratę cząstek. Oderwij pompę próżniową i ostrożnie wyjmij membranę filtracyjną z płyty za pomocą pęsety.

I umieść każdą membranę na osobnej szklanej szalce Petriego. Dodaj membrany całkowicie do sucha, a następnie zamknij szalkę Petriego i zawiń ją w folię aluminiową. Przechowuj go w suchym i ciemnym miejscu do dalszej analizy.

Jeśli dokładna lokalizacja cząstek fluorescencyjnych na membranach jest wymagana do późniejszej identyfikacji polimeru, na przykład za pomocą FTIR, należy zapoznać się z poniższymi krokami. Użyj czarnego pisaka żelowego, aby delikatnie zaznaczyć pozycję początkową 10 znaków na membranie filtra zgodnie z kształtem T. Aktywuj przyrząd fluorescencyjny w następujący sposób: gospodarz, źródła fluorescencyjne, monitor i mikroskop fluorescencyjny.

Włącz instrument i ustaw diodę LED źródła na maksymalną jasność. Wykorzystaj jasne pole, DF i światło fluorescencyjne, przycisk przełącznika FL, aby zrobić odpowiednio zdjęcia DF i FL. Oprogramowanie DP2-BSW do rejestrowania obserwacji próbek, ale tylko definicja mikroskopu, aby ekran był ostrzejszy.

Zrób zdjęcia w jasnym polu w pozycji BF i obróć w pozycję FL i filtr fluorescencyjny, aby robić zdjęcia w stacji dokującej. Upewnij się, że sekwencja obserwacji pola widzenia wynosi od 1 do 10. Upewnij się, że zdjęcia BF i FL powinny być zrobione w tej samej pozycji.

W celu identyfikacji polimerów za pomocą LDIR należy wykonać czynności mikroskopu, jak poniżej. Skonfiguruj system mikroskopu w następujący sposób. Aparat, filtry, powiększenie i stolik mikroskopowy oraz komputer.

Owiń uchwyty membrany filtracyjnej chusteczkami bezpyłowymi. Następnie zabezpiecz membrany w uchwycie i wsuń na stolik mikroskopu. Upewnij się, że kamera jest podłączona, a powiększenie mikroskopu jest odpowiednie dla typu próbki i spójne dla wszystkich próbek z tego samego zestawu.

Aby określić ilościowo cząstki na zarejestrowanych obrazach, postępuj zgodnie z instrukcjami krok po kroku zawartymi w manuskrypcie. Jeśli FTIR jest używany do identyfikacji cząstek polimeru, należy postępować zgodnie z poniższymi krokami. Włącz spektrometr FTIR LUMOS i odpowiednie oprogramowanie, na przykład po obserwacji i nagrywaniu.

Napełnij ciekłym azotem, aby aktywować maszynę. Wyczyść sondę przed odbiciem lustrzanym każdej próbki. Zidentyfikuj cząstki do monitorowania poprzez nagrywanie ekranu w czasie rzeczywistym.

Dostosuj pozycję i ostrość, manipulując. Przesuń platformę operacyjną na środek i uchwyć bieżące widmo tła powietrza. Zmierz od trzech do pięciu stałych punktów na fragmencie celu, a następnie ustaw sondę zgodnie z lokalizacją tych stałych punktów.

Na stronie wyników zapisz oryginalne dane. Rozwiąż widmo i porównaj widmo z widmem plastycznym w bibliotece standardowej, aby określić wskaźnik jakości cieplnej próbki. Jeśli LDIR jest używany do identyfikacji cząstek polimeru, wykonaj poniższe czynności.

Umieść membranę filtracyjną w nowej szklanej fiolce o pojemności 20 mililitrów. Dodaj 20 mililitrów czystego etanolu. Zamknąć szczelnie fiolkę i owinąć wieczko folią parafilmową, aby zapobiec wyciekowi.

Sonikować próbki w kąpieli ultradźwiękowej przez co najmniej jedną godzinę, aż wszystkie cząstki zostaną ponownie zawieszone. Membrana może wypłukiwać kolor, ale nie będzie to przeszkadzać w identyfikacji polimeru. Usuń i wyrzuć membranę.

Umieścić szklaną fiolkę z roztworem etanolu na mieszadle magnetycznym i dodać małe mieszadło magnetyczne do fiolki. Pozwól, aby etanol odparował do mniej niż pięciu mililitrów, ustawiając temperaturę na 100 stopni Celsjusza i mieszając z małą prędkością, aby utrzymać cząstki w zawieszeniu. Aby przygotować próbkę do analizy na LDIR, należy powoli wstrząsać próbkami, aż wszystkie cząstki zostaną jednorodnie zawieszone w roztworze i szybko przygotować 10 mikrolitrów próbki na szkiełku i pozostawić etanol do odparowania.

Powtórz ten krok jeszcze dwa razy, aby przeanalizować trzy kontrpróby na próbkę na każdym szkiełku. Szkiełko LDIR jest wkładane do urządzenia, a nazwa próbki jest wprowadzana do podłączonego oprogramowania. Następnie urządzenie inicjuje automatyczne skanowanie.

Uzyskana analiza dostarcza szczegółowych danych na temat składu chemicznego poszczególnych cząstek, rozkładu różnych polimerów w próbce, a także wielkości cząstek. Późniejsze przetwarzanie danych jest szczegółowo opisane w sekcji 8 protokołu, na przykład przy użyciu obrazu J, jak również w sekcji obliczeń wyniku w manuskrypcie. Aby zweryfikować zakres odzysku tej metodologii, próbki z trzech różnych materacy litych, dwutlenku krzemu, SD, gliny bentonitowej, BT i gleby przeanalizowano w zestawach trzech powtórzeń.

Załóżmy, że wszystkie cząsteczki mikroplastiku są jednolitą kulą. Oznacza to, że na pięciogramową, suchą, stałą próbkę przypada około 48 740 pozycji. Na podstawie oprogramowania do obrazowania J można przejrzeć informacje o liczbie cząstek w pojedynczej próbce, a te trzy wzory można obliczyć ostateczny wskaźnik odzysku mikroplastików.

Oto kilka wyników tego eksperymentu. Pierwszym z nich jest stopień odzysku mikroplastiku z różnych matryc stałych. Średnie wskaźniki odzysku wynoszą odpowiednio 84%83% i 90% BT, SD i gleby.

Wyeliminowano interferencję wyniku z próbki zerowej i identyfikacji chemicznej. Średnio udało się odzyskać 86% cząstek PE. Dno jest wynikiem rodzaju polimeru tych próbek.

Wykazano, że oprócz polietylenu wykrywa się również żywicę fenolową, polichlorek winylu, poliamid i polipropylen. Wynik ten może mieć wpływ na niewielką dawkę próbki podczas przenoszenia supernatantu, filtracji lub nieprawidłowej identyfikacji. Zanieczyszczenia te mogły pochodzić z urządzeń filtrujących, sprzętu laboratoryjnego, osadzania atmosferycznego lub wody destylowanej.

Jest kilka zdjęć, które zostały wykonane różnymi metodami identyfikacji polimerów. Te dwa zdjęcia są oparte na metodzie FTIR i są wykonywane w tym samym obszarze membran w świetle dziennym i świetle fluorescencyjnym. Cząstki, które wydają się przezroczyste na rysunku A, a na zielono na rysunku B, są uważane za prawdopodobnie tworzywo sztuczne.

Oto typowy przypadek, który pokazuje porównanie widma między wykrywaną cząstką a standardowym diagramem widma. Widmo cząstek PE dopasowane do najbliższych widm bibliotecznych z pewną jakością dopasowania wynoszącą 98%To zdjęcie zostało wykonane metodami LDIR. Rzeczywisty wzór i rozkład są pokazane na rysunku A i kilka szczegółowych informacji, takich jak skład chemiczny poszczególnych cząstek.

Jakość dopasowania, jak również wielkość cząstek pokazano na rysunku B.Zanieczyszczenie mikroplastikiem w środowisku lądowym to temat naukowy, któremu poświęca się coraz więcej uwagi w ciągu ostatniej dekady. Jednak tylko niedawny system pobierania mikroplastiku z gleby został określony ilościowo, a metoda wykrywania mikroplastiku w glebie nie została ustandaryzowana. W protokole tym opisano metodologię pobierania próbek, separacji i identyfikacji chemicznej cząstek mikroplastiku.

Aby zwiększyć łatwość obsługi i powszechne zastosowanie, metoda jest tania, a materiały są łatwo dostępne. Protokół ten wykazuje potencjał jako ramy przewodnie, przedstawiając kompleksowe podejście odpowiednie dla różnych typów gleb, zapewniając dokładną kwantyfikację i analizę mikroplastiku.