Modelowanie i ocena modelu mysiej kardiomiopatii cukrzycowej

Protokół ten opisuje metodę wywoływania kardiomiopatii cukrzycowej poprzez połączenie diety wysokotłuszczowej, karmienia i wstrzykiwań streptozotocyny. Celem jest zapewnienie wiarygodnych ram dla badań naukowych nad kardiomiopatią cukrzycową oraz zbadanie potencjalnych zastosowań leczenia klinicznego. Opracowaliśmy opłacalną i wygodną metodę tworzenia kardiomiopatii cukrzycowej u myszy z powiększonymi, zdezorganizowanymi kardiomiocytami, pęknięciem włókien mięśnia sercowego, dysonansem, dysfunkcją mięśnia sercowego i zmniejszoną funkcją krążenia.

W porównaniu z innymi metodami, nasz protokół jest opłacalny, wydajny i łatwiejszy w obsłudze dzięki połączeniu diety wysokotłuszczowej i zastrzyków ze streptozotocyny. Opracowanie tego modelu pomoże nam lepiej zrozumieć mechanizmy leżące u podstaw rozwoju i progresji kardiomiopatii cukrzycowej. Na początek, za pomocą jednomililitrowej strzykawki, podawaj dootrzewnowe zastrzyki 30 miligramów na kilogram streptozotocyny lub STZ codziennie przez siedem dni myszom na diecie wysokotłuszczowej lub grupie HFD / STZ.

Aby zmierzyć poziom glukozy we krwi, tydzień po ostatnim wstrzyknięciu, ostrożnie umieść mysz na urządzeniu krępującym, upewniając się, że jej ogon jest całkowicie wysunięty na zewnątrz. Dokładnie zdezynfekuj miejsce pobrania krwi na ogonie wacikiem nasączonym 70% alkoholem. Następnie włóż igłę z ostrą końcówką do żyły ogonowej, posuwając się od czubka w kierunku podstawy na głębokość od trzech do czterech milimetrów.

Po umieszczeniu igły delikatnie ściśnij czubek ogona, aby stymulować przepływ krwi. Ostrożnie nałóż krew na pasek testowy, pozwalając mu w pełni się wchłonąć. Poczekaj, aż glukometr wyświetli odczyt stężenia glukozy we krwi.

W przypadku doustnego testu tolerancji glukozy (OGTT) należy pościć każdą mysz przez noc przez 14 godzin, pozwalając na nieograniczony dostęp do wody. Przygotuj około 10 mililitrów 20% roztworu glukozy. Każdej myszy należy podać doustnie dawkę jednego grama na kilogram podczas OGTT.

Monitoruj poziom glukozy we krwi po zero, 15, 30, 60 i 120 minutach po podaniu glukozy. Myszy w grupie HFD / STZ wykazały szczyt masy ciała po 12 tygodniach, znacznie wyższy niż grupa ND. Po podaniu STZ masa ciała grupy HFD/STZ zmniejszyła się, podczas gdy grupa ND wykazywała stały wzrost przez 12 tygodni.

Grupa HFD/STZ utrzymywała znacznie wyższy losowy poziom glukozy we krwi niż grupa ND przez cały okres karmienia. Krzywa OGTT była znacznie wyższa dla grupy HFD/STZ niż dla grupy ND, przy czym obie grupy osiągnęły szczyt po 15 minutach przed spadkiem. Poziomy insuliny w surowicy w grupie ND były początkowo wyższe niż w grupie HFD przez pierwsze 12 tygodni, ale odwróciły się po podaniu STZ Aby przeprowadzić ocenę echokardiograficzną, umieść znieczuloną mysz z grupy STZ/HFD lub ND na poduszce grzewczej.

Przymocuj pazury myszy do elektrody, aby zapewnić stabilną pozycję leżącą. Usuń sierść myszy z klatki piersiowej za pomocą kremu do depilacji, a następnie nałóż żel ultradźwiękowy na odsłonięty obszar klatki piersiowej. Aby uzyskać optymalny widok długiej osi lewej komory, umieść sondę 50 megaherców po lewej stronie klatki piersiowej myszy.

Obróć sondę w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara w zakresie od 15 stopni do 45 stopni względem lewej linii przymostkowej, wyrównując wycięcie w kierunku prawego ramienia. Dostosuj oś Z i oś Y, aby zapewnić wyraźny obraz w trybie B. Następnie naciśnij dwukrotnie tryb M, aby wyświetlić linię pomiarową.

Ustaw linię pomiarową na poziomie mięśnia brodawkowatego, a następnie zmierz co najmniej trzy kolejne uderzenia serca dla dokładności i dotknij zapisz klip, aby zapisać cineloop w serii. Zidentyfikuj wymiar końcowoskurczowy w fazie wyrównanej z zawałem ECGT i wymiar końcoworozkurczowy w fazie wyrównanej z zawałem ECGR. Następnie przechyl panel operacyjny, opuszczając lewy górny róg i podnosząc prawy dolny róg.

Ustaw sondę wzdłuż kierunku wierzchołka serca, równolegle do długiej osi serca, aby uzyskać transwierzchołkowy widok czterokomorowy. Po dostosowaniu objętości i kierunku pobierania próbek zapisz informacje hemodynamiczne zastawki mitralnej, aby uchwycić pomiary fal E i A. Zwróć odzyskaną mysz do klatki domowej, umieszczonej w kontrolowanym środowisku z 12-godzinnym cyklem światło-ciemność w zerowym tygodniu i 12 tygodniowych punktach czasowych.

Serca w grupie HFD/STZ wykazywały dysfunkcję skurczową i rozkurczową, ze zmniejszoną amplitudą w przegrodzie międzykomorowej i pulsacją tylnej ściany lewej komory w porównaniu z grupą ND.