Name: Korzenie przybyszowe topoli indukowane przez patogeny raka łodygi: eksperymentalny system do badania biologii korzeni i procesów związanych z reakcją na światło (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2024-10-11T14:45:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Poznaj metodę indukcji korzeni przybyszowych u topoli poprzez inokulację patogenem grzybowym. Protokół ten umożliwia badanie biologii korzeni i fizjologicznych reakcji na światło.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania te zostały wspólnie sfinansowane przez Centralną Instytucję Naukową Pożytku Publicznego Basal Research Fund of State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding (grant nr CAFYBB2020ZY001-2) oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (numer grantu 32171776) dla Jiaping Zhao.

1. Indukcja AR topoli poprzez inokulację opasającą
<ol>
	<li>Kultura patogenu raka grzyba<ol>
		<li>Rozpuść 6 g ekstraktu ziemniaczanego, 20 g dekstrozy i 20 g agaru w 1000 ml wody, aby przygotować podłoże z agarem z dekstrozą ziemniaczaną (PDA). Sterylizować pożywkę w temperaturze 121,1 °C przez 30 minut i wlać pożywkę do szalek Petriego (o średnicy 9 cm), z których każda zawiera około 20 ml pożywki PDA.</li>
		<li>Zaszczepić aktywowaną kostkę grzybni grzybów (~0,5 cm) w środku szalki Petriego PDA.</li>
		<li>Inkubować zaszczepione płytki PDA w ciemności w temperaturze 28 °C przez 7-10 dni.</li>
		<li>Pokrój inkubowane podłoże PDA z grzybnią w paski (1,2 cm szerokości; około 3-6 cm długości).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie materiałów topolowych<ol>
		<li>Wybierz 1-2 letnie, silnie rosnące sadzonki topoli.</li>
		<li>Wybierz dojrzałe łodygi/gałęzie z sadzonek topoli (o średnicy 1-2 cm, wolne od chorób i inwazji szkodników).</li>
		<li>Umyć obszary inokulacji (około 30 cm wysokości nad ziemią lub podstawą gałęzi) łodyg/gałęzi topoli; Wysterylizuj łodygi/gałęzie 75% roztworem alkoholu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Indukcja AR poprzez inokulację łykiem<ol>
		<li>Ostrożnie opasać naskórek i łyko wysterylizowanych łodyg/gałęzi topoli, usunąć opasane pierścienie łyka (o szerokości 1 cm, w tym częściowe kambium) i odsłonić białe, wewnętrzne tkanki kambium/ksylemu. UWAGA: Kroki 1.3.2-1.3.4 szczegółowo opisują alternatywne metody inokulacji.</li>
		<li>Całkowicie przykryj obszar opasywania paskami grzybni (1,2 cm szerokości) jako zabieg inokulacji baldemu opasanego (GP). Strzępki grzybów są zwrócone w stronę odsłoniętego ksylemu.</li>
		<li>Zeskrob i uszkodzić odsłoniętą wewnętrzną tkankę kambium za pomocą wysterylizowanych noży, a następnie zaszczepij paski PDA (1,2 cm szerokości) na obszarach opasywania jako zabieg usuwania kambium opasującego (GR).</li>
		<li>Zaszczepij obszary opasania bezpośrednio za pomocą niehodowanych pasków PDA (1,2 cm szerokości) jako kontroli opasania (GC).</li>
		<li>Owiń zaszczepione łodygi/gałęzie rozciągliwą, bezbarwną i przezroczystą taśmą do szczepienia (lub folią z tworzywa sztucznego PE). Owiń 4 warstwy, aby zatrzymać wilgoć w środku.</li>
		<li>Zaszczepone łodygi/gałęzie zwiąż patyczkami (metalowymi, plastikowymi lub zdrewniałymi) (powyżej 50 cm), aby nie chroniły przed wiatrem.</li>
		<li>Podczas eksperymentu uprawiaj opasane materiały topolowe z regularnym nawadnianiem.</li>
		<li>Obserwuj z zewnątrz i rejestruj powstawanie topoli AR 14-30 dni po inokulacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Indukcja AR poprzez opasanie naskórka-inokulację<ol>
		<li>Wybierz i przygotuj zaszczepiony materiał zgodnie z opisem w kroku 1.2.</li>
		<li>Ostrożnie opasać naskórek łodyg/gałęzi topoli.</li>
		<li>Usuń pierścienie naskórka (1,0 cm szerokości) i odsłoń zieloną tkankę łyka.</li>
		<li>Lekko i pionowo zeskrob tkankę łyka cztery razy i odsłoń wewnętrzną strukturę łyka.</li>
		<li>Zaszczep opasany obszar naskórka grzybnią (eGP) i paskami PDA (eGC). Wykonaj czynności związane z zaszczepianiem podobne do kroków 1.3.2-1.3.4.</li>
		<li>Owinąć zaszczepione łodygi taśmą do szczepienia (lub folią z tworzywa sztucznego PE) zgodnie z opisem w kroku 1.3.5.</li>
		<li>Zarządzaj topolami i obserwuj AR zgodnie z opisem w krokach 1.3.6-1.3.8.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Stworzenie eksperymentalnego systemu do badań genów związanych ze światłem metodą inokulacji opasającej
<ol>
	<li>Indukować cz.d.a. topoli za pomocą metody inokulacji opasanej łykiem (kroki 1.3.2-1.3.4).</li>
	<li>Alternatywnie, indukować AR topoli za pomocą metody inokulacji opasywania naskórka, jak opisano w kroku 1.4.5.</li>
	<li>Owinąć zaszczepione patogenami obszary łodyg/gałęzi topoli (15 cm wysokości) folią aluminiową (zabieg zacieniający, S) lub bez folii aluminiowej (obróbka światłem, L).</li>
	<li>Przywiąż łodygi/gałęzie do patyków o długości >50 cm, aby chronić je przed wiatrołomem. Regularnie uprawiaj topole i zarządzaj nimi oraz utrzymuj je dobrze nawodnione podczas eksperymentu, jak opisano w krokach 1.3.6-1.3.7.</li>
	<li>Usuń folię aluminiową z łodyg po ~20 dniach od inokulacji.</li>
	<li>Natychmiast obserwuj i fotografuj zacienione folią aluminiową (S) i niezacienione topole AR (L).</li>
	<li>Uprawiaj zacienione topole AR w świetle słonecznym lub innych sztucznych źródłach/warunkach światła.</li>
	<li>Usuń taśmy do szczepienia (lub folie z tworzywa sztucznego PE) i zbierz topole AR po 1-5 dniach od ekspozycji na światło.</li>
	<li>Owiń wszystkie próbki AR folią aluminiową. W przypadku AR topoli, które zostały poddane zabiegowi zacieniania, próbki należy zbierać w ciemności.</li>
	<li>Zanurzyć próbki (cz.a.) w ciekłym azocie i przechowywać je w temperaturze -80 °C do dalszych badań.</li>
	<li>Zebrać naświetlone lub nienaświetlone AR topoli (prowadzone w ciemności) po owinięciu ich folią aluminiową i przechowywać w temperaturze 4 °C do badań morfologicznych i innych badań in situ .</li>
</ol>

Studying Impact of Fungal Pathogens on Poplar Stem Canker and Vascular Transport

<ol><li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+pathogens+of+canker+disease+trigger+canopy+dieback+in+poplar+saplings+by+inducing+functional+failure+of+the+phloem+and+cambium+and+carbon+starvation+in+the+xylem%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Mol+Plant+Pathol%22%5BJournal%5D)">Fungal pathogens of canker disease trigger canopy dieback in poplar saplings by inducing functional failure of the phloem and cambium and carbon starvation in the xylem.</a> Physiol Mol Plant Pathol. 101523, 112(2020).</li>
<li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+canker+pathogen+Botryosphaeria+dothidea+inhibits+poplar+leaf+photosynthesis+in+the+early+stage+of+inoculation%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Stem canker pathogen Botryosphaeria dothidea inhibits poplar leaf photosynthesis in the early stage of inoculation.</a> Front Plant Sci. 13, 1008834(2022).</li>
<li>Li, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+canker+pathogens+trigger+carbon+starvation+by+inhibiting+carbon+metabolism+in+poplar+stems%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Fungal canker pathogens trigger carbon starvation by inhibiting carbon metabolism in poplar stems.</a> Sci Rep. 9, 10111(2019).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+Valsa+sordida+infection+on+photosynthetic+characteristics+and+carbon-water+metabolism+in+Populus+alba+var%5BTitle%5D)+AND+%22Pyramidalis.+For+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of Valsa sordida infection on photosynthetic characteristics and carbon-water metabolism in Populus alba var.</a> Pyramidalis. For Res. 34 (05), 58-68 (2021).</li>
<li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparisons+of+photosythetic+response+and+characteristics+in+leaves+of+Populus+alba+var.+pyramidalis+infected+by+the+stem+canker+pathogen+Valsa+sordida+and+Botryosphaeria+dothidea+at+Early+Stage%5BTitle%5D)+AND+%22Scientia+Silvae+Sinicae%22%5BJournal%5D)">Comparisons of photosythetic response and characteristics in leaves of Populus alba var. pyramidalis infected by the stem canker pathogen Valsa sordida and Botryosphaeria dothidea at Early Stage.</a> Scientia Silvae Sinicae. 57 (09), 121-129 (2021).</li>
<li>Li, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Physiological+and+molecular+mechanisms+of+adventitious+root+formation+in+poplar+induced+by+stem+canker+pathogens+%5BMaster%27s+%5D%22">Physiological and molecular mechanisms of adventitious root formation in poplar induced by stem canker pathogens [Master's Thesis]</a>. , Chinese Academy of Forestry. (2023).</li>
<li>Ahkami, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systems+biology+of+root+development+in+Populus%3A+Review+and+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Systems biology of root development in Populus: Review and perspectives.</a> Plant Sci. 335, 111818(2023).</li>
<li>Dickmann, D. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silviculture+and+biology+of+short-rotation+woody+crops+in+temperate+regions%3A+then+and+now%5BTitle%5D)+AND+%22Biomass+Bioenergy%22%5BJournal%5D)">Silviculture and biology of short-rotation woody crops in temperate regions: then and now.</a> Biomass Bioenergy. 30, 696-705 (2006).</li>
<li>De Almeida, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+control+of+adventitious+rooting+in+Eucalyptus+and+Populus+cuttings%5BTitle%5D)+AND+%22Trees%22%5BJournal%5D)">Environmental control of adventitious rooting in Eucalyptus and Populus cuttings.</a> Trees. 31, 1377-1390 (2017).</li>
<li>Zavattieri, M. A., Ragonezi, C., Klimaszewska, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adventitious+rooting+of+conifers%3A+influence+of+biological+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Trees%22%5BJournal%5D)">Adventitious rooting of conifers: influence of biological factors.</a> Trees. 30, 1021-1032 (2016).</li>
<li>Bhattacharyya, P. N., Jha, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plant+growth-promoting+rhizobacteria+%28PGPR%29%3A+emergence+in+agriculture%5BTitle%5D)+AND+%22World+J+Microbiol+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture.</a> World J Microbiol Biotechnol. 28, 1327-1350 (2012).</li>
<li>Khan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+enhancement+and+drought+tolerance+of+hybrid+poplar+upon+inoculation+with+endophyte+consortia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth enhancement and drought tolerance of hybrid poplar upon inoculation with endophyte consortia.</a> Curr Plant Biol. 6, 38-47 (2016).</li>
<li>Paz, I. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eucalyptus+growth+promotion+by+endophytic+Bacillus+spp%5BTitle%5D)+AND+%22Genet+Mol+Res%22%5BJournal%5D)">Eucalyptus growth promotion by endophytic Bacillus spp.</a> Genet Mol Res. 11, 3711-3720 (2012).</li>
<li>Olah, B., Briere, C., Becard, G., Denarie, J., Gough, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nod+factors+and+a+diffusible+factor+from+arbuscular+mycorrhizal+fungi+stimulate+lateral+root+formation+in+Medicago+truncatula+via+the+DMI1%2FDMI2+signalling+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">Nod factors and a diffusible factor from arbuscular mycorrhizal fungi stimulate lateral root formation in Medicago truncatula via the DMI1/DMI2 signalling pathway.</a> Plant J. 44, 195-207 (2005).</li>
<li>Maillet, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fungal+lipochitooligosaccharide+symbiotic+signals+in+arbuscular+mycorrhiza%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fungal lipochitooligosaccharide symbiotic signals in arbuscular mycorrhiza.</a> Nature. 469, 58-63 (2011).</li>
<li>Felten, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ectomycorrhizal+fungus+Laccaria+bicolor+stimulates+lateral+root+formation+in+poplar+and+Arabidopsis+through+auxin+transport+and+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">The ectomycorrhizal fungus Laccaria bicolor stimulates lateral root formation in poplar and Arabidopsis through auxin transport and signaling.</a> Plant Physiol. 151, 1991-2005 (1991).</li>
<li>Splivallo, R., Fischer, U., Gobel, C., Feussner, I., Karlovsky, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Truffles+regulate+plant+root+morphogenesis+via+the+production+of+auxin+and+ethylene%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Truffles regulate plant root morphogenesis via the production of auxin and ethylene.</a> Plant Physiol. 150, 2018-2029 (2009).</li>
<li>Druege, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+physiological+control+of+adventitious+rooting+in+cuttings%3A+phytohormone+action+meets+resource+allocation%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Bot%22%5BJournal%5D)">Molecular and physiological control of adventitious rooting in cuttings: phytohormone action meets resource allocation.</a> Ann Bot. 123, 929-949 (2019).</li>
<li>Steffens, B., Rasmussen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiology+of+adventitious+roots%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">The physiology of adventitious roots.</a> Plant Physiol. 170, 603-617 (2016).</li>
<li>Bannoud, F., Bellini, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adventitious+rooting+in+Populus+species%3A+update+and+perspectives%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Adventitious rooting in Populus species: update and perspectives.</a> Front Plant Sci. 12, 668837(2021).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signal+communication+during+microbial+modulation+of+root+system+architecture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Bot%22%5BJournal%5D)">Signal communication during microbial modulation of root system architecture.</a> J Exp Bot. 75 (2), 526-537 (2024).</li>
<li>Pascale, A., Proietti, S., Pantelides, I. S., Stringlis, I. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+root+microbiome+by+plant+molecules%3A+the+basis+for+targeted+disease+suppression+and+plant+growth+promotion%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Modulation of the root microbiome by plant molecules: the basis for targeted disease suppression and plant growth promotion.</a> Front Plant Sci. 10, 1741(2020).</li>
<li>Zoratti, L., Karppinen, K., Luengo Escobar, A., Häggman, H., Jaakola, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-controlled+flavonoid+biosynthesis+in+fruits%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Light-controlled flavonoid biosynthesis in fruits.</a> Front Plant Sci. 5, 534(2014).</li>
<li>Bellini, C., Pacurar, D. I., Perrone, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adventitious+roots+and+lateral+roots%3A+similarities+and+differences%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Adventitious roots and lateral roots: similarities and differences.</a> Annu Rev Plant Biol. 65, 639-666 (2014).</li>
<li>Sorin, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auxin+and+light+control+of+adventitious+rooting+in+Arabidopsis+require+ARGONAUTE1%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Auxin and light control of adventitious rooting in Arabidopsis require ARGONAUTE1.</a> Plant Cell. 17 (5), 1343-1359 (2005).</li>
<li>Jung, J. K., McCouch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Getting+to+the+roots+of+it%3A+Genetic+and+hormonal+control+of+root+architecture%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Plant+Sci%22%5BJournal%5D)">Getting to the roots of it: Genetic and hormonal control of root architecture.</a> Front Plant Sci. 4, 186(2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Gatunki topoli są zdolne do wytwarzania AR lub korzeni bocznych (LR) z sadzonek łodygowych, co przyczynia się do ich rozmnażania i jako model do badań biologii korzeni roślin drzewiastych 7,8. Co więcej, badania wykazały, że inokulacja określonych mikroorganizmów, takich jak pożyteczne bakterie (Agrobacterium rhizogenes 9,10; Ryzobakterie wspomagające wzrost roślin [PGPR]11), bakterie endofitowe12,13, arbuskularne grzyby mikoryzowe (AMF)14,15 lub grzyby ektomikoryzowe (EMF)16,17 mogą sprzyjać wzrostowi lub rozwojowi korzeni roślin. Nie zgłoszono jednak żadnych doniesień na temat patogenów (ani bakterii, ani patogenów grzybiczych), które indukują lub promują strukturę AR na roślinach żywicielskich.
Eksperymenty wykazały, że różne patogeny raka topoli (takie jak V. sordida, B. dothidea) mogą indukować tworzenie AR w łodygach/gałęziach topoli (ryc. 2A, panele 3-6). Co więcej, eksperymenty wykazały, że AR mogą być indukowane na różnych gatunkach/klonach topoli, na przykład na 1-2 letnich sadzonkach P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa klon 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', a nawet 6-letnie gałęzie topoli (Rysunek 2A, panel 7). Nie wyprodukowano jednak struktury AR na 1-rocznych sadzonkach/gałęziach Malus spp., Prunus spp., Cedrus deodara i Pinus massoniana. Następnie, protokół ten zapewnił nową ścieżkę produkcji AR topoli: indukowanie AR poprzez opasujące inokulację patogenów raka grzybów drzew (V. sordida i B. dothidea) na łodygach/gałęziach topoli.
Eksperymenty wykazały również, że zarówno metoda opasywania łyka, jak i naskórka może indukować tworzenie się AR na łodygach topoli po inokulacji patogenu; Jednak łodygi topoli po inokulacji łykiem łatwo pękają przez wiatr w miejscach opasywania w celu znacznego zmniejszenia wytrzymałości spowodowanej manipulacją opasaniem i usuwaniem kory (łyka) oraz inwazją patogenów. Dlatego do indukcji AR łodygi/gałęzie topoli powinny być dobrze przywiązane do patyków, aby zapobiec ich łamaniu, zwłaszcza gdy zastosowano metodę opasywania łykiem.
Same rośliny w głównej mierze decydują o powstawaniu AR. Wpływ na to mają jednak również niektóre czynniki środowiskowe. Na przykład AR mogą być indukowane w warunkach podmokłych lub powodziowych u niektórych gatunków dwuliściennych18,19. Utrzymanie wilgoci było kluczowym etapem indukcji AR na nadziemnych łodygach/gałęziach. W tym protokole do ochrony wilgoci użyto zarówno Parafilmu, jak i domowej folii PE. Jednak owijanie Parafilm może zostać przeniknięte przez nowo utworzone AR, powodując następnie utratę wody, opóźnienie wzrostu, brązowienie i zdrewnienie AR topoli. Wręcz przeciwnie, obfite, delikatne i bogate w wodę AR zostały zebrane w łodygach topoli owiniętych PE. Dlatego w tym protokole zalecono stosowanie domowej folii PE, a nie folii Parafilm.
Korzenie są kluczowymi organami roślin, odgrywającymi ważną rolę w rozmnażaniu, wzroście, składnikach odżywczych i wchłanianiu wody przez rośliny. Następnie metody te powinny być wykorzystane w badaniach ryzogenezy20, morfologii i rozwoju oraz architektury systemu korzeniowego (RSA)21 u gatunków topoli. Co więcej, badania wykazały, że powiązania między systemem korzeniowym a bakteriami ryzosfery mogą poprawić odporność roślin żywicielskichna choroby 22; Następnie, inokulacja patogenami rakowo-opaskowymi powinna wywołać pewne zmiany molekularne i epigenetyczne w AR topoli, które mają potencjalne zastosowanie w uprawie siewek odpornych na choroby.
Światło jest krytycznym czynnikiem środowiskowym, który wpływa na wzrost, rozwój i rozmnażanie roślin. Eksperyment z ekspozycją na zacienienie (ryc. 2B) wykazał, że AR topoli indukowane przez patogen są idealnym systemem eksperymentalnym do biosyntezy segmentów roślin (flawonoidów, antocyjanów23 itp.). Wcześniejsze badania wykazały również, że warunki świetlne (intensywność, jakość, czas trwania i ilość ekspozycji na roślinę rodzicielską) wpływają na tworzenie korzeni lub ryzogenezę oraz rozwój zarówno korzeni przybyszowych, jak i bocznych 24,25,26. W związku z tym, dzięki precyzyjnemu dostrojeniu warunków oświetleniowych, system AR topoli indukowany przez patogeny w tym protokole może być wykorzystany w badaniach biologii korzeni i innych procesów związanych z reakcją na światło roślin topoli.

Choroby raka łodyg topoli wywoływane przez nekrotroficzne patogeny grzybowe, Valsa sordida i Botryosphaeria dothidea, to dwie kluczowe choroby drzew w północnych Chinach, które poważnie zaszkodziły rozwojowi ekologicznych i ekonomicznych plantacji gatunków topoli. Choroby raka topoli zawsze występują na korze pni i gałęzi, natomiast zmiany rakowe są ich typowymi objawami. Po wystąpieniu chorób rozszerzające się zmiany rakowe stopniowo uszkadzały łyko, kambium i ksylem gospodarzy. Ponadto wpływały one na transport przyswajanych produktów i wody przez układ naczyniowy. Jednak sposób, w jaki patogeny rakowe utrudniają transport łyka i ksylemu, pozostaje niejasny.
Aby ujawnić mechanizmy transportu węglowodanów i wody w topolach zakażonych patogenami rakowymi, zaproponowaliśmy metody inokulacji łyka lub epidermyopasającej 1,2, które łączyły klasyczną manipulację pasem ogrodowym i metodę inokulacji patogenów (inokulacja zranień bloku grzybni). Metody te mogą symulować proces porażenia i zablokowania wody i węglowodanów wywołanego przez patogeny rakowe.
Nasze badania wykazały, że patogeny grzybowe powodowały zamieranie koron topoli, początkowo wywołując głód węgla, a nie awarię hydrauliczną 1,3,4,5. Co zaskakujące, zaobserwowaliśmy szczególną ryzogenezę na łodygach topoli, która była związana z inokulacją patogenów raka łodygi: obfite czerwone korzenie przybyszowe (AR) wyrastają z dolnego końca górnych łodyg (naprzeciwko górnej krawędzi łyka lub pierścieni opasujących naskórek). Co więcej, nasze eksperymenty wykazały, że produkcja AR jest uniwersalna w interakcji patogenu topola z rakiem. Mogą być wytwarzane z różnych gatunków topoli lub klonów w różnym wieku (1-, 2-, a nawet 6-letni) i mogą być wywoływane przez różne patogeny rakowe (V. sordida i B. dothidea) lub ich izolaty. Ponadto zbadaliśmy mechanizmy kolorystyczne AR topoli, a wyniki wykazały, że jest ona związana z biosyntezą flawonoidów i antocyjanów, a także regulacją ekspresji genów związanych ze światłem (lub modułów genowych) w warunkach oświetleniowych6. Dlatego te AR topoli indukowane przez patogeny mogą być wykorzystywane jako stabilny i idealny system eksperymentalny do badania interakcji roślina-patogen, biologii korzeni oraz funkcji i ekspresji genów związanych ze światłem.
W tym badaniu przedstawimy i dostarczymy protokół ustanowienia eksperymentalnego systemu AR topoli poprzez opasującą ścieżkę inokulacji; ponadto wskazujemy na kluczowe czynniki, które wpływają na powstawanie AR i wyjaśniamy potencjalne zastosowanie inokulacji opasającej w badaniach biologii korzeni topoli i innych procesów fizjologicznych związanych z reakcją na światło.

<table><tbody><tr><td>Agar</td><td>Solarbio (Słoneczna Biologia)</td><td>A8190&nbsp; &nbsp;</td><td>Zapewnij odżywianie dla wzrostu grzybów</td></tr><tr><td>Folia aluminiowa</td><td>Ostrze biologiczne</td><td>Zobacz materiał BS-QT-027B</td><td>Aby zapewnić zacienienie zainfekowanego obszaru</td></tr><tr><td>Nóż do opasywania</td><td>Firmy narzędziowe MoGong</td><td></td><td>Opasuj naskórek łodyg/gałęzi topoli</td></tr><tr><td>Taśma do szczepienia</td><td>CAPI</td><td>5cm</td><td>Aby naprawić grzyby na roślinach</td></tr><tr><td>PD (Ekstrakcja ziemniaków, dekstroza)&nbsp;</td><td>Solarbio (Słoneczna Biologia)</td><td>Zobacz materiał P7360</td><td>Zapewnij odżywianie dla wzrostu grzybów</td></tr><tr><td>Folia z tworzywa sztucznego PE</td><td>MiaoJie powiedział:</td><td>413703</td><td>Aby naprawić grzyby na roślinach</td></tr><tr><td>Szalki Petriego</td><td>Bkman biological Co., Ltd&nbsp;</td><td>90mm</td><td>Przygotuj podłoże PDA</td></tr><tr><td>Inkubator termostatyczny</td><td>Szanghaj Kuntian Laboratory Instrument Co., Ltd</td><td>KTD-6000</td><td>Zapewnij środowisko do rozwoju grzybów</td></tr></tbody></table>

korzenie przybyszowe topoli indukowane przez patogeny raka łodygi: eksperymentalny system do badania biologii korzeni i procesów związanych z reakcją na światło

Poplar Adventitious Roots Induced by Stem Canker Pathogens: An Experimental System for Studying Roots Biology and Light Response-Related Processes

Valsa sordida i Botryosphaeria dothidea to dwa kluczowe nekrotroficzne patogeny grzybowe, które uszkadzają wielu gospodarzy roślinnych, zwłaszcza gatunki z rodzaju Populus. Te dwa patogeny grzybowe występują głównie w gałęziach, łodygach i gałązkach topoli, powodując klasyczne objawy, takie jak zmiany rakowe, zamieranie baldachimu i więdnięcie. Inokulacja patogenów jest najskuteczniejszą ścieżką badania mechanizmu chorób roślin. Oprócz zmian rakowych wokół miejsc inokulacji na łodygach, u gatunków topoli po inokulacji patogenem raka łodygi zaobserwowano nowe zjawisko rozwojowe, obfite korzenie przybyszowe (AR) o jaskrawoczerwonym kolorze. W niniejszej pracy opisaliśmy metodę indukowania AR za pomocą patogenów grzybowych u topoli. Kluczowym etapem tej metody jest inokulacja patogenu po manipulacji opasaniem (łyka lub naskórka). Drugim kluczowym krokiem jest aplikacja materiału nawilżającego. W porównaniu z manipulacją nawilżającą za pomocą Parafilm, owijanie zaszczepionych miejsc folią z polietylenu domowego (PE) może wytworzyć kolorowe, liczne i mocne AR w ciągu 20 dni po zaszczepieniu. Wreszcie, białe AR wyrosły z zaszczepionych pierścieni w łodygach topoli po zabiegu cieniowania (owinięciu łodyg folią aluminiową). Metoda ta wprowadza nowatorski eksperymentalny system do badania rozwoju i morfogenezy korzeni, który ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia biologii rozwoju korzeni, morfogenezy i odpowiedzi na stres chorobowy. Co więcej, w połączeniu z leczeniem cieniowania, badanie to może zapewnić wygodny system eksperymentalny do badania procesów związanych z reakcją na światło, na przykład biosyntezy flawonoidów, antocyjanów lub innych pokrewnych metabolitów oraz genów lub czynników transkrypcyjnych zaangażowanych w te procesy.

Przebieg procesu indukowania korzeni przybyszowych przez patogeny powodujące raka pędów za pomocą inokulacji poprzez pierścieniowanie przedstawiono na Rysunku 1. Przeprowadzone tutaj eksperymenty wykazały, że oba patogeny powodujące raka pędów, V. sordida, B. dothidea oraz ich izolaty (pochodzące z różnych gospodarzy, regionów lub o różnej patogenności) mogą indukować tworzenie się korzeni przybyszowych (AR) u gatunków topoli. W niniejszym protokole wykorzystano izolat CZC oraz CFCC86775 V. sordida oraz izolaty SD50 i SD81 B. dothidea do wywołania AR u P. alba var. pyramidalis. V. sordida CZC jest typowo stosowanym patogenem, zdeponowanym w China General Microbiological Culture Collection Center (CGMCC 40575); izolat V. sordida CFCC86775 został zakupiony z China Forestry Culture Collection Center, natomiast dwa izolaty SD pobrano z drzew topoli chorych na raka pędów w prowincji Shandong i zdeponowano w naszym laboratorium. Jak pokazano na Rysunku 2, w miejscu pierścieniowania utworzył się kalus (Rysunek 2A, panel 1), a w przypadku traktowania pierścieniowaniem i usunięciem kambium utworzyło się niewiele korzeni AR (Rysunek 2A, panel 2), podczas gdy po inokulacji poprzez pierścieniowanie floemu powstało wiele czerwonych korzeni włóknistych (Rysunek 2A, panele 3-6). Zaobserwowaliśmy również, że AR były indukowane u różnych gatunków lub klonów topoli, takich jak P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa klon 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3' lub inne topole hybrydowe). Jednak w niniejszym protokole AR są wytwarzane wyłącznie na pędach rocznych P. alba var. pyramidalis. Ostatecznie, jak pokazano na Rysunku 2 panel 7, struktury AR zostały indukowane również w pniach 6-letnich P. alba var. pyramidalis po inokulacji poprzez pierścieniowanie floemu patogenem V. sordida. Średnice pni topoli wynoszą około 6-7 cm, a długość najdłuższych korzeni włóknistych przekraczała 7.0 cm.
Jak pokazano na Ryc. 2, czerwone segmenty powstały w AR topoli Shading po wystawieniu na działanie światła słonecznego, przechodząc z białych mlecznych lub jasnoczerwonych AR wytworzonych na topolach owiniętych folią aluminiową (Ryc. 2B, panel 1) do czerwonych AR po 3 dniach (Ryc. 2B, panel 4). Ponadto zauważono, że czerwone pigmenty powstawały w krótkim czasie po ekspozycji na światło, a analiza ekspresji genów wykazała, że biosynteza pigmentów (głównie cyjanidyny-3-O-glukozydy) następowała bezpośrednio poprzez przekształcenie ich substratów antocyjanidynowych, a nie poprzez biosyntezę de novo od początku szlaku metabolicznego fenylopropanoidów6.
W niniejszym protokole obie metody pierścieniowania (pierścieniowanie łyka oraz epidermy) mogą indukować tworzenie się korzeni przybyszowych (AR) na pniach topoli po inokulacji patogenem. W przypadku topoli poddanych inokulacji z pierścieniowaniem epidermy odnotowano mniejszą liczbę pęknięć wiatrowych oraz mniejszy wpływ na fizjologię (taką jak transport wody i węglowodanów); jednak wydaje się, że produkcja AR przebiega nieco szybciej i efektywniej przy pierścieniowaniu łyka. W związku z tym, w badaniach nad korzeniami przybyszowymi topoli zaleca się metodę inokulacji z pierścieniowaniem łyka.
<img alt="Schemat procesu pierścieniowania: wybór łodygi, inokulacja grzybnią, ekspozycja na patogen w badaniach nad roślinami." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67304/67304fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schematyczna procedura formowania korzeni przybyszowych (ARs) indukowanych przez patogen powodujący raka łodygi za pomocą metod inokulacji przez pierścieniowanie w topolach. Najpierw patogen powodujący raka łodygi (hodowany w temperaturze 28 °C w ciemności przez 7-10 dni) został pocięty na pasy grzybni (o szerokości 1,2 cm). Jednoroczne sadzonki topoli lub jednoroczne gałęzie zostały poddane pierścieniowaniu na łodygach (na wysokości ~30 cm nad ziemią lub podstawą gałęzi, wskazano niebieskimi strzałkami) dwiema metodami: pierścieniowaniem łyka (wycięcie i usunięcie pierścieni obejmujących epidermę, łyko i częściowo tkankę kambium na łodygach) lub pierścieniowaniem epidermy (wycięcie i usunięcie pierścieni obejmujących jedynie epidermę łodyg). Szerokość pierścieni wyciętego łyka wynosi 1,0 cm. Następnie obszary poddane pierścieniowaniu zostały całkowicie przykryte pasami grzybni i niezwłocznie owinięte taśmą z folii PE; strona z grzybnią pasa była skierowana w stronę miejsca pierścieniowania. W badaniach nad biologią korzeni, takich jak ryzogeneza i rozwój korzeni, inokulowane sadzonki/gałęzie topoli hodowano przez 14-30 dni przy standardowej pielęgnacji (Ścieżka I, zaznaczona żółtymi strzałkami). W badaniach nad biosyntezą segmentów, fotomorfogenezą lub regulacją ekspresji genów związanych ze światłem zastosowano dodatkowe owinięcie folią aluminiową, a następnie inokulowane sadzonki/gałęzie hodowano przez ~20 dni do momentu powstania ARs. Po wytworzeniu się ARs folia aluminiowa została usunięta z łodyg/gałęzi, a korzenie przybyszowe topoli zostały wystawione na działanie światła słonecznego lub innych warunków oświetleniowych (różniących się widmem, natężeniem, okresem naświetlania lub ich kombinacjami) (Ścieżka II, zaznaczona czerwonymi strzałkami). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67304/67304fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Patogeny powodujące raka pnia indukują tworzenie korzeni przybyszowych w pniach topoli; ekspozycja na światło wpływa na biosyntezę korzeni przybyszowych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67304/67304fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Patogeny powodujące raka pnia indukowały tworzenie korzeni przybyszowych (AR) oraz biosyntezę segmentów w warunkach oświetlenia korzeni przybyszowych u topoli. (A) Różne patogeny powodujące raka pnia indukują tworzenie AR w pniach topoli. A1: kontrola z obrączkowaniem; A2: obrączkowanie i usunięcie kambium (GR); A3-6: Różne patogeny powodujące raka pnia (V. sordida i B. dothidea) indukują tworzenie AR w jednorocznych sadzonkach P. alba var. pyramidalis; A7: AR powstałe na gałęzi 6-letniej P. alba var. pyramidalis.(B) Ekspozycja na światło indukuje biosyntezę segmentów na AR topoli. B1-B4 przedstawiają AR topoli eksponowane w warunkach oświetlenia w 0, 1, 2 i 3 dni po ekspozycji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67304/67304fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>

W tym miejscu przedstawiamy protokół indukowania produkcji korzeni przybyszowych (AR) poprzez szlak inokulacji patogenów grzybów łyka lub naskórka, który jest odpowiedni do badania biologii korzeni i procesów fizjologicznych związanych z reakcją na światło w topoli.

Korzenie przybyszowe topoli indukowane przez patogeny raka łodygi: eksperymentalny system do badania biologii korzeni i procesów związanych z reakcją na światło

Valsa sordida and Botryosphaeria dothidea are two crucial necrotrophic fungal pathogens that damage many plant hosts, particularly species in the genus ...

Przedmiotem niniejszego protokołu badawczego jest opisanie metody wytwarzania korzeni przybyszowych poprzez opasanie i inokulację patogenów grzybowych na pniach gałęzi topoli. Proponujemy tę metodę jako idealny system eksperymentalny do badania biologii korzeni i procesów odpowiedzi na światło w oddziaływaniach topola z patogenem.Chociaż u wielu gatunków roślin odnotowano wspomaganie wzrostu pożytecznych mikroorganizmów na korzeniach, takich jak ryzobakterie wspomagające wzrost roślin, bakterie ektoendofityczne lub grzyby mikoryzowe naczyniowe lub grzyby ektomikoryzowe, indukcja przypadkowego wzrostu przez patogeny nie została udokumentowana. Protokół ten przedstawia normalne zjawisko rozwoju korzeni topoli.Rozwój i zachowanie korzeni topoli badano w różnych środowiskach i w interakcji z pożytecznymi mikroorganizmami. Jednak nasze badania wprowadzają nowy obszar biologii wzrostu roślin, czyli indukcję korzeni przybyszowych u topoli przez patogeny łodyg grzybów. Wierzymy, że to odkrycie przyczyni się nie tylko do postępu w badaniach nad biologią wzrostu, ale także do zrozumienia interakcji między roślinami a patogenami.Ten protokół badawczy wykazał, że patogeny łodyg indukowały przypadkowe korzenie topoli. Możemy przyjąć, że patogeny mogą również zmieniać wzorce ekspresji genów w korzeniach przybyszowych na poziomie transkrypcji, potranskrypcji i modyfikacji epigenetycznej. Dlatego metody zaproponowane w tym protokole utorowały drogę do badań nad korzeniami przybyszowymi topoli.W przyszłości skupimy się na fizjologicznych i molekularnych mechanizmach patogenów rakowych, które indukują powstawanie korzeni przybyszowych u topoli. Będziemy również badać mechanizm odporności i modyfikację epigenetyczną korzeni przybyszowych topoli po inokulacji patogenami oraz próbować dowiedzieć się, jak zjawisko to jest zalesiane.[Narrator] Aby przygotować agar z dekstrozą ziemniaczaną lub pożywkę PDA, rozpuść sześć gramów ekstraktu ziemniaczanego, 20 gramów dekstrozy i 20 gramów agaru w jednym litrze wody. Sterylizuj pożywkę w temperaturze 121,1 stopni Celsjusza przez 30 minut. Wlej pożywkę na szalki Petriego, z których każda zawiera 20 mililitrów pożywki PDA. Zaszczepić aktywowaną kostkę grzybni grzybów Valsa sordida lub Botryosphaeria dothidea w środku szalki Petriego. Inkubuj naczynie w ciemności w temperaturze 28 stopni Celsjusza przez siedem do 10 dni. Po inkubacji pokrój pożywkę PDA z grzybnią na paski. Następnie wybierz jednoroczne, energicznie rosnące drzewko topoli i wybierz dojrzałą łodygę z drzewka. Wysterylizuj obszar inokulacji 75% etanolem. Ostrożnie opasaj naskórek i łyko wysterylizowanej łodygi topoli. Usuń opasane pierścienie łyka, w tym częściowe kambium, aby odsłonić wewnętrzne tkanki kambium lub ksylemu. Całkowicie przykryj obszar opasywania paskami grzybni jako zabieg inokulacji łyka. Owiń zaszczepioną łodygę czterema warstwami rozciągliwej, przezroczystej taśmy do szczepienia, aby zatrzymać wilgoć. Za pomocą wysterylizowanego noża zeskrob i uszkodzić wewnętrzną tkankę kambium odsłoniętego obszaru. Następnie zaszczepij pasek PDA w obszarze opasywania w ramach zabiegu usuwania kambium. Następnie zaszczepij obszary opasywania bezpośrednio za pomocą niehodowanych pasków PDA jako kontroli opasywania. Owiń zaszczepioną łodygę czterema warstwami rozciągliwej, przezroczystej taśmy do szczepienia, aby zatrzymać wilgoć. Zawiąż zaszczepioną łodygę patykiem, aby chronić ją przed wiatrołomem. Po 14 do 30 dniach od zaszczepienia obserwuj i zapisuj tworzenie się korzeni przybyszowych topoli. Ostrożnie opasaj naskórek łodygi topoli, aby odsłonić zieloną tkankę łyka. Następnie zeskrob pionowo tkankę łyka i odsłoń wewnętrzną strukturę łyka. Zaszczep opasany obszar naskórka grzybnią i paskiem PDA, jak pokazano wcześniej. Owiń zaszczepione łodygi czterema warstwami rozciągliwej, przezroczystej taśmy do szczepienia. Po 14 do 30 dniach od zaszczepienia obserwuj i zapisuj tworzenie się korzeni przybyszowych topoli lub korzeni przybyszowych. Patogeny raka łodyg V. sordida i B. dothidea indukowały tworzenie się korzeni przybyszowych w pędach Populus alba var. pyramidalis po inokulacji łyka. Korzenie przybyszowe zostały również wywołane na pniach 6-letniego P. alba var. pyramidalis przez patogen V. sordida po opasaniu łyka, o długości korzeni przekraczającej 7,0 cm. Po wywołaniu korzeni przybyszowych u topoli za pomocą metody inokulacji opasającej łyko lub opasującej naskórek, należy owinąć obszar zaszczepiony patogenem folią aluminiową w celu zacienienia. Zawiąż łodygę patykiem, aby chronić ją przed wiatrołomem. Po 20 dniach usuń folię aluminiową z łodyg. Obserwuj i fotografuj zacienione folią aluminiową i niezacienione korzenie przybyszowe topoli. Uprawiaj zacienione korzenie przybyszowe topoli w świetle słonecznym lub pod sztucznymi źródłami światła. Po jednym do pięciu dni ekspozycji na światło usuń taśmy do szczepienia i zbierz korzenie przybyszowe topoli. Owiń korzenie przybyszowe folią aluminiową. Namocz przypadkowe próbki korzeni w ciekłym azocie i przechowuj je w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza. Ekspozycja na światło przekształciła białe lub jasnoczerwone korzenie przybyszowe w czerwone korzenie przybyszowe P. alba var. pyramidalis w ciągu trzech dni, z biosyntezą pigmentu związaną z tworzeniem 3-O-glukozydu cyjanidyny.

poplar-adventitious-roots-induced-stem-canker-pathogens-an

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy artykuł przedstawia protokół hodowli siewek Arabidopsis w RootChip, mikrofluidycznej platformie obrazowania, która łączy zautomatyzowaną kontrolę warunków wzrostu z mikroskopijnym monitorowaniem korzeni oraz pomiarem wewnątrzkomórkowych poziomów metabolitów w oparciu o technikę FRET.

Obrazowanie fluorescencyjne w czasie rzeczywistym wzrostu korzeni Arabidopsis z szybką manipulacją środowiskiem korzenia przy użyciu urządzenia RootChip

System Lateral Root Induible System (LRIS) pozwala na synchroniczną indukcję korzeni bocznych i jest prezentowany dla Arabidopsis thaliana i kukurydzy.

System indukowany korzeniami bocznymi u Arabidopsis i kukurydzy

Ten protokół pokazuje metodę przygotowania próbek roślinnych do mikroskopii świetlnej. Konfiguracja charakteryzuje się zamontowaniem rośliny pionowo na powierzchni żelu i pozwoleniem jej rosnąć w kontrolowanych jasnych warunkach. Pozwala to na długotrwałą obserwację rozwoju organów roślinnych w znormalizowanych warunkach.

Mikroskopia fluorescencyjna arkusza świetlnego korzeni roślin rosnących na powierzchni żelu

Ten protokół przedstawia szczegółowe podsumowanie strategii inokulacji korzeni roślin mikrobami przenoszonymi przez glebę. Na przykładzie grzybów Verticillium longisporum i Verticillium dahliae opisano trzy różne systemy infekcji korzeni. Przedstawiono potencjalne zastosowania i możliwe dalsze analizy, a także omówiono zalety i wady każdego systemu.

Strategie inokulacji w celu infekowania korzeni roślin mikroorganizmami przenoszonymi przez glebę

Używamy prostych narzędzi laboratoryjnych do badania architektury systemu korzeniowego (RSA) Arabidopsis i Medicago. Sadzonki są uprawiane hydroponicznie na siatce i rozprowadzane za pomocą pędzla artystycznego, aby odsłonić RSA. Obrazy są wykonywane za pomocą skanowania lub kamery o wysokiej rozdzielczości, a następnie analizowane za pomocą ImageJ w celu zmapowania cech.

Prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin

Udostępniamy krok po kroku protokół oceny odporności topoli na patogeny raka łodygi za pomocą metody inokulacji in vivo liści. Metoda ta jest szczególnie przydatna do wielkoskalowej oceny odporności na raka Cytospora chrysosperma i Botryosphaeria dothidea u potomstwa hodowlanego topoli w Chinach.

Inokulacja liści in vivo: alternatywna metoda oceny odporności klonów hybrydowych na choroby zakaźne w hodowli topoli na raka łodygi

Zestaw lentiwirusów Stemgent Dox Inducible Mouse TF umożliwia reprogramowanie embrionalnych fibroblastów mysich (MEFs) do indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (iPS). W niniejszym materiale przedstawiamy protokół indukcji ekspresji mysich czynników transkrypcyjnych reprogramujących Oct4, Sox2, Klf4 i c-Myc za pomocą doksycykliny (DOX) w celu wytworzenia kolonii iPS wykazujących ekspresję typowych markerów pluripotencji mES.

Generowanie indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych poprzez reprogramowanie embrionalnych fibroblastów myszy z wykorzystaniem indukowanego doksycykliną lentiwirusowego systemu transdukcji czterech czynników transkrypcyjnych

Kombinatoryczne oznaczanie 5 fluorescencyjnych białek hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych pozwala na śledzenie klonów in vivo za pomocą mikroskopii konfokalnej i dwufotonowej, dostarczając wglądu w architekturę hematopoetyczną szpiku kostnego podczas regeneracji. Metoda ta umożliwia nieinwazyjne mapowanie losów kodowanych spektralnie komórek pochodzących z HSPC w nienaruszonych tkankach przez długi czas po przeszczepie.<br...

In vivo (in vivo) Klonalne śledzenie hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych oznaczonych pięcioma białkami fluorescencyjnymi przy użyciu mikroskopii konfokalnej i wielofotonowej

Natura interakcji między krwiotwórczymi komórkami macierzystymi i progenitorowymi (HSPC) a niszami szpiku kostnego jest słabo poznana. Niestandardowe modyfikacje sprzętowe i wieloetapowy protokół akwizycji pozwalają na wykorzystanie mikroskopii dwufotonowej i konfokalnej do obrazowania znakowanych ex vivo HSPC umieszczonych w obszarach szpiku kostnego, śledząc interakcje i ruch.

4-wymiarowe śledzenie in vivo hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych w dorosłym szpiku kostnym nazębnym myszy

Krystaliczna celuloza jest ważnym składnikiem ściany komórkowej roślin. Jednak jego kwantyfikacja w rozdzielczości komórkowej jest technicznie trudna.  W tym miejscu przedstawiamy zastosowanie technologii światła spolaryzowanego i przekrojów korzeniowych w celu uzyskania informacji o składzie ściany komórkowej w rozdzielczości czasoprzestrzennej.

Kwantyfikacja w wysokiej rozdzielczości akumulacji krystalicznej celulozy w korzeniach rzodkiewnika w celu monitorowania specyficznych tkankowo modyfikacji ściany komórkowej

Poznaj metodę indukcji korzeni przybyszowych u topoli poprzez inokulację patogenem grzybowym. Protokół ten umożliwia badanie biologii korzeni i fizjologicznych reakcji na światło.

Korzenie przybyszowe topoli indukowane przez patogeny raka łodygi: eksperymentalny system do badania biologii korzeni i procesów związanych z reakcją na światło (Wideo) | JoVE Journal

Korzenie przybyszowe topoli indukowane przez patogeny raka łodygi: eksperymentalny system do badania biologii korzeni i procesów związanych z reakcją na światło

Przeglądaj więcej filmów