Śródoperacyjna wizualizacja wstrzyknięcia podsiatkówkowego i odwarstwienia siatkówki u szczurów
March 7th, 2025
Ten artykuł opisuje metody iniekcji podsiatkówkowej u szczurów, wykorzystując śródoperacyjną wizualizację do kontrolowania zarówno miejsca wstrzyknięcia, jak i obszaru odwarstwienia siatkówki.
Badam mechanizmy śmierci komórek w odwarstwieniach siatkówki, a moim celem jest zapewnienie identyfikowalności danych in vitro z eksperymentami in vivo. W naszym zespole wykazaliśmy udział różnych mechanizmów śmierci komórki podczas degeneracji fotoreceptorów. Istnieje wiele opisanych sposobów wywoływania odwarstwienia siatkówki u gryzoni.
Protokół ten został opracowany, aby odpowiedzieć na dwa wyzwania: odtwarzalność i bezpieczeństwo. Zapewnienie powtarzalnego i bezpiecznego protokołu w przypadku odwarstwienia siatkówki zapewni skuteczność tego rodzaju badań. Aby rozpocząć, zamontuj nieskośną 10-milimetrową metalową końcówkę kaniuli o rozmiarze 30 zacementowaną na strzykawce o pojemności 25 mikrolitrów na mikrowtryskiwaczu.
Aby wywołać długotrwałe odwarstwienie siatkówki, użyj 2% hydroksypropylometylocelulozy lub 1% do 5% hialuronianu sodu. Załadować przygotowany roztwór do strzykawki. Następnie nałóż jedną kroplę 0,5% tropikamidu na jedno oko znieczulonego szczura, aby uzyskać rozszerzenie źrenic.
Nanieść jedną kroplę oksybuprokainy do oka, które ma być operowane. Do wykonania operacji należy użyć mikroskopu okulistycznego podłączonego do przełącznika nożnego. Aby odsłonić twardówkę, zakotwicz dwa szwy ciągnące powieki w zewnętrznej ćwiartce brzegu powieki na górnej i dolnej powiece.
Pociągnij szwy, aby uzyskać delikatne wybrzuszenie oka. Za pomocą igły o rozmiarze 30 utwórz kanał twardówkowy przez spojówkę opuszkową skroniową około jednego do dwóch milimetrów od rąbka rogówki. Nakładaj żel łzowy jako interfejs soczewki do oczu przez cały czas trwania zabiegu.
Aby uwidocznić płytkę siatkówki, umieść płaską soczewkę kontaktową o średnicy ośmiu milimetrów na powierzchni oka. Użyj przełącznika nożnego mikroskopu, aby ustawić ostrość na płaszczyźnie siatkówki. Teraz włóż kaniulę pionowo przez wstępnie uformowany kanał twardówki.
Powoli zbliżaj się do siatkówki i delikatnie ją uciskaj, aż do momentu zaobserwowania wybielania siatkówki. Utrzymać stabilność końcówki podczas wstrzykiwania przez retinotomię utworzoną przez przepływ iniekcji Po wstrzyknięciu należy usunąć końcówkę z retinotomii. Następnie delikatnie wyjmij całą kaniulę z jamy ciała szklistego, upewniając się, że soczewka nie jest dotykana.
Upewnij się, że odruch czerwieni źrenicy jest zmieniony przez odwarstwienie siatkówki, nie obserwując przepływu krwi w jamie ciała szklistego. Zdejmij szwy powieki, a następnie ostrożnie przetrzyj krwawienie. Krótko oceń ciśnienie wewnątrzgałkowe ręcznie.
W celu opieki pooperacyjnej na operowane oko nałóż maść do oczu z chloramfenikolem retinolem. Następnie podaj dootrzewnowo jeden mililitr 5% monohydratu glukozy. Wstrzyknąć podskórnie 0,9 miligrama na kilogram atipamezolu.
Na koniec przenieś zwierzę do komory o kontrolowanej temperaturze i monitoruj je, aż się obudzi. Udane wstrzyknięcie podsiatkówkowe zostało potwierdzone przezroczystą ilością płynu podsiatkówkowego w optycznej koherentnej tomografii oraz brakiem krwotoku podsiatkówkowego w fotografii dna oka. W obu modalnościach zaobserwowano wyraźne odwarstwienie siatkówki.
Sporadycznie obserwowano niewielkie krwotoki doszklistkowe, głównie w pobliżu miejsca wstrzyknięcia, ale nie rozciągały się one na przestrzeń podsiatkówkową.
Przegląd
Ten artykuł opisuje metody subretinalnej iniekcji u szczurów, wykorzystującej wizualizację intraoperacyjną do kontroli miejsca wstrzyknięcia i obszaru oderwania siatkówki. Protokół ma na celu zwiększenie powtarzalności i bezpieczeństwa w badaniach dotyczących oderwania siatkówki.
Kluczowe komponenty badania
Obszar nauki
- Neuronauki
- Badania nad siatkówką
- Protokoły eksperymentalne
Tło
- Rozumienie mechanizmów śmierci komórek w oderwaniach siatkówki.
- Znaczenie śledzenia danych od in vitro do in vivo.
- Wyzwania w zapewnieniu powtarzalności i bezpieczeństwa w procedurach eksperymentalnych.
- Różne metody wywoływania oderwania siatkówki u gryzoni.
Cel badania
- Zapewnienie powtarzalnego i bezpiecznego protokołu oderwania siatkówki.
- Ułatwienie efektywnych badań nad zwyrodnieniem siatkówki.
- Zapewnienie dokładnych technik chirurgicznych do iniekcji subretinalnych.
Stosowane metody
- Montażu niebezpowrotnej kaniuły na mikrowstrzykiwaczu.
- Używanie hydroksypropylometylocelulozy lub hyaluronanatu sodu do oderwania siatkówki.
- Przeprowadzanie operacji pod mikroskopem okulistycznym.
- Wstrzyknięcie przez wstępnie wytworzoną kanalik skleralny i ocena wyników za pomocą tomografii koherencyjnej.
Główne wyniki
- Udana iniekcja subretinalna zweryfikowana przez jasny płyn subretinalny.
- Brak krwotoku podretinalnego obserwowanego w funduskopii.
- Wyraźne oderwanie siatkówki potwierdzone za pomocą modalności obrazowych.
- Drobne krwotoki wewnątrzgałkowe zaobserwowane, ale nie rozszerzające się do przestrzeni podretinalnej.
Wnioski
- Protokół zwiększa bezpieczeństwo i powtarzalność badań dotyczących oderwania siatkówki.
- Wizualna potwierdzenie powodzenia iniekcji jest kluczowe dla ważności badań.
- Opieka pooperacyjna jest niezbędna dla dobrostanu zwierząt i ich powrotu do zdrowia.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Intraoperative visualization of subretinal injection and retinal detachment in rats addresses a critical need for reproducible, controlled delivery of therapeutics and disease modeling in ophthalmic drug discovery. This protocol enables precise manipulation and monitoring of retinal detachment, supporting translational continuity from preclinical models to human-relevant workflows. Enhanced reproducibility and safety directly impact the predictive confidence of early-stage retinal therapeutic programs.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables controlled induction of retinal detachment for mechanistic studies of photoreceptor degeneration.
- Supports functional validation of therapeutic targets in the subretinal space.
- Facilitates reproducible disease modeling for hypothesis-driven research.
Screening & Assay Development
- Provides a validated in vivo system for evaluating subretinal delivery of candidate compounds.
- Ensures quantitative assessment of injection success via imaging modalities.
- Standardizes procedure for consistent assay outputs across studies.
Translational & Preclinical Research
- Aligns preclinical retinal detachment models with clinical procedures for translational relevance.
- Enables assessment of therapeutic efficacy and safety in a controlled, reproducible setting.
- Supports risk-adjusted advancement of retinal therapies based on robust in vivo data.
Pipeline & Workflow Integration
This method integrates into the discovery-to-preclinical continuum for retinal disease research, bridging in vitro findings with in vivo validation and supporting lead identification and optimization.
- Discovery Biology: Facilitates hypothesis testing on cell death mechanisms and target engagement in retinal tissue.
- Screening: Delivers reproducible, quantifiable readouts for compound evaluation in a disease-relevant model.
- Analytics: Employs fundus photography and optical coherence tomography for objective measurement of injection and detachment outcomes.
- Translational Research: Provides continuity between rodent models and human surgical procedures for subretinal delivery.
- Enterprise Reuse: Establishes a standardized protocol adaptable across retinal research programs and therapeutic modalities.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in retinal target validation.
- Operational Value: Enhances reproducibility, safety, and standardization of in vivo retinal procedures.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision-making and capital efficiency in ophthalmic R&D portfolios.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization and advancement of retinal therapeutic candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in ophthalmic microsurgery and rodent anesthesia.
- Demands access to ophthalmic microscopes, microinjectors, and imaging platforms.
- Necessitates cross-team standardization for reproducibility and data comparability.
- Adaptable to various retinal detachment durations and solution viscosities as needed for specific research aims.
- Potential limitations include risk of lens damage, hemorrhage, or detachment failure, requiring careful procedural adherence.
