Name: Wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-03-14T14:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 36 s
Description: Poznaj metodę barwienia atramentem do badania dezynfekcji i chropowatości powierzchni implantów in vitro. To podejście wspiera podejmowanie decyzji klinicznych w leczeniu peri-implantitis.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Implanty użyte w badaniu były wspierane przez Dentsply Sirona.

Protokół badania został zatwierdzony przez komisję etyczną (TBAEK-363) Uniwersytetu Akdeniz w Antalyi w Turcji. Badanie było wspierane przez Fundusz Badawczy Uniwersytetu Akdeniz (numer projektu: TDH-2024-6676). W badaniu wykorzystano implant stomatologiczny w kształcie śruby (PrimeTaper EV Implant) o wymiarach 4,2 mm x 11 mm, z mikrogwintem o długości 1,7 mm na szyjce. Przygotowanie powierzchni polegało na piaskowaniu i trawieniu rozcieńczonym kwasem fluorowodorowym w celu uzyskania wyraźnie zdefiniowanej powierzchni OsseoSpeed.
1. Przygotowanie eksperymentalnych modeli peri-implantitis
UWAGA: Przeanalizowano trzy metody mechanicznego opracowania w celu dekontaminacji (ścierniwo powietrzne (AA), ultradźwięki z końcówką z polieteroeteroketonu (PEEK) oraz kurety tytanowe; Tabela Materiałów) w dwóch różnych typach ubytków przyimplantowych11 (klasa 1A i klasa 1B). W ten sposób utworzono sześć grup eksperymentalnych (Rycina 1). Wykorzystano łącznie 62 implanty, w tym jeden implant kontrolny dodatni i jeden kontrolny ujemny. Ten projekt badania in vitro, opracowany pierwotnie przez Sharhmanna i wsp.16, był modyfikowany przez różnych badaczy w literaturze12,13,14,15,16,17,18 (Rycina 2). Zakładając 10% różnicy w skuteczności usuwania biofilmu między grupami, wielkość próby określono jako 60 (10 dla każdej grupy) dla sześciu grup za pomocą programu G*power, przy wielkości efektu 0,50, błędzie typu I wynoszącym 5% i mocy 80%.
<img alt="Schemat klasyfikacji defektów implantów stomatologicznych; grupy: ścierniwo powietrzne, ultradźwiękowy PEEK, kureta tytanowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67778/67778fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Schemat blokowy grup eksperymentalnych.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67778/67778fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<ol>
	<li>Usuń pierwszego trzonowca z edukacyjnego modelu fantomu żuchwy. Plastikowe zęby są przymocowane do tego modelu fantomu za pomocą śrub. Odkręć pierwszy trzonowiec i usuń gwint z zębodołu. Wypełnij zębodół, formując miękki materiał silikonowy tak, aby przykrył otwór i utworzył płaski grzbiet zębodołowy. 
	UWAGA: Utworzono symulację implantu umieszczonego w obszarze bezzębnym.</li>
	<li>Zeskanuj przygotowany model w skanerze laboratoryjnym, aby stworzyć projekt cyfrowy.</li>
	<li>Cyfrowo stwórz defekty kostne okołowszczepienne klasy 1A oraz klasy 1B11. Otwórz program Exocad. Wgraj plik zeskanowanego modelu. Następnie kliknij Design i wybierz Expert Mode. Usuń nieregularne obszary za pomocą opcji Edit Mesh. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy i wybierz Save Scan as a File w odpowiednim folderze na komputerze.</li>
	<li>Wybierz opcję Tools &gt; Add/Remove Mesh, następnie Wax Scanning &gt; Upload File i wybierz plik właśnie zapisany w folderze. Po tym kliknij Wizard Mode po prawej stronie.</li>
	<li>W powstałym nowym modelu STL stwórz symulację defektu w zębodole. Aby to zrobić, kliknij Add/Remove po lewej stronie. Wybierz Oval Shape Brush Size. Następnie stwórz defekt na modelu, używając klawisza shift i lewego przycisku myszy jednocześnie. Dostosuj długość defektu do 5 mm, a szerokość do 4,2 mm (odpowiadającą średnicy implantu) na powierzchni policzkowej implantu dla defektów klasy 1A oraz do 5-5-5 mm dla defektów klasy 1B.</li>
	<li>Aby zwęzić szerokość poziomą defektu, wybierz Cusps, klikając w Anatomy po lewej stronie i zwężając szerokość przedsionkową defektu do wewnątrz. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy i zapisz scenę jako plik.</li>
	<li>Aby stworzyć model końcowy, zrestartuj program i ponownie wgraj zapisany folder. Następnie wybierz opcję Wizard Mode oraz Model Alignment po prawej stronie. Wybierz typ modelu as Digital Waxup Model po lewej stronie. Klikaj Next kilka razy, aż dojdziesz do sekcji projektowania modelu po lewej stronie. Wybierz opcję Full Model i kliknij Next dwa razy. Po ukończeniu pliku modelu otwórz go w Eksploratorze; jest on gotowy do wydruku.</li>
	<li>Prześlij pliki STL zaprojektowanego modelu do drukarki 3D. Wydrukuj stworzone modele cyfrowe, używając żywicy modelowej.</li>
	<li>Płucz modele doświadczalne w 96% etanolu przez 5-10 min. Po procesie czyszczenia umieść modele w urządzeniu do utwardzania światłem i naświetlaj przez 5 min przy ustawieniu dawki zgodnie z instrukcjami producenta. 
	UWAGA: Użyj modelu z żywicy o wysokiej wytrzymałości na rozciąganie, zginanie i ściskanie, odpowiedniej do wiercenia w implancie. Oczyść wydrukowany model roztworami na bazie alkoholu zgodnie z instrukcjami producenta i upewnij się, że został on odpowiednio utwardzony światłem.</li>
</ol>
2. Barwienie implantów
<ol>
	<li>Zanurz implanty testowe w lepkim, wodoodpornym czerwonym tuszu. Upewnij się, że wszystkie części powierzchni implantu są całkowicie i jednorodnie pokryte tuszem przez 15 s. Wyjmij implanty ze sterylnego pojemnika za pomocą końcówek wprowadzających lub słupków transferowych, unikając kontaktu dłońmi. 
	UWAGA: To barwienie będzie symulować optycznie widomy substytut biofilmu do analizy fotograficznej.</li>
	<li>Osusz zabarwione implanty za pomocą powietrza z przesyłki stomatologicznej, aby uzyskać równomierne rozprowadzenie tuszu. Pozostaw zabarwione implanty do dalszego wysychania przez 24 h w temperaturze pokojowej. Susz implanty w izolacji wraz z końcówkami, bez kontaktu dłońmi.</li>
</ol>
3. Umieszczenie barwionych implantów
<ol>
	<li>Ustaw parametry dyspensera do fizjoterapii stomatologicznej w następujący sposób: 800 rpm, moment obrotowy 40 N, bez irygacji solą fizjologiczną.</li>
	<li>Przy użyciu chirurgicznych wierteł do implantów przygotuj łożysko implantologiczne w modelach eksperymentalnych, aby umieścić implanty o długości 11 mm i szerokości 4,2 mm. Przygotuj takie samo łożysko w modelach z obydwoma typami defektów (modele defektów klasy 1A i 1B).</li>
	<li>Używaj wierteł do implantów sekwencyjnie, zgodnie z instrukcjami producenta, aby osiągnąć stabilność pierwotną. Usuń pozostałe zanieczyszczenia po wierceniu za pomocą strzykawki powietrzno-wodnej, a następnie umieść implanty. Stabilizuj eksperymentalne modele okołowszczepowego stanu zapalnego (peri-implantitis) na platformie roboczej za pomocą zacisku, aby uniknąć mikroruchów implantów oraz zapobiec powstawaniu mikropęknięć w modelach.</li>
	<li>Wprowadź implanty do łożysk za pomocą kątnicy nośnej. Pozostaw 5 mm odsłoniętego obszaru na powierzchni policzkowej. Upewnij się, że implanty są zanurzone na tym samym poziomie w grzebieni kostnym językowym modelu. Unikaj dotykania zabarwionej powierzchni implantu.</li>
</ol>
4. Dekontaminacja implantów
<ol>
	<li>Rozpocząć dekontaminację implantów w grupach, nie usuwając ich z eksperymentalnych modeli ubytków 1A i 1B.</li>
	<li>System piaskarki pneumatycznej: Ustawić urządzenie na pełną moc z nawadnianiem wodnym i proszkiem erytrytolu o ziarnistości 14 µm. Trzymać końcówkę urządzenia w odległości 2-3 mm od powierzchni implantu i równomiernie aplikować proszek na odsłonięty ubytek okołozasadzeniowy. Ograniczyć czas pracy do 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.</li>
	<li>Ultradźwiękowa końcówka z polieteroeteroketonu (PEEK): Ustawić urządzenie na moc 8 (80%) z maksymalnym nawadnianiem wodnym. Trzymać końcówkę PEEK w sposób odpowiedni dla urządzeń ultradźwiękowych. Przeprowadzić dekontaminację powierzchni implantu, wykonując ruchy liniowe i równoległe. Aplikować końcówkę PEEK między gwinty w zakresie, na jaki pozwala jej konstrukcja. Ograniczyć czas pracy do 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.</li>
	<li>Kurety tytanowe: Stosować kolejne kontakty z stałym naciskiem pod kątem 60°-90° do powierzchni implantu, przy zastosowaniu siły ok. 0,75 N na 5 mm odsłoniętej powierzchni implantu, przez 2 min dla ubytków 1A i 3 min dla ubytków 1B.</li>
	<li>Po dekontaminacji usunąć implant za pomocą wkrętaka, unikając kontaktu dłonią. Jeśli modele uległy deformacji po dekontaminacji, przejść do modeli zapasowych. Stabilnie zamocować eksperymentalne modele zapalenia tkanek okołowszczepowych na platformie roboczej za pomocą zacisku. 
	UWAGA: Wszystkie metody powinny zostać skalibrowane i zastosowane przez jednego badacza.</li>
</ol>
5. Obrazowanie fotograficzne
<ol>
	<li>Wyjąć implanty z modelu za pomocą kompatybilnego klucza do implantów. Osuszyć implanty strumieniem powietrza przez 20 s, aby usunąć wszelkie poluzowane cząsteczki/pozostałości z powierzchni.</li>
	<li>Umieścić implanty na specjalnie zaprojektowanych akrylowych modelach fotograficznych w celu wykonania zdjęć w rzucie płaskim, pod kątem 30° w stronę wierzchołka oraz pod kątem 30° w stronę korony, aby ocenić części wierzchołkowe i koronowe gwintów na powierzchni implantu.</li>
	<li>Umieścić aparat na statywie i ustandaryzować ustawienia aparatu (odległość 15 cm, ISO 160, przysłona f/16, czas ekspozycji 1/250 s). Upewnić się, że pomieszczenie jest odpowiednio oświetlone. Niezbędne jest ustabilizowanie aparatu za pomocą statywu.</li>
	<li>Wykonać cyfrowe zdjęcia w formacie RAW z użyciem lampy błyskowej. Pozyskać łącznie 90 zdjęć od strony policzkowej (jedno płaskie, jedno pod kątem 30° w stronę wierzchołka i jedno pod kątem 30° w stronę korony dla każdej powierzchni implantu) dla defektów klasy 1A oraz 270 zdjęć (płaskie, 30° w stronę wierzchołka i 30° w stronę korony z każdej powierzchni policzkowej, mezjalnej i dystalnej dla każdego implantu) dla defektów klasy 1B. Zapisać wszystkie pliki zdjęć cyfrowych na dysku twardym w celu dalszej analizy obrazu.</li>
</ol>
6. Analiza obrazu
<ol>
	<li>Wszystkie analizy należy przeprowadzić w oprogramowaniu do analizy obrazów cyfrowych (ImageJ). Przed analizą należy ustawić tło fotografii na czarne, korzystając z programu do obróbki zdjęć (Photoroom), aby upewnić się, że na obrazie widoczny jest tylko implant. Otwórz aplikację, a następnie dodaj każde zdjęcie z galerii. Usuń tło z obrazu i wybierz opcję Black Background (czarne tło).</li>
	<li>Przeciągnij i upuść obraz do programu ImageJ. Narysuj na obrazie kwadrat obejmujący 5 mm w części koronowej implantu. Następnie kliknij Image &gt; Crop (Obraz &gt; Przytnij) w celu standaryzacji. Powtórz tę procedurę dla każdego obrazu.</li>
	<li>Konwertuj obrazy do formatu 8-bitowego, klikając Image ˃ Type ˃ 8-bit, a następnie dostosuj progi, klikając Image ˃ Adjust ˃ Threshold, aby umożliwić obliczenie powierzchni.</li>
	<li>Oblicz całkowitą powierzchnię implantu oraz powierzchnię pozostałości koloru czerwonego, klikając Analyze ˃ Measure ˃ Area (Analiza ˃ Pomiar ˃ Powierzchnia).</li>
	<li>Zapisz otrzymaną powierzchnię w pikselach w arkuszu kalkulacyjnym. Utwórz osobny arkusz kalkulacyjny do zapisu surowych danych obrazowych.</li>
	<li>Aby uzyskać procent pozostałości koloru czerwonego, pomnóż powierzchnię obszaru czerwonego przez 100 i podziel przez całkowitą powierzchnię implantu.</li>
</ol>
7. Analiza SEM
<ol>
	<li>Przechowywać wszystkie implanty w sterylnych pudełkach do dnia analizy.</li>
	<li>Przed analizą SEM losowo wybrać jedną reprezentatywną próbkę z każdej grupy badawczej. Do próbek wybranych z każdej grupy dodać jeden sterylny implant oraz jeden implant całkowicie pokryty tuszem. W ten sposób przygotować łącznie osiem próbek implantów do analizy SEM.</li>
	<li>Przez 20 s opryskać próbki gazem azotowym za pomocą pistoletu gazowego, aby usunąć mikroproszek z powierzchni implantów przed analizą SEM. 
	UWAGA: Ze względu na zaawansowaną technologię urządzenia nie stosowano dodatkowego napylania złotem.</li>
	<li>Zamocować każdy implant na podstawkach SEM za pomocą przewodzących dysków z klejem węglowym w sposób umożliwiający analizę płaskiej powierzchni policzkowej bez konieczności dekontaminacji manualnej. Ułożyć je kolejno według numerów, aby uniknąć pomylenia grup.</li>
	<li>Wybrać obszar z implantów umieszczonych w urządzeniu i wykonać zdjęcia przy różnych powiększeniach. Powtórzyć tę samą procedurę dla różnych obszarów powierzchni implantów (przybliżonych lub oddalonych). Do wykonania zdjęć za pomocą urządzenia SEM pracującego przy napięciu 10-30 kV i średniej odległości roboczej 12 mm zastosować powiększenia 100x, 1000x i 5000x. 
	​UWAGA: Dla każdego implantu wybrano drugą mikrowąs z obszaru szyjki oraz drugą makrowąs z ciała implantu, aby zapewnić standaryzację podczas analizy SEM. W przypadku niektórych zdjęć zaleca się przeprowadzenie analizy pierwiastkowej (EDS) podczas obrazowania w celu porównania.</li>
</ol>
<img alt="Schemat procesu dekontaminacji implantu; barwienie tuszem; analiza SEM; analiza fotograficzna." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/67778/67778fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Schemat badania. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/67778/67778fig02large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
8. Analiza statystyczna
<ol>
	<li>Zmienne kategoryczne przedstawiono jako liczby i procenty, a zmienne ciągłe jako średnią i odchylenie standardowe. Normalność rozkładu zmiennych ciągłych potwierdzono testem Shapiro-Wilka.</li>
	<li>Do porównania zmiennych ciągłych między grupami z wadami zastosowano test t Studenta. W przypadku porównania więcej niż dwóch grup wykorzystano jednoczynnikową analizę wariancji (ANOVA) lub test Kruskala-Wallisa, w zależności od tego, czy spełnione zostały założenia statystyczne.</li>
	<li>W przypadku danych o rozkładzie normalnym, przy zachowaniu jednorodności wariancji, do wielokrotnych porównań grup zastosowano testy Tukeya. Dla danych o rozkładzie nienormalnym do wielokrotnych porównań grup wykorzystano test U Manna-Whitneya z korektą Bonferroniego. Wszystkie analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu oprogramowania IBM SPSS 20. Poziom istotności statystycznej dla wszystkich testów przyjęto jako 0,05.</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Metodologia analizy powierzchni in vitro implantów dentystycznych dotkniętych chorobą okołoimplantacyjną zawsze stanowiła wyzwanie ze względu na zapalny i bakteryjny charakter mechanizmów patogennych występujących na szorstkich powierzchniach implantu. Kilka obaw obejmuje wybór materiału próbki, naśladowanie biofilmu na powierzchni, wybór typu defektu peri-implantitis, przedstawienie warunków klinicznych podczas procedur in vitro, różnice w procedurach dekontaminacji oraz metody określania stopnia dekontaminacji...

Leczenie implantologiczne jest najczęstszym i najbardziej preferowanym protokołem uzupełniania braków zębowych na całym świecie. Długoterminowe badania kontrolne wykazały, że stosowanie uzupełnień opartych na implantach w leczeniu całkowitego lub częściowego bezzębia zapewnia przewidywalne wyniki i wysokie wskaźniki sukcesu pod względem przeżycia. Jednak po chirurgicznym wszczepieniu i odbudowie implantów mogą wystąpić różne powikłania dotyczące tkanek twardych i miękkich1. W 2017 roku Światowe Warsztaty Klasyfikacji Chorób i Chorób i Chorób Okołoimplantacyjnych wprowadziły definicje i diagnostykę różnicową chorób wpływających na tkanki okołoimplantacyjne2. Zgodnie z tą definicją, peri-implantitis jest nieodwracalnym stanem patologicznym charakteryzującym się klinicznymi objawami zapalenia, w tym krwawieniem podczas sondowania i/lub ropieniem, zwiększoną głębokością sondowania i/lub recesją brzegu błony śluzowej w błonie śluzowej wokół implantu oraz radiologiczną utratą kości podporowej2. Etiologia chorób okołoimplantacyjnych jest wieloczynnikowa, a niektóre osoby są bardziej podatne na ten stan niż inne. Specyficzne predyspozycje poszczególnych osób mogą zwiększać ryzyko rozwoju choroby okołoimplantowej, co może prowadzić do utraty implantu. Inne czynniki, które odgrywają rolę w etiologii chorób okołoimplantologicznych to czynniki związane z pacjentem (palenie tytoniu, choroby ogólnoustrojowe, historia chorób przyzębia, higiena jamy ustnej); stan zrogowaciałej błony śluzowej, ilość i jakość kości oraz tkanek miękkich w miejscu implantacji; siły działające na implant i otaczające tkanki; powikłania napotkane podczas wszczepiania implantu; oraz doświadczenie i umiejętności lekarza wykonującego zabiegi chirurgiczne i protetyczne2. Ponadto niedawno wprowadzono nową koncepcję oceny ryzyka i leczenia – narzędzie do oceny ryzyka choroby implantów (Implant Disease Risk Tool – IDRA)3. Narzędzie to zostało opracowane jako diagram funkcjonalny składający się z ośmiu parametrów, z których każdy ma udokumentowany związek z peri-implantitis. Wektorami ośmiokąta są: historia zapalenia przyzębia, odsetek miejsc na implantach i zębach z krwawieniem po sondowaniu (BoP), liczba zębów/implantów z głębokością kieszonek sondujących ≥ 5 mm, tempo zaniku kości przyzębia (zdjęcia rentgenowskie w stosunku do wieku pacjenta), podatność na paradontozę, częstość wspomagającej terapii periodontologicznej (SPT) oraz konstrukcja protezy.
Ostatnie przeglądy systematyczne wykazały, że częstość występowania peri-implantitis wynosi 19,53% na poziomie pacjenta i 12,53% na poziomie implantu3. Biorąc pod uwagę około 5 milionów implantów umieszczanych każdego roku na całym świecie, przy wielkości rynku przekraczającej 4 miliardy USD, peri-implantitis stanowi poważny problem zdrowotny dla populacji. Nieleczone peri-implantitis powoduje utratę uszkodzonego implantu i protezy opartej na implantach, powodując duży stres zarówno dla dentysty, jak i pacjenta.
Leczenie chorób okołoimplantologicznych można podzielić na niechirurgiczne i chirurgiczne. Chociaż istnieją uzasadnione oczekiwania co do powodzenia punktów końcowych w leczeniu zapalenia przyzębiatypu 4, porównywalne dowody dotyczące leczenia peri-implantitis są nadal nieliczne. Dlatego uzasadnieniem dla podejścia etapowego i niechirurgicznej terapii peri-implantitis jest próba kontroli biofilmu i stanu zapalnego za pomocą stosunkowo prostych metod przed zwiększeniem inwazyjności leczenia i wykonanie kroku chirurgicznego, gdy osiągnięta zostanie lepsza kontrola biofilmu i czynników ryzyka. Obejmuje to instrukcje i motywację OH, kontrolę czynników ryzyka, kontrolę czynników zatrzymujących biofilm oraz czyszczenie/zdejmowanie/modyfikację protezy, w tym ocenę elementów protezy, oprzyrządowanie nadbrzeżne i submarginalne oraz jednoczesne leczenie periodontologiczne w razie potrzeby. Dlatego terapia niechirurgiczna powinna być zawsze pierwszym krokiem5. W przypadku wczesnego zapalenia okołoimplantologicznego może wystarczyć zmniejszenie czynników ryzyka i leczenie niechirurgiczne, ale całkowite usunięcie biofilmu w głębokich kieszeniach po utracie kości jest często trudne. W fazie ponownej oceny po leczeniu niechirurgicznym utrzymująca się głębokość kieszonek (≥ 6 mm) i krwawienie podczas sondowania (BoP) wskazują na potencjalną progresję zapalenia okołoimplantowego. Jeśli te objawy są obecne, zaleca się interwencje chirurgiczne6. Leczenie chirurgiczne peri-implantitis obejmuje (i) oczyszczenie płata otwartego, (ii) chirurgię płata resekcyjnego, (iii) leczenie ubytków kostnych wokół implantu przy użyciu metod rekonstrukcyjnych, (iv) dodatkowe metody dekontaminacji powierzchni implantu oraz (v) wspomagające stosowanie antybiotyków miejscowych/ogólnoustrojowych7.
Głównym czynnikiem etiologicznym peri-implantitis jest patogenny biofilm skolonizowany na powierzchni implantu6. Usunięcie tego biofilmu jest główną zasadą i celem wszystkich protokołów leczenia, które obejmują metody odkażania mechanicznego, chemicznego i laserowego7.
Oczyszczanie mechaniczne wykorzystuje kirety plastikowe, węglowe i tytanowe, urządzenia ultradźwiękowe z plastikowymi i metalowymi końcówkami, szczotki tytanowe oraz systemy ścierne powietrzem (AA) z różnymi proszkami. Chociaż całkowita eliminacja biofilmu jest trudna do osiągnięcia, terapie te zapewniają korzyści kliniczne. Różne interwencje kliniczne, w tym protokoły mechanicznego oczyszczania z lub bez środków antyseptycznych8, antybiotyków9, a także chirurgii resekcyjnej i regeneracyjnej10, były stosowane z różnym stopniem sukcesu klinicznego. Wywołują one jednak również zmiany we właściwościach chemicznych i fizycznych powierzchni implantu, co może komplikować tworzenie nowej kości i ponowną osteointegrację.
Spośród metod mechanicznych najlepszą skuteczność czyszczenia wykazały zabiegi AA wykorzystujące różne kompozycje proszkowe 11,12,13. Jednak obecność szczątkowych cząstek może zmienić topografię powierzchni i zmniejszyć biokompatybilność14. Glicyna, a następnie wodorowęglan sodu, jest najczęściej używanym proszkiem w systemach AA8. Ostatnio mniejsze cząstki ścierne powietrzem, takie jak erytrytol (14 μm), zyskały zainteresowanie w celu skutecznego odkażania przy zmniejszonych uszkodzeniach powierzchni9. Kirety tytanowe i plastikowe, które powodują mniejsze uszkodzenia powierzchni niż końcówki stalowe, są skuteczne w odkażaniu biofilmu15. Końcówki skalera ultradźwiękowego wykonane z polieteroeteroketonu (PEEK) również zmniejszają obciążenie bakteryjne przy minimalnym uszkodzeniu powierzchni10. Metody dekontaminacji muszą uwzględniać wysoką chropowatość powierzchni implantów i mieć na celu usunięcie biofilmu bakteryjnego bez powodowania znacznych uszkodzeń powierzchni. Chociaż przeprowadzono szeroko zakrojone badania in vitro, in vivo i kliniczne, do tej pory nadal nie ma konsensusu i złotego standardu w leczeniu peri-implantitis. Rosnące rozpowszechnienie chorób okołoimplantologicznych spowodowanych licznymi implantami dentystycznymi wymaga opartego na dowodach, przewidywalnego podejścia do leczenia zanieczyszczonych powierzchni. Badanie to ma na celu ocenę skuteczności różnych metod dekontaminacji - systemów ścierniwa powietrznego (AA), końcówek ultradźwiękowych PEEK i kiret tytanowych - na powierzchni implantu oraz ocenę ich wpływu na chropowatość powierzchni implantu za pomocą analizy SEM.

<table><tbody><tr><td>Drukarka 3D</td><td>DentaFab, Stambuł, Turcja</td><td></td><td>Wytwarzanie eksperymentalnych defektów periimplantitis</td></tr><tr><td>Żywica do druku 3D&nbsp;</td><td>Alias, Stambuł, Turcja</td><td></td><td>Produkcja eksperymentalnych modeli periimplantitis</td></tr><tr><td>Skaner 3D</td><td>DOF Inc. EDGE, Seul, Korea Południowa</td><td></td><td>Służy do skanowania modelu fantomowego zęba</td></tr><tr><td>System ścierniwa powietrznego</td><td>AIRFLOW Plus PowderE.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, Szwajcaria</td><td></td><td>Służy do odkażania powierzchni implantu</td></tr><tr><td>Oprogramowanie CAD/CAM</td><td>Exocad 3.2 Elefsina</td><td></td><td>Wytwarzanie eksperymentalnych defektów periimplantitis</td></tr><tr><td>Kamera</td><td>Canon EOS 70D, Japonia</td><td></td><td>W celu uzyskania dokumentacji fotograficznej implantów</td></tr><tr><td>Implant zębowy</td><td>DS PrimeTaper, Dentsply Sirona, Hanau, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jednostka utwardzania światłem</td><td>Solidilite V, Japonia</td><td></td><td>Służy do utwardzania modeli eksperymentalnych w laboratorium</td></tr><tr><td>Tusz permanentny</td><td>Edding, Niemcy&nbsp;</td><td></td><td>Służy do barwienia powierzchni implantu w celu naśladowania biofilmu</td></tr><tr><td>Fizjodozownik</td><td>Dentsply Sirona, Hanau, Niemcy</td><td></td><td>Umieszczanie implantów w modelach eksperymentalnych</td></tr><tr><td>Urządzenie SEM</td><td>FEI QUANTA FEG 250 FEI Technologies Inc. (Oregon, Stany Zjednoczone</td><td></td><td>Służy do analizy zmian topobralicznych na powierzchni implantu</td></tr><tr><td>Zestaw implantów chirurgicznych</td><td>Dentsply Sirona, Hanau, Niemcy</td><td></td><td>Umieszczanie implantów w modelach eksperymentalnych</td></tr><tr><td>Tytanowa currette</td><td>Langer &frac12; Titanium Currette, Hu-Friedy, Chicago, IL, USA</td><td></td><td>Służy do odkażania powierzchni implantu</td></tr><tr><td>Ultradźwiękowa końcówka PEEK</td><td>PI-MAX Implant Scaler, E.M.S., Electro Medical Systems S.A., Nyon, Szwajcaria</td><td></td><td>Służy do odkażania powierzchni implantu</td></tr></tbody></table>

wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów

Effects of Mechanical Methods Used in Peri-implantitis Treatment on Implant Surface Decontamination and Roughness

Zaproponowano różne metody mechaniczne odkażania powierzchni implantów dentystycznych z różnym powodzeniem. W tym badaniu in vitro oceniono skuteczność odkażania systemu abrazji powietrznej (AA) z proszkiem erytrytolu, końcówką ultradźwiękową z polieteroeteroketonu (PEEK) i łyżeczkami tytanowymi (TIT) oraz ich wpływ na topografię powierzchni implantu za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM). W sumie 60 implantów zostało wybarwionych trwałym czerwonym tuszem i umieszczonych w wydrukowanych w 3D wadach okołoimplantologicznych klasy 1A i klasy 1B, tworząc sześć grup (n = 10 na grupę) w oparciu o rodzaj wady i protokół leczenia. Dodatkowo zastosowano jeden implant kontroli dodatniej i jeden ujemny. Erytrytol w proszku, końcówki ultradźwiękowe PEEK i kirety tytanowe stosowano przez 2 minuty w przypadku wad klasy 1A i 3 minuty w przypadku wad klasy 1B. Pozostałe obszary czerwonego tuszu określono ilościowo za pomocą oprogramowania cyfrowego, a zmiany powierzchni implantu przeanalizowano za pomocą SEM i EDS. Żadna z metod nie doprowadziła do całkowitej dekontaminacji. Jednak erytrytol w proszku był znacznie najskuteczniejszy, pozostawiając resztkowy wskaźnik atramentu 24% ± 6% (p < 0,001). Końcówki ultradźwiękowe PEEK pozostawiły 41% ± 4% resztkowego tuszu, podczas gdy łyżeczki tytanowe pozostawiły 55% ± 3%. Zaobserwowano istotne różnice pomiędzy wszystkimi metodami. Nie stwierdzono istotnej różnicy w skuteczności dekontaminacji między wadami klasy 1A i klasy 1B. Analiza SEM wykazała minimalne uszkodzenia powierzchni przy użyciu proszku erytrytolu i końcówek PEEK, podczas gdy kirety tytanowe spowodowały umiarkowane lub poważne uszkodzenia. Biorąc pod uwagę zarówno skuteczność odkażania, jak i ochronę powierzchni, erytrytol w proszku i końcówki PEEK są bezpiecznymi i skutecznymi opcjami leczenia peri-implantitis, podczas gdy kirety tytanowe są mniej skuteczne i powodują znaczne uszkodzenia powierzchni. Wyniki te mogą pomóc klinicystom w planowaniu leczenia peri-implantitis.

Opisany tutaj protokół eksperymentalny służący do analizy dekontaminacji powierzchni implantów wykazał znaczące różnice między poszczególnymi procedurami zabiegowymi. Ponadto protokół SEM po zabiegu wykazał również istotne zmiany na powierzchniach implantów o różnym stopniu nasilenia w grupach badawczych.
Porównania na poziomie implantu (całkowite średnie dla implantów) po dekontaminacji 
Porównania na poziomie implantu przeprowadzono poprzez zestawienie średnich ogólnych d...

Niniejszy protokół opisuje model eksperymentalny oparty na barwieniu tuszem, który może być wykorzystany do dekontaminacji powierzchni implantów in vitro i badań chropowatości, aby przyczynić się do podejmowania decyzji klinicznych.

Wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów

Various mechanical methods have been proposed for decontaminating dental implant surfaces with varying success. This in vitro study evaluated the ...

Niniejsze badanie ocenia skuteczność systemów abrazji powietrznej, końcówek ultradźwiękowych PEEK i kiret tytanowych do dekontaminacji powierzchni implantów oraz ich wpływ na chropowatość powierzchni za pomocą analizy za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego. Częstość występowania peri-implantitis rośnie na całym świecie i nie ma ostatecznego protokołu skutecznego leczenia tej choroby.Wyniki pokazują, że abrazja powietrzna może być bezpiecznie i skutecznie stosowana do odkażania powierzchni implantów w celach regeneracyjnych. Chociaż SEM może dostarczyć szczegółowych informacji na temat powierzchni implantu, istnieje potrzeba indeksu obiektu w celu rozróżnienia zmian po obróbce powierzchni.[Narrator] Aby rozpocząć, usuń pierwszy ząb trzonowy z edukacyjnego modelu fantomowego żuchwy. Za pomocą śrubokręta poluzuj i wykręć mocującą pierwszy ząb trzonowy. Wyjmij gwint z gniazda. Uformuj miękki materiał silikonowy w gnieździe, aby utworzyć płaski grzbiet pęcherzyka płucnego. Wydrukuj modele cyfrowe za pomocą żywicy modelowej. Teraz opłucz wydrukowane modele eksperymentalne w 96% etanolu przez pięć do 10 minut. Po oczyszczeniu umieść modele w emitującym światło urządzeniu do utwardzania. Utwardzaj modele światłem przez pięć minut. Aby zabarwić implanty, zanurz je całkowicie w lepkim, odpornym na wodę czerwonym tuszu na 15 sekund. Wysuszyć poplamione implanty na powietrzu za pomocą strzykawki powietrznej do unitu dentystycznego, aby uzyskać równomierne rozproszenie tuszu. Następnie dostosuj ustawienia fizjodyspensera dentystycznego do 800 obrotów na minutę, momentu obrotowego 40 Newtonów, bez nawadniania solą fizjologiczną. Za pomocą wierteł do implantów chirurgicznych stwórz gniazda implantów w modelach eksperymentalnych dla implantów o długości 11 milimetrów i szerokości 4,2 milimetra. Teraz włóż implanty do gniazd za pomocą rękojeści nośnej. Upewnij się, że pięć milimetrów implantu pozostaje odsłoniętych na powierzchni policzka. Ustaw implant tak, aby był zanurzony na tym samym poziomie, co językowy grzebień kostny modelu. W przypadku systemu ściernego powietrzem ustaw urządzenie na pełną moc z nawadnianiem wodnym i zastosuj proszek erytrytolu o grubości 14 mikrometrów. Przytrzymaj końcówkę urządzenia w odległości od dwóch do trzech milimetrów od powierzchni implantu i równomiernie nałóż proszek. W przypadku końcówki ultradźwiękowej z polieteroetero-ketonu lub PEEK należy ustawić urządzenie na ósmy poziom mocy z maksymalnym nawadnianiem wodą. Odkażanie należy przeprowadzać ruchami liniowymi i równoległymi, zapewniając aplikację między gwintami implantu, jeśli to możliwe. W przypadku kiret tytanowych należy przyłożyć kolejne kontakty ze stałym naciskiem pod kątem od 60 do 90 stopni do powierzchni implantu. Usuń implanty z modelu za pomocą kompatybilnego sterownika implantu. Suszyć implanty na powietrzu przez 20 sekund, aby wyeliminować wszelkie poluzowane cząstki lub resztki na powierzchni. Umieść implanty na specjalnie zaprojektowanych akrylowych modelach fotograficznych, aby ocenić obszary wierzchołkowe i czołowe nici implantu. Następnie zamontuj aparat na statywie i ustandaryzuj ustawienia aparatu. Upewnij się, że pomieszczenie jest odpowiednio oświetlone. Rób zdjęcia cyfrowe w formacie RAW z lampą błyskową. Aby przeanalizować obraz, kliknij obraz, a następnie typ i naciśnij ośmiobitowy, aby przekonwertować obrazy na format ośmiobitowy. Dostosuj progi, klikając kolejno obraz, dostosuj i próg do obliczeń powierzchni. Następnie naciśnij przycisk analizuj, a następnie zmierz. Następnie kliknij na obszar, aby obliczyć całkowitą powierzchnię implantu i czerwoną powierzchnię pozostałości. W celu analizy SEM należy najpierw spryskać implant azotem za pomocą pistoletu gazowego przez 20 sekund, aby usunąć mikroproszek z powierzchni implantu. Zamontuj każdy implant na klockach SEM za pomocą przewodzących krążków z kleju węglowego. Ułóż implanty w kolejności według numeru, aby zapobiec błędnej identyfikacji przed obrazowaniem SEM. Najskuteczniejszą dekontaminację zaobserwowano w grupie AA-1A. Najmniejszą dekontaminację wykryto w grupach TIT-1A i TIT-1B. W obszarach mezjalnych i dystalnych w grupie z wadą 1B stwierdzono więcej pozostałości tuszu pod nitkami w porównaniu z obszarem policzkowym w grupie leczonej AA. Dodatkowo zaobserwowano cząsteczkę proszku w miejscu mikronici policzkowej grupy defektów 1B. Niewyraźny i perforowany wygląd zaobserwowano w grupie PEEK. Jednak leczenie PEEK przyniosło podobne wyniki do AA w obszarach mezjalnych i dystalnych grupy defektów 1B przy powiększeniach 1000x i 5000x. Łyżeczki tytanowe powodowały rozległe zmiany powierzchniowe, przy czym szorstka struktura w mikrogwintowanym obszarze policzkowym grupy defektów 1A stawała się nie do odróżnienia. W innych miejscach widoczne były spłaszczenia oraz podłużne i poziome rysy. W miejscach mezjalnych i dystalnych grupy defektów 1B szorstka struktura zniknęła, a liczba rys wzrosła. Analiza pierwiastkowa sterylnego implantu referencyjnego wykazała 99,2% zawartość tytanu. Analiza struktur przypominających czarne w innych grupach oraz całkowicie pokrytej tuszem powierzchni implantu wykazała skład z dominacją węgla.

effects-mechanical-methods-used-peri-implantitis-treatment-on-implant

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przedstawiono ulepszoną metodę mechanicznego testowania zakotwiczenia kości na powierzchniach potencjalnych implantów. Metoda ta pozwala na wyrównanie siły rozrywającej dokładnie prostopadle lub równolegle do płaszczyzny powierzchni implantu i zapewnia dokładny sposób kierowania sił zakłócających na dokładny obszar wokół implantu.

Ulepszona metoda badań mechanicznych do oceny zakotwiczenia implantu kostnego

Ten artykuł opisuje dwa protokoły: 1) wspomagającą terapię laserem diodowym w leczeniu zapalenia przyzębia i 2) probiotyczną terapię Lactobacillus w leczeniu choroby okołoimplantowej, z naciskiem na tryb użycia lasera (wewnętrzna lub zewnętrzna kieszeń), schemat aplikacji lasera (pojedyncze lub wielokrotne sesje) oraz protokół probiotyczny do profesjonalnego i domowego podawania.

Wspomagająca laseroterapia diodowa i probiotyczna terapia Lactobacillus w leczeniu paradontozy i chorób okołoimplantologicznych

Ta metodologia pozwala na nałożenie aparatu dentystycznego na dowolną próbkę pod dowolnym kątem z ustandaryzowaną siłą i stabilnością. Podejście to może być szeroko stosowane w naukach o zdrowiu w celu standaryzacji wpływu sprzętu dentystycznego z elementami trzymającymi w ręku, takimi jak mikrosilniki, turbiny i skalery ultradźwiękowe, na różnych powierzchniach.

Wpływ chropowatości piezoelektrycznego skalera dentystycznego na dwa różne płynne kompozytowe materiały wypełniające

Ten artykuł przedstawia protokół do oceny wpływu różnych metod produkcji (polimeryzowane termicznie PMMA, CAD-CAM frezowane PMMA i żywica drukowana w 3D) i technik polerowania (papiery ścierne z węglika krzemu o ziarnistości 600, 800 i 1000) na chropowatość powierzchni (Ra) materiałów bazowych z żywicy używanych do kompletnych protez.

Wpływ technik wytwarzania i procedur polerowania na chropowatość powierzchni żywic bazowych protez zębowych

W tym badaniu lasery Er,Cr:YSGG i diodowe zostały zastosowane oddzielnie na płaską powierzchnię łącznie 96 specjalnie zaprojektowanych cylindrów tytanowych. Termoparę umieszczono na drugiej powierzchni i zmierzono temperaturę. Chropowatość powierzchni analizowana za pomocą profilometru, SEM i AFM.

In vitro Ocena wpływu laserów Er,Cr:YSGG i diodowych stosowanych na cylindrze tytanowym

Niniejszy protokół opisuje model mysi wykorzystujący podskórną implantację grzbietową do badania zakażeń związanych z implantami, umożliwiając kompleksowe badanie mechanizmów patofizjologicznych i wspierając rozwój kryteriów diagnostycznych z ukierunkowanymi strategiami terapeutycznymi.

Zwierzęcy model zakażeń związanych z implantami u myszy

Niniejsze pilotażowe badanie in vitro miało na celu ocenę skuteczności czyszczenia trzech różnych narzędzi dekontaminacyjnych oraz możliwych zmian powierzchni po zabiegu, przy użyciu permanentnego czerwonego tuszu do naśladowania obecności biofilmu doustnego.

Pilotażowe badanie in vitro mające na celu ocenę zdolności czyszczenia oraz wpływu różnych metod dekontaminacji na powierzchnie implantów

Obrazowanie bioluminescencyjne jest dobrze znanym narzędziem do lokalizacji guzów i przerzutów, ale kwantyfikacja tych obrazów często wymaga skomplikowanych obliczeń i specjalnych instrumentów. Opisujemy łatwą w użyciu metodę luminoscore, opartą na precyzyjnych warunkach akwizycji, niewymagającą obliczeń i umożliwiającą monitorowanie obciążenia guzem i odpowiedzi na leczenie w modelach mysich.

Metoda kwantyfikacji guza oparta na bioluminescencji do monitorowania progresji guza i efektów leczenia w modelach chłoniaka myszy

Ten protokół opisuje, jak mierzyć przepuszczalność jelit Caenorhabditis elegans. Metoda ta jest pomocna w podstawowych badaniach biologicznych nad zdrowiem jelit związanych z interakcją między bakteriami jelitowymi a ich gospodarzem oraz w badaniach przesiewowych w celu identyfikacji czynników probiotycznych i chemicznych w leczeniu zespołu nieszczelnego jelita i chorób zapalnych jelit.

Pomiar wpływu bakterii i substancji chemicznych na przepuszczalność jelit Caenorhabditis elegans

Protokół opisuje nowatorski model infekcji implantu kręgosłupa in vivo, gdzie implant z drutu k-wire ze stali nierdzewnej jest infekowany bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus Xen36. Obciążenie bakteryjne jest monitorowane podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i potwierdzane liczbą jednostek tworzących kolonie po eutanazji.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Poznaj metodę barwienia atramentem do badania dezynfekcji i chropowatości powierzchni implantów in vitro. To podejście wspiera podejmowanie decyzji klinicznych w leczeniu peri-implantitis.

Wpływ metod mechanicznych stosowanych w leczeniu peri-implantitis na dekontaminację i chropowatość powierzchni implantów

Przeglądaj więcej filmów