Name: Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-05-23T13:40:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Poznaj metodę wielokanałowego rejestrowania neuronalnego z synchronizacją EKG w szczurach. Ta technika umożliwia badanie interakcji między aktywnością rdzenia kręgowego a funkcją serca w kontekście akupunktury.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (No.82330127, No.82105029), National Key R&D Program of China (No.2022YFC3500702), oraz Fundusze Badań Podstawowych dla Centralnych Instytutów Badawczych Opieki Społecznej (No. ZZ-2023008) oraz Projekt Wojewódzkiego Wydziału Edukacji (nr 2019JM-027).

Protokół eksperymentu na zwierzętach ściśle przestrzegał wymagań krajowego standardu "Wytyczne dotyczące etycznego przeglądu dobrostanu zwierząt laboratoryjnych" (GB/T 35892-2018) i został zatwierdzony przez Komitet Etyki instytucji. W badaniu wykorzystano samce szczurów Sprague-Dawley (SD) klasy SPF, w wieku 6-8 tygodni i ważące około 220 g. Podczas wszystkich eksperymentów noszono fartuchy laboratoryjne, rękawiczki i maski. Szczegółowe informacje na temat odczynników i używanego sprzętu są wymienione w Tabeli materiałów. W punkcie końcowym eksperymentu szczury zostały poddane eutanazji poprzez perfuzję serca w głębokim znieczuleniu, a następnie zwichnięcie szyjki macicy.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Podłącz obwód respiratora do rurki dotchawiczej w kształcie litery Y, zapewniając bezpieczne i hermetyczne połączenie.</li>
	<li>Sprawdź prawidłową wentylację, potwierdzając stabilny przepływ powietrza, odpowiednią objętość oddechową i ustawienia częstości oddechów na wyświetlaczu respiratora.</li>
	<li>Upewnij się, że w rurze nie ma kondensatu lub zanieczyszczeń w postaci cząstek stałych, dokonując wizualnego oględzin wszystkich segmentów przy jasnym oświetleniu.</li>
	<li>Jednocześnie przesyłaj wzmocnione sygnały EKG zarówno do wejścia elektrokardiografu, jak i do analogowego portu wejściowego systemu rejestracji układu mikroelektrod za pomocą trójdrożnego złącza BNC.</li>
	<li>Przekieruj wzmocnione sygnały przez trójdrożny rozdzielacz BNC, aby jednocześnie połączyć wejście analogowe elektrokardiografu i analogowy port wejściowy systemu nagrywania z matrycą mikroelektrod</li>.
	<li>Ustal wyzwalacze synchronizacji, podłączając wyjście TTL elektrokardiografu do wejścia cyfrowego systemu zapisu z matrycą mikroelektrod. Za pomocą interfejsu BNC-to-Dupont zainicjuj jednoczesną akwizycję w obu systemach, weryfikując wyrównanie czasowe.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Znieczulenie
	<ol>
		<li>Wywołać znieczulenie 3-5% izofluranem przez inhalację, a następnie podać znieczulonemu szczurowi dootrzewnowe wstrzyknięcie pentobarbitalu sodu (50 mg / kg). Podawać izofluran do znieczulenia wziewnego przed umieszczeniem elektrod, utrzymując stężenie ~1,2%. Postępuj dopiero po stwierdzeniu braku reakcji na bodźce bólowe (poprzez uszczypnięcie palca) i odpowiedniej głębokości znieczulenia.</li>
		<li>Usuń sierść z przedniej części szyi i tylnego grzbietu szczurów. Użyj sterylnych obłożeń, aby odizolować pole operacyjne.</li>
		<li>Ułóż szczura w pozycji leżącej na kocu rozgrzewającym i nałóż maść na oczy szczura, aby zapobiec wysuszeniu. Utrzymuj temperaturę ciała na poziomie 37 °C ± 0,5 °C za pomocą poduszki grzewczej przez cały czas trwania zabiegu. Obserwuj częstość oddechów i sprawdź reakcje na odstawienie, wywierając nacisk na podnóżek kleszczami.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Intubacja tchawicy
<ol>
	<li>Ułóż szczury w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj okolice szyi nalewką jodową.</li>
	<li>Wykonaj podłużne nacięcie o długości około 1 cm wzdłuż linii środkowej szyi i tępo wypreparuj tkankę mięśniową.</li>
	<li>Po odsłonięciu tarczycy ostrożnie oddziel cienką błonę między dwoma płatami tarczycy, uważając, aby nie uszkodzić tkanki tarczycy. Przystąp do odsłonięcia tchawicy.</li>
	<li>Sprawdź kaniulę w kształcie litery Y, aby upewnić się, że jest całkowicie sucha. Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj poprzeczne nacięcie w tchawicy, a następnie włóż kaniulę do otworu tchawicy. Zabezpiecz kaniulę tchawicy niewchłanialnymi szwami 3-0, aby zapobiec wyciekowi powietrza i przypadkowej ekstubacji.</li>
	<li>Ostrożnie zszyj mięśnie szyi i skórę i podłącz szczura do respiratora. Dostosuj częstość oddechów do 85 oddechów/min, a objętość oddechową do 3,5 ml, zgodnie z masą ciała szczura7 (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B).</li>
</ol>
4. Wykrywanie EKG
<ol>
	<li>Włóż trzy elektrody do skóry szczura: elektrodę dodatnią do lewej kończyny dolnej, elektrodę ujemną do prawej kończyny górnej i elektrodę masową do prawej kończyny dolnej10.</li>
	<li>Pozyskaj dane za pomocą elektrokardiografu (ustawienia filtra: dolnoprzepustowy przy 100 Hz, górnoprzepustowy przy 1 kHz; częstotliwość próbkowania: 4 kHz/s). Użyj oprogramowania do rejestracji EKG, aby rejestrować, zapisywać i analizować dane.</li>
</ol>
5. Cewnikowanie osierdziowe do podawania leku bradykinina (BK)
<ol>
	<li>Ułóż szczura w pozycji leżącej na plecach i zdezynfekuj skórę na klatce piersiowej jodem.</li>
	<li>Wykonaj torakotomię między 1. a 3. chrząstką żebrową na lewej górnej części klatki piersiowej, aby odsłonić grasicę. Tępo rozetnij grasicę wzdłuż linii środkowej, aby odsłonić osierdzie (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1C,D).</li>
	<li>Użyj końcówki szklanej igły do preparowania (o średnicy 0,5 mm), aby zrobić mały otwór w osierdziu.</li>
	<li>Wprowadzić silikonowy cewnik o długości 1-2 cm z kilkoma małymi otworami na jego dystalnym końcu przez nacięcie w osierdziu. Przymocuj cewnik do tkanki ściany klatki piersiowej za pomocą bioglue.</li>
	<li>Zamknij klatkę piersiową warstwa po warstwie, upewniając się, że oddychanie szczura pozostaje niezakłócone (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
</ol>
6. Odsłonięcie rdzenia kręgowego T3
<ol>
	<li>Umieść szczura w pozycji leżącej i przeprowadź rutynową dezynfekcję jodem. Wykonaj nacięcie o długości około 8 cm wzdłuż linii środkowej pleców od kręgów T2 do T6.</li>
	<li>Użyj nożyczek sprężynowych, aby przeciąć skórę i warstwy mięśni, w tym mięsień czworoboczny. Włóż retraktor między mięśnie, aby jeszcze bardziej odsłonić pole operacyjne.</li>
	<li>Ostrożnie oddziel gruczoły tłuszczowe i hibernacyjne w przedniej części kręgów piersiowych szczura, unikając naczyń krwionośnych pod gruczołami (patrz <silna klasa="xfig">Ryc. 1E).</li>
	<li>Usuń mięśnie przyczepiające się do zacisku głowy i prostą część długich mięśni szyi, odsłaniając wyrostki kolczyste T2.</li>
	<li>Przemieszczenie mięśni półkolczastych i rdzeniowych, aby odsłonić łuk kręgowy od T2 do T6 (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1E). Użyj rongeurs, aby usunąć wyrostek kolczysty kręgu T3, odsłaniając w ten sposób rdzeń kręgowy T3. 
	UWAGA: Podczas procesu odsłaniania kręgów piersiowych należy zwrócić szczególną uwagę na zachowanie wyrostka kolczystego T2, ponieważ służy on jako główny punkt przyłożenia siły do późniejszej ekspozycji rdzenia kręgowego T3.</li>
	<li>Usuń oponę twardą i błonę pajęczynówki, a następnie wlej olej parafinowy na powierzchnię rdzenia kręgowego, aby utrzymać żywotność neuronów rdzeniowych (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1F). 
	UWAGA: Naczynia krwionośne brązowej tkanki tłuszczowej szczura pochodzą z blaszki T3, T4 lub T5 i są rozmieszczone jak zatoka żylna. Uważaj, aby ich nie dotykać, ponieważ może to spowodować nadmierną utratę krwi u szczura.</li>
</ol>
7. Unieruchomienie i ustawienia kręgów piersiowych
<ol>
	<li>Użyj niestandardowego zacisku kręgosłupa, aby zabezpieczyć wyrostki stawowe T2 i T6. Zwilż otaczające mięśnie solą fizjologiczną, aby utrzymać nawodnienie.</li>
	<li>Przymocuj matrycę elektrod do mikromanipulatora instrumentu stereotaktycznego i włóż ją pionowo do rogu grzbietowego rdzenia kręgowego w segmencie rdzenia kręgowego T3 przez grzbietową bruzdę środkową, 500 μm bocznie do linii środkowej, na głębokość 1,500 μm.</li>
	<li>Włóż elektrodę referencyjną do mięśnia grzbietowego (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 1G).</li>
	<li>Uruchom wielokanałowe oprogramowanie do nagrywania zewnątrzkomórkowego i przejdź do Plik | Konfiguracja sprzętowa; wybierz tablicę 32 kanałów z listy interfejsów urządzenia; kliknij prawym przyciskiem myszy wybraną grupę kanałów; a następnie wybierz Właściwości z menu kontekstowego. Konfiguracja parametrów przetwarzania sygnału: Na karcie Filtr ustaw filtr pasmowoprzepustowy (BP) na 250 Hz - 5 kHz; w polu Sampling Rate (Częstotliwość próbkowania) wprowadź wartość 30 kHz/s; włącz algorytmy wykrywania wartości szczytowych, zaznaczając pole Włącz przetwarzanie wartości szczytowych, aby aktywować sortowanie wartości szczytowych w czasie rzeczywistym i wyodrębnianie zdarzeń na podstawie progów. 
	UWAGA: Zapewnij dokładne oczyszczenie mięśni i tkanek otaczających wyrostki stawowe T2 i T6, szczególnie w obszarze, w którym stosuje się niestandardowy zacisk rdzeniowy do stabilizacji kręgosłupa, aby zapobiec przemieszczeniu podczas kolejnych eksperymentów.</li>
</ol>
8. Bodźce somatyczne i BK
<ol>
	<li>Użyj BK (1 μg/ml w wodzie destylowanej), aby wywołać stymulację nocyceptywną serca. Wstrzyknąć 4 μl roztworu BK za pomocą mikrostrzykawki podłączonej do silikonowego cewnika z kilkoma małymi otworami11.</li>
	<li>Obserwuj zmiany częstości akcji serca (zwiększa się lub zmniejsza) i wyładowanie neuronalne (zwiększa się lub zmniejsza) w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego T3 w ciągu 30 minut od wstrzyknięcia, aby zidentyfikować dynamiczne interakcje między neuronami rogu grzbietowego klatki piersiowej rdzenia kręgowego.</li>
	<li>Akupunkturę manualną należy wykonać w punkcie akupunkturowym PC6 (MAPC6) przy użyciu parametru stymulacji 1 Hz. PC6 (punkt akupunkturowy Neiguana) znajduje się 2 mm proksymalnie do stawu nadgarstkowego na brzusznym przedramieniu, pomiędzy zginaczem nadgarstka promieniowego a pośrodkowym pniem nerwu. Włóż igły (0,25 mm x 25 mm) do punktów akupunkturowych PC6 na głębokości ~3 mm. Porównaj zmiany w aktywności neuronalnej i funkcji serca przed i po bodźcach somatycznych.</li>
</ol>
9. Analiza i przetwarzanie danych
<ol>
	<li>Zaimportuj zarejestrowane dane neuronowe w formacie ns6 do oprogramowania w następujący sposób:
	<ol>
		<li>Konwersja plików: Przejdź do punktu menu Plik | Otwórz, aby załadować plik ns6. Wybierz punkt menu Plik | Zapisz jako i wybierz format .nex5, aby wygenerować ustandaryzowane dane ciągu spajków.</li>
		<li>Sortowanie szczytów: Zaimportuj przekonwertowane pliki .nex5 do oprogramowania klasyfikacyjnego w celu klasyfikacji neuronów. Sortuj przebiegi szczytowe na podstawie charakterystyki przebiegu i analizy głównych składowych (PCA), z parametrami progowymi ustawionymi na ±3 SD od szumu bazowego.</li>
		<li>Następnie wykonaj odpowiedni kod do filtrowania i kategoryzowania sygnałów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Analizuj SDRN z blokadą serca.
	<ol>
		<li>Biorąc załamek R jako zdarzenie odniesienia, policz liczbę odpaleń neuronów w oknie 0,2 s przed i po każdej fali R.</li>
		<li>Po zliczeniu fal R w odstępach 50 ms utwórz histogram zdarzenia pierścieniowego. Znormalizuj histogram (tj. odejmij średnią szybkość rozładowania w 0,2 s przed i po zdarzeniu załamka R), aby uzyskać rozkład szybkości rozładowania aktywności każdego neuronu podczas bicia serca.</li>
		<li>Oceń istotność statystyczną za pomocą testów permutacji Monte Carlo12, zaimplementowanych za pomocą 1,000 przetasowanych iteracji. Uzyskaj rozkład szybkości wyzwalania i przedział ufności neuronu w procesie losowego bicia serca, losowo losując 0,2 s czasu przed i po każdej fali R uderzenia serca (zakres wynosi ± 0,1 s). Jeśli rozkład wystrzeliwania bicia serca neuronu przekracza (większy lub mniejszy niż) 95% przedział ufności rozkładu szybkości wyzwalania losowego procesu bicia serca, zidentyfikuj neuron jako neuron zablokowany w sercu (patrz plik uzupełniający 1).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Nakahara, H., Ueda, S. Y., Kawai, E., Higashiura, R., Miyamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+pre-exercise+acupuncture+stimulation+on+heart+rate+response+during+short-duration+exercise%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Sports+Sci+Med+Rehabil%22%5BJournal%5D)">Effects of pre-exercise acupuncture stimulation on heart rate response during short-duration exercise.</a> BMC Sports Sci Med Rehabil. 13 (1), 129(2021).</li>
<li>de Lima Pimentel, R., Duque, A. P., Moreira, B. R., Rodrigues, L. F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+for+the+treatment+of+cardiovascular+diseases%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Acupunct+Meridian+Stud%22%5BJournal%5D)">Acupuncture for the treatment of cardiovascular diseases: A systematic review.</a> J Acupunct Meridian Stud. 12 (2), 43-51 (2019).</li>
<li>Ma, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+functional+subdivision+within+the+somatosensory+system+and+its+implications+for+pain+research%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">A functional subdivision within the somatosensory system and its implications for pain research.</a> Neuron. 110 (5), 749-769 (2022).</li>
<li>Hsieh, M. T., Donaldson, L. F., Lumb, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+contributions+of+A-+and+C-nociceptors+to+primary+and+secondary+inflammatory+hypersensitivity+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Differential contributions of A- and C-nociceptors to primary and secondary inflammatory hypersensitivity in the rat.</a> Pain. 156 (6), 1074-1083 (2015).</li>
<li>Meyr, A. J., Steinberg, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiology+of+the+acute+pain+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Podiatr+Med+Surg%22%5BJournal%5D)">The physiology of the acute pain pathway.</a> Clin Podiatr Med Surg. 25 (3), 305-326 (2008).</li>
<li>Ardell, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+failure%3A+Mechanisms+of+spinal+cord+neuromodulation+for+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Heart failure: Mechanisms of spinal cord neuromodulation for heart disease.</a> Nat Rev Cardiol. 13 (3), 127-128 (2016).</li>
<li>Xi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+peripheral+electrical+nerve+stimulation+improves+cardiac+function+via+autonomic+nerve+regulation+in+MI+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Continuous peripheral electrical nerve stimulation improves cardiac function via autonomic nerve regulation in MI rats.</a> Heart Rhythm. 21 (10), 2010-2019 (2024).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Referred+somatic+hyperalgesia+mediates+cardiac+regulation+by+the+activation+of+sympathetic+nerves+in+a+rat+model+of+myocardial+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosci+Bull%22%5BJournal%5D)">Referred somatic hyperalgesia mediates cardiac regulation by the activation of sympathetic nerves in a rat model of myocardial ischemia.</a> Neurosci Bull. 38 (4), 386-402 (2022).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+thoracic+dorsal+root+ganglia+%28DRG%29+calcium+imaging+and+ECG+recording+for+studying+reripheral+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo thoracic dorsal root ganglia (DRG) calcium imaging and ECG recording for studying reripheral nerve stimulation.</a> J Vis Exp. (210), e67283(2024).</li>
<li>Azhar, A., El-Bassossy, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pentoxifylline+alleviates+cardiac+ischemia+and+dysfunction+following+experimental+angina+in+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Pentoxifylline alleviates cardiac ischemia and dysfunction following experimental angina in insulin resistance.</a> PLoS One. 9 (5), e98281(2014).</li>
<li>Liu, X., Zhang, Q., Han, M., Du, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrapericardial+capsaicin+and+bradykinin+induce+different+cardiac-somatic+and+cardiovascular+reflexes+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Auton+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Intrapericardial capsaicin and bradykinin induce different cardiac-somatic and cardiovascular reflexes in rats.</a> Auton Neurosci. 198, 28-32 (2016).</li>
<li>Metropolis, N., Ulam, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Monte+Carlo+method%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+StatAssoc%22%5BJournal%5D)">The Monte Carlo method.</a> J Am StatAssoc. 44 (247), 335-341 (1949).</li>
<li>Coote, J. H., Chauhan, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+sympathetic+innervation+of+the+heart%3A+Important+new+insights%5BTitle%5D)+AND+%22Auton+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The sympathetic innervation of the heart: Important new insights.</a> Auton Neurosci. 199, 17-23 (2016).</li>
<li>Sun, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibitory+effect+of+acupoint+electrostimulation+with+different+layers+and+intensities+on+muscular+inflammatory+pain+and+spinal+WDR+neuron+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Zhen+Ci+Yan+Jiu%22%5BJournal%5D)">Inhibitory effect of acupoint electrostimulation with different layers and intensities on muscular inflammatory pain and spinal WDR neuron activity.</a> Zhen Ci Yan Jiu. 49 (2), 103-109 (2024).</li>
<li>Duan-Mu, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electroacupuncture-induced+muscular+inflammatory+pain+relief+was+associated+with+activation+of+low-threshold+mechanoreceptor+neurons+and+inhibition+of+wide+dynamic+range+neurons+in+spinal+dorsal+horn%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Electroacupuncture-induced muscular inflammatory pain relief was associated with activation of low-threshold mechanoreceptor neurons and inhibition of wide dynamic range neurons in spinal dorsal horn.</a> Front Neurosci. 15, 687173(2021).</li>
<li>Davalos, D., Akassoglou, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+imaging+of+the+mouse+spinal+cord+using+two-photon+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo imaging of the mouse spinal cord using two-photon microscopy.</a> J Vis Exp. (59), e2760(2012).</li>
<li>Li, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+mechanisms+of+the+effect+of+acupuncture%5BTitle%5D)+AND+%22International+Congress+Series%22%5BJournal%5D)">Neural mechanisms of the effect of acupuncture.</a> International Congress Series. 1238, 71-77 (2002).</li>
<li>Wu, X. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+modulation+of+the+ACE%2FAng+II%2FAT1R+and+ACE2%2FAng%281-7%29%2FMasR+pathways+in+the+rostral+ventrolateral+medulla+reduces+sympathetic+output+and+prevents+cardiac+injury+caused+by+SHR+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroreport%22%5BJournal%5D)">Acupuncture modulation of the ACE/Ang II/AT1R and ACE2/Ang(1-7)/MasR pathways in the rostral ventrolateral medulla reduces sympathetic output and prevents cardiac injury caused by SHR hypertension.</a> Neuroreport. 35 (13), 839-845 (2024).</li>
<li>Qin, C., Farber, J. P., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gastrocardiac+afferent+convergence+in+upper+thoracic+spinal+neurons%3A+a+central+mechanism+of+postprandial+angina+pectoris%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">Gastrocardiac afferent convergence in upper thoracic spinal neurons: a central mechanism of postprandial angina pectoris.</a> J Pain. 8 (6), 522-529 (2007).</li>
<li>Yao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+baroreflex+circuit+moonlights+in+sleep+control%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular baroreflex circuit moonlights in sleep control.</a> Neuron. 110 (23), 3986-3999.e6 (2022).</li>
<li>Liu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatotopic+organization+and+intensity+dependence+in+driving+distinct+NPY-expressing+sympathetic+pathways+by+electroacupuncture%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Somatotopic organization and intensity dependence in driving distinct NPY-expressing sympathetic pathways by electroacupuncture.</a> Neuron. 108 (3), 436-450.e7 (2020).</li>
<li>Liu, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neuroanatomical+basis+for+electroacupuncture+to+drive+the+vagal-adrenal+axis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A neuroanatomical basis for electroacupuncture to drive the vagal-adrenal axis.</a> Nature. 598 (7882), 641-645 (2021).</li>
<li>Ma, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatotopic+organization+of+autonomic+reflexes+by+acupuncture%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Somatotopic organization of autonomic reflexes by acupuncture.</a> Curr Opin Neurobiol. 76, 102602(2022).</li>
<li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+cord+stimulation+reduces+cardiac+pain+through+microglial+deactivation+in+rats+with+chronic+myocardial+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Med+Rep%22%5BJournal%5D)">Spinal cord stimulation reduces cardiac pain through microglial deactivation in rats with chronic myocardial ischemia.</a> Mol Med Rep. 24 (6), 835(2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Dekodowanie profili kodowania neuronów SDH jest niezbędne do zrozumienia neuromodulacyjnego mechanizmu terapeutycznego wywołanego akupunkturą wpływu na dysfunkcję trzewną. W tym przypadku połączyliśmy technikę zapisu in vivo MEA z systemem rejestracji EKG, aby jednocześnie rejestrować aktywność wyładowań SDHN T3 i EKG. Stymulacja bólu serca może aktywować nocyceptory typu C, które unerwiają serce i przekazują informacje nocyceptywne do przodu przez wnętrzności, DRG, rdzeń kręgowy T1-T5 i rdzeń nadordzeniowy. Wsp...

Akupunktura lub stymulacja powierzchni ciała, jako ważna technika terapeutyczna w ramach Tradycyjnej Medycyny Chińskiej (TCM), działa poprzez stymulację określonych obszarów na powierzchni ciała. Ułatwia wielopoziomową regulację funkcji organizmu poprzez regulację funkcji trzewnych poprzez szlaki doprowadzające, integrację ośrodkową i autonomiczne odprowadzające mechanizmy nerwowe. Centralnym elementem tej terapii jest koncepcja, zgodnie z którą ukierunkowana stymulacja anatomicznie zdefiniowanych punktów słuchowych indukuje ogólnoustrojową regulację fizjologiczną. Coraz więcej dowodów klinicznych potwierdza rolę akupunktury jako uzupełniającej metody leczenia zaburzeń sercowo-naczyniowych, z udowodnioną skutecznością zarówno w protokołach profilaktyki pierwotnej, jak i leczenia wspomagającego1,2.
Pierwotne aferenty neuronów czuciowych głównie kończą się w rdzeniowym rogu grzbietowym (SDH), odpowiednio, rdzeniowe neurony rogu grzbietowego (SDHN) odgrywają kluczową rolę w integracji i modulacji somatycznych bodźców3,4,5. Co więcej, SDHRN odbierają również aferenty sercowe i przekazują informacje trzewne do rdzeniowych współczulnych neuronów przedzwojowych (SPN) w celu modulacji układu sercowo-naczyniowego6. SPN zablokowane w sercu znajdują się w bocznym rogu piersiowego odcinka rdzenia kręgowego (T1-T5), z aksonami wystającymi do zwojów szyjnych lub piersiowych, a następnie unerwiając serce przez nerw sercowy, środkowy i dolny. W rezultacie rdzeń kręgowy w odcinku piersiowym odgrywa kluczową rolę w integracji i modulacji bodźców somatycznych i trzewnych, które mogą następnie wpływać na kontrolę serca. Dlatego ważne jest, aby zrozumieć, w jaki sposób stymulacja somatyczna reguluje czynność serca poprzez modulację SDHRN w odcinku piersiowym rdzenia kręgowego.
Poprzednie badania wykazały, że elektroakupunktura w PC6 (zorganizowana w segmencie rdzeniowym T3 jako homotopowa jednostka struktura-funkcja) może złagodzić objawy niedokrwienia mięśnia sercowego poprzez modulację autonomicznego układu nerwowego7,8,9. Jednak ilościowa synchronizacja wpływu akupunktury na tętno w czasie rzeczywistym z aktywnością układu nerwowego nie została jeszcze zrealizowana. Udokumentowano jedynie natychmiastową autonomiczną aktywność nerwową i wskaźniki elektrokardiogramu (EKG) po akupunkturze. Badania łączące SDHN z trzewnymi funkcjami fizjologicznymi pozostają nieliczne. Ze względu na fizjologiczną krzywiznę kręgów piersiowych i wąską przestrzeń między sąsiednimi segmentami kręgów piersiowych, zwłaszcza T1-T5, dostęp do tych obszarów jest trudny, co skutkuje niewielkimi bezpośrednimi dowodami na wyjaśnienie mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw akupunktury w rdzeniowym homotopowym punkcie akupunkturowym PC6 regulującym czynność serca w leczeniu CVD.
Aby lepiej zrozumieć związek między SDH a regulacją funkcji serca za pośrednictwem akupunktury, należy wdrożyć synchroniczny zapis funkcji serca i aktywności neuronalnej. W tym miejscu przedstawimy ogólne podejście do wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego kręgosłupa wraz z rejestracją funkcji serca, a także analizą SDHRN zablokowanych w sercu. Metoda ta oferuje zsynchronizowane czasowo ramy do badania mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw trzewnych zmian funkcjonalnych klatki piersiowej wywołanych przez akupunkturę.

<table><tbody><tr><td>System anestezjologiczny</td><td>Kent Scientific</td><td>SomnoSuite</td><td></td></tr><tr><td>Central v6.5</td><td>Black Microsystems</td><td>Cerebus-128</td><td></td></tr><tr><td>Cienkie nożyczki</td><td>Cienkie nożyczki</td><td>Cienkie nożyczki</td><td></td></tr><tr><td>Friedman-Pearson Rongeurs</td><td>Fine Science T ools</td><td>16220-14</td><td></td></tr><tr><td>Gąbki żelatynowe</td><td>Coltene</td><td>274-007</td><td></td></tr><tr><td>Intubacja Aparat kaniulowy</td><td>Harward</td><td>73-2737</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>RWD</td><td>R510</td><td></td></tr><tr><td>LabChart Profesjonalne oprogramowanie LabChart</td><td>Professional</td><td>Software Wersja 8.0</td><td></td></tr><tr><td>mikropasmowy układ elektrod</td><td>Neuronexus</td><td>A1x32-6mm-50-177</td><td></td></tr><tr><td>mikromanipulator</td><td>Narishige</td><td>DMA-1510</td><td></td></tr><tr><td></td><td>igły Zhongyantaihe</td> Oprogramowanie NeuroExplorer <td>0,25 mm x 0,25 mm</td><td></td></tr><tr><td>(V5.0)</td><td>Sorter offline Plexon</td><td>V5.0</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Plexon</td><td>V4.0</td><td></td></tr><tr><td>Powerlab</td><td>ADInstruments</td><td>PL26T04</td><td></td></tr><tr><td>szczurów</td><td>Centrum Doświadczalne Akademii Wojskowych Nauk Medycznych Chińskiej Armii Ludowo-Wyzwoleńczej Adaptator</td><td></td><td></td></tr><tr><td>kręgosłupa</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Wykonane na zamówienie</td></tr><tr><td>nożyczki sprężynowe</td><td>Fine Science Tools</td><td>15023-10</td><td></td></tr><tr><td>instrument stereotaktyczny</td><td>Narishige</td><td>SR-5R-HT</td><td></td></tr></tbody></table>

badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura

Studying the Coding Profiles of Somatic Stimulation on Cardiac-locked Neuronal Responses in the Rat Spinal Dorsal Horn

Wiele badań sugeruje, że elektroakupunktura może być korzystna w leczeniu i zapobieganiu chorobom sercowo-naczyniowym. Jednak jego mechanizm pozostaje słabo poznany. Róg grzbietowy kręgosłupa piersiowego (SDH) odgrywa ważną rolę w integracji i modulacji bodźców somatycznych i trzewnych, które mogą następnie wpływać na kontrolę serca. W przeciwieństwie do SDH odcinka lędźwiowego, który został szeroko przebadany, SDH klatki piersiowej zostało mniej zbadane ze względu na trudności w ekspozycji chirurgicznej i fiksacji stereotaktycznej. W tym badaniu przedstawiamy ogólne podejście do jednoczesnego monitorowania aktywności neuronalnej i funkcji serca poprzez połączenie zapisu elektrokardiogramów i matryc mikroelektrod. Ponadto opisujemy, jak zidentyfikować neurony zablokowane w sercu, obliczając rozkład szybkości wypalania aktywności neuronalnej zsynchronizowanej z biciem serca. Strategia ta ma ogromne znaczenie dla badania korelacji między funkcją układu sercowo-naczyniowego a aktywnością neuronów, a także dla zrozumienia odruchu somatosercowego wywoływanego przez stymulację nerwów obwodowych.

Zgodnie z powyższym protokołem, T3 SDHNs zostały wyeksponowane, a bradykinina (BK) lub nakłuwanie somatyczne zostały podane w obszarach osierdzia/punktów akupunkturowych. W ramach tego badania określono ilościowo profile neuronalnej aktywacji wywołanej bodźcem (typ/częstotliwość) oraz towarzyszące im zmiany w elektrokardiogramie (ECG) podczas nocyceptywnego dopływu trzewnego, aplikacji BK oraz modulacji somatosensorycznej.
Rysunek 2A przedstawia przekrój poprzeczn...

Opisujemy protokół wielokanałowego zapisu zewnątrzkomórkowego kręgosłupa wraz z rejestracją funkcji serca i analizą neuronów rdzenia grzbietowego zamkniętego w sercu. Metoda ta oferuje zsynchronizowane czasowo ramy do badania mechanizmów rdzeniowych leżących u podstaw trzewnych zmian funkcjonalnych klatki piersiowej wywołanych przez akupunkturę.

Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura

Many studies have suggested that electroacupuncture may be beneficial in the treatment and prevention of cardiovascular disease. However, its mechanism ...

Moje badania dekodują efekty neuromodulacji rdzenia kręgowego w akupunkturze w regulacji układu krążenia za pomocą stabilizowanego protokołu MEA EKG w klatce piersiowej kręgosłupa, umożliwiając milisekundy przetwarzania i analizowania cząstki, takiej jak dynamika SDHN.Obecne wyzwania eksperymentalne obejmują osiągnięcie niezawodnej stabilizacji kręgosłupa piersiowego w celu zapobiegania zagrożeniom neurologicznym. Optymalizacja protokołów inicjacyjnych pod kątem stabilności neurologicznej, a także zapewnienie synchronizacji MEA EKG na poziomie milisekund.[Yun Liu] Nasz protokół zapewnił ogólne podejście do jednoczesnego monitorowania aktywności neuronalnej i funkcji serca, a poprzez połączenie zapisów elektrokardiogramów i mikroelektrod, usunięcie niskiej rozdzielczości czasowej niż obrazowanie wapniowe.Nasze wyniki sprzyjają badaniom, czy neurony rdzeniowe zlokalizowane w sercu napędzają postęp zawału mięśnia sercowego i czy modulacja akupunktury specyficzna dla akupunktury oferuje korzyści terapeutyczne w przypadku zawału mięśnia sercowego.[Narrator] Na początek zbadaj kaniulę w kształcie litery Y, aby upewnić się, że jest całkowicie sucha. Za pomocą nożyczek sprężynowych wykonaj poprzeczne nacięcie w tchawicy znieczulonego szczura. Włóż kaniulę do otworu tchawicy. Zabezpiecz kaniulę tchawicy trzema zerowymi niewchłanialnymi szwami, aby zapobiec wyciekowi powietrza i przypadkowej ekstubacji. Następnie włóż trzy elektrody do skóry szczura. Umieść elektrodę dodatnią w lewej kończynie dolnej, elektrodę masową w prawej kończynie dolnej, a elektrodę ujemną w prawej kończynie górnej. Ułóż szczura w pozycji leżącej. Po zdezynfekowaniu skóry należy wykonać torakotomię w celu odsłonięcia grasicy. Następnie użyj końcówki szklanej igły do preparowania, aby zrobić mały otwór w osierdziu. Teraz wprowadź silikonowy cewnik z kilkoma małymi otworami na jego dystalnym końcu od jednego do dwóch centymetrów do osierdzia przez nacięcie. Przymocuj cewnik do tkanki ściany klatki piersiowej za pomocą BioGlue. Następnie wykonaj akupunkturę manualną w sześciopunktowym punkcie akupunkturowym komputera przy użyciu parametru stymulacji jednego herca. Włóż igły do akupunktury do komputera sześć punktów akupunkturowych na głębokości około trzech milimetrów. Usuń mięśnie przyczepione do zacisku głowy i prostą część długich mięśni szyi, aby odsłonić wyrostki kolczyste drugiego kręgu piersiowego. Następnie przemieszcz mięśnie półkolczaste i rdzeniowe, aby odsłonić łuk kręgowy od T2 do T6. Za pomocą rongeurs usuń wyrostek kolczysty kręgów T3, aby odsłonić rdzeń kręgowy T3. Do mocowania kręgów piersiowych użyj niestandardowego zacisku rdzeniowego, aby zabezpieczyć wyrostki stawowe T2 i T6. Zwilż otaczające mięśnie solą fizjologiczną, aby utrzymać nawodnienie. Teraz przymocuj układ elektrod do mikromanipulatora instrumentu stereotaktycznego. Włóż go pionowo do rogu grzbietowego T3 rdzenia kręgowego przez grzbietową bruzdę pośrodkową. Następnie włóż elektrodę referencyjną do mięśnia pleców. W celu stymulacji załaduj mikrostrzykawkę podłączoną do silikonowego cewnika z wieloma otworami roztworem bradykininy. Wstrzyknąć cztery mikrolitry roztworu i wywołać nocyceptywną stymulację serca. Obserwuj zmiany częstości akcji serca i wyładowań neuronalnych w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego T3 w ciągu 30 minut od wstrzyknięcia. Uruchom oprogramowanie, aby zaimportować zarejestrowane dane neuronowe w formacie .ns6. Przeciągnij i upuść plik .ns6 do programu. Wybierz plik i kliknij Zapisz jako, a następnie wybierz następny format .nex5, aby wygenerować ustandaryzowane dane ciągu spajków. Zaimportuj przekonwertowane pliki .nex5 do oprogramowania klasyfikacyjnego. Wykonaj odpowiedni kod do filtrowania i kategoryzowania sygnałów. Następnie sortuj przebiegi szczytowe na podstawie charakterystyki przebiegu i analizy głównych składowych z parametrami progowymi ustawionymi na plus minus trzy odchylenia standardowe od szumu bazowego. Przeanalizuj neurony rogu grzbietowego kręgosłupa zablokowanego przez serce, uruchamiając MATLAB. Zdefiniuj parametry eksperymentalne. Kliknij przycisk Uruchom, aby wykonać. Neurony zarejestrowane z kanału 19 wykazywały gęste rytmiczne ciągi kolców z symetrycznym wzorcem korelacji i ciasno zgrupowanymi grupami fal na PCA. Neurony z kanału 11 podzieliły się na trzy odrębne profile wyzwalania, z których każdy ma unikalne cechy automatycznej korelacji i klastry fal PCA. Neurony zablokowane w sercu na kanale 17 C i 21 A wystrzeliwane rytmicznie za pomocą EKG są falami wyjściowymi, ale bradykinina zakłóciła ten wzorzec i wprowadziła nowe skupiska kolców między falami P i Q. MAPC6 przywrócił nasze strzelanie z blokadą falową, chociaż ta rytmiczność ponownie spadła po MAPC6. Bradykinina gwałtownie zwiększyła odsetek pobudzonych neuronów, podczas gdy MAPC6 zmniejszyła tę odpowiedź. I odwrotnie, proporcje neuronów hamujących zmniejszyły się po bradykininie, ale wróciły do normy po MAPC6. Chan21a wystrzelił w synchronizacji z falą EKG P na początku badania, skupił się między falami P i Q po bradykininie i ponownie zablokował się w fali P po MAPC6.

studying-coding-profiles-somatic-stimulation-on-cardiac-locked

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Wykorzystując model matematyczny stymulacji rdzenia kręgowego, stwierdziliśmy, że system wieloźródłowy z niezależnymi źródłami zasilania dla każdego kontaktu pozwala na celowanie w znacznie większą liczbę centralnych punktów stymulacji w obrębie sznura tylnego (100 vs 3) i charakteryzuje się 50-krotnie wyższą rozdzielczością sterowania polem (0,02 mm vs 1 mm) niż system jednoźródłowy.

Sterowalność kolumn grzbietowych z wykorzystaniem podwójnych elektrod równoległych i dedykowanych źródeł zasilania: model obliczeniowy

Prezentacja sposobu wykonania i zastosowania zewnątrzkomórkowej elektrody ssącej używanej do pomiarów elektrofizjologicznych w rdzonach kręgowych noworodków gryzoni in...

Elektrofizjologia rdzenia kręgowego II: Wytwarzanie przyssawkowych elektrod zewnątrzkomórkowych

Ten film opisuje wewnątrzkomórkowy zapis in vivo motoneuronów szczura pod wpływem przezrdzeniowej stymulacji prądem stałym. Protokół opisuje, w jaki sposób mierzyć właściwości błony i rejestrować rytmiczne odpalanie neuronów ruchowych przed, w trakcie i po anodowej lub katodowej polaryzacji rdzenia kręgowego.

Transrdzeniowa stymulacja prądem stałym motoneuronu rdzeniowego szczura

Aferentne neurony czuciowe przekazują informacje sensoryczne z peryferii do ośrodkowego układu nerwowego. Identyfikacja konkretnych neuronów aferentnych pomoże w zrozumieniu ich fizjologii. Opisujemy metodę znakowania wstecznego w celu identyfikacji neuronów aferentnych i badania kanałów jonowych bramkowanych napięciem w tych neuronach za pomocą elektrofizjologii i immunocytochemii za pomocą elektrofizjologii i immunocytochemii.

Identyfikacja specyficznych populacji neuronów czuciowych w celu badania ekspresji kanałów jonowych

Pokazujemy, jak przygotować ukośne wycinki rdzenia kręgowego u młodych myszy. Preparat ten pozwala na stymulację korzeni brzusznych.

Przygotowanie skośnych wycinków rdzenia kręgowego do stymulacji korzeni brzusznych

Ten protokół opisuje wykorzystanie modelu przewlekłej aktywności skurczowej ćwiczeń do obserwacji wywołanych stymulacją adaptacji mięśni szkieletowych w tylnych kończynach szczura.

Zastosowanie przewlekłej stymulacji do badania adaptacji fenotypowych mięśni szkieletowych szczurów wywołanych aktywnością skurczową

Ten protokół pokazuje, jak używać systemu elektrofizjologicznego do stymulacji w pętli zamkniętej wywołanej wzorcami aktywności neuronalnej. Dostępny jest również przykładowy kod Matlab, który można łatwo modyfikować dla różnych urządzeń stymulacyjnych.

Wykorzystanie aktywności neuronów do wyzwalania bodźców w pętli zamkniętej w eksperymentach neurofizjologicznych

Ten protokół opisuje in vivo wewnątrzkomórkowy zapis neuronów lędźwiowych szczura z jednoczesną przezrdzeniową stymulacją prądem stałym. Metoda ta pozwala na pomiar właściwości błony i rejestrację rytmicznego odpalania neuronów ruchowych przed, w trakcie i po anodowej lub katodowej polaryzacji rdzenia kręgowego.

Wewnątrzkomórkowy zapis in vivo zidentyfikowanych typów neuronów rdzeniowych szczura podczas transrdzeniowej stymulacji prądem stałym

Ten protokół opisuje metodę wykorzystującą patch-clamp do badania elektrycznych reakcji neuronów ruchowych na stymulację rdzenia kręgowego (SCS) z wysoką rozdzielczością czasoprzestrzenną, co może pomóc badaczom poprawić ich umiejętności w rozdzielaniu rdzenia kręgowego i jednoczesnym utrzymywaniu żywotności komórek.

Przygotowanie ex vivo wycinka rdzenia kręgowego do zapisu całokomórkowego patch-clamp w neuronach ruchowych podczas stymulacji rdzenia kręgowego

Obecny protokół opisuje obrazowanie wapnia in vivo do pomiaru odpowiedzi zespołów neuronów DRG lędźwiowych-6 na bodźce somatyczne i trzewne. Można dokonać dokładnych porównań między neuronami reagującymi na różne bodźce. Protokół ten jest cenny w badaniu mechanizmów bólu trzewnego i stymulacji somatycznej, takich jak akupunktura.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapniowe reakcji neuronów zwojów korzenia grzbietowego na bodźce somatyczne i trzewne

To badanie przedstawia chirurgiczną manipulację polegającą na uwidocznieniu T-DRG u znieczulonych myszy do obrazowania wapnia in vivo, wraz z synchronicznymi zapisami EKG. Metoda ta stanowi najnowocześniejsze narzędzie do badania obwodowej stymulacji nerwów elektrycznych i danych wejściowych narządów trzewnych klatki piersiowej, a także ich interakcji na podstawowym poziomie sensorycznym.

Obrazowanie in vivo wapnia zwojów korzenia grzbietowego klatki piersiowej (DRG) i zapis EKG w celu badania stymulacji nerwów obwodowych

Poznaj metodę wielokanałowego rejestrowania neuronalnego z synchronizacją EKG w szczurach. Ta technika umożliwia badanie interakcji między aktywnością rdzenia kręgowego a funkcją serca w kontekście akupunktury.

Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura (Wideo) | JoVE Journal

Badanie profili kodowania stymulacji somatycznej na odpowiedzi neuronalne zablokowane w sercu w rogu grzbietowym rdzenia grzbietowego szczura

Przeglądaj więcej filmów