Name: Przechowywanie chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-07-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Poznaj metodę przechowywania chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich. Protokół ten pozwala na długoterminowe zachowanie narządów i poprawę skuteczności transplantacji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez Główny Projekt Nauki i Technologii Niezakaźnych Chorób Przewlekłych – Narodowy Nauki i Technologię (2023ZD0507600) oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82371794 i 82170671). Prace były również sponsorowane przez Fundację Edukacji Uniwersytetu Zhejiang oraz Fundację Talentów akademika Shusena Lanjuana. Chcielibyśmy również podziękować profesor Danie K. Merriman z Uniwersytetu Wisconsin w Oshkosh za jej pracę nad hodowlą 13-liniowych susłów oraz za hojne dzielenie się cennymi spostrzeżeniami i doświadczeniami w laboratorium w hodowli modeli gryzoni hibernacji.

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Instytucjonalny ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Pekińskiego (LSC-WangSQ-2). Odpowiednie instrumenty użyte do badania są wymienione w Tabeli Materiałów i przedstawione na Rysunku 1.
UWAGA: Opisano obchodzenie się i rozmnażanie dziko złapanych gatunków gryzoni zimujących w śnie, takich jak susły z 13 liniami, w środowisku laboratoryjnym15,16. DGS użyte w tym badaniu zostały wyprodukowane w laboratorium przez ciężarne kobiety DGS wychwycone na łąkach miasta Zhangjiakou. W czasie eksperymentu miały około 1-2 lata. Jeśli chodzi o pierwotne ciężarne samice DGS, pasożyty zostały usunięte zanim zwierzęta dotarły do laboratorium. Po przybyciu zwierząt przeprowadzono kwarantannę i inspekcję pod kątem powszechnych wirusów, a te z negatywnymi wynikami testów były hodowane w placówce.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Zwierzęta doświadczalne<ol>
		<li>Korzystaj z dorosłych DGS w wieku 1-2 lat, zarówno mężczyzn, jak i żeńskich, ważących od 180 g do 400 g jako dawców i biorców. Waga biorcy była nieco większa niż dawcy, różnica wynosiła mniej niż 50 g.</li>
		<li>Stosuj dorosłe szczury asystyczne w wieku 8-10 tygodni, zarówno samce, jak i samice, ważące 200-300 g, jako dawców i biorców w grupie kontrolnej. Podczas całego zabiegu eksperymentalnego należy nosić maski chirurgiczne, fartuchy laboratoryjne i rękawice nitrylowe, a także bardzo ciężkie skórzane rękawice podczas obsługi i przenoszenia zwierząt DGS. UWAGA: Techniki chirurgiczne u szczurów zostały dobrze udokumentowane w innych miejscach. Opisany tutaj protokół koncentruje się na technikach przeszczepu wątroby w DGS.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj mankiety na żyłę wrotną (PV) i podwodprzełową żyłę dolną (IHIVC), odpowiednio z pochwy wprowadzającej 6 F i 8 F. Każdy mankiet składał się z głównego korpusu i przedłużeń o długości 2 mm. Stwórz wiele rowków wokół mankietu, delikatnie zaciskając kleszcze przeciwkomarowe (Rysunek 2). UWAGA: Średnice PV i IHIVC różnią się znacząco w zależności od wielkości i płci DGS. Dlatego zaleca się przygotowanie mankietów 5-F, 6-F, 7-F i 8-F przed operacją do odpowiedniego wyboru. Zazwyczaj mankiet 5-F lub 6-F jest odpowiedni dla PV, natomiast mankiet 7-F lub 8-F do IHIVC.</li>
	<li>Wykonaj stenty dla przewodów żółciowych (3 mm) i tętnicy wątrobowej (2 mm), przecinając cewniki dożylne o pojemności 22 G i 24 G na dwustronne skośne rurki skalpelem. UWAGA: Unikaj nadmiernego nacisku na stenty, ponieważ może to prowadzić do zwężenia lub zablokowania lumenu, co może zagrozić przeżyciu biorcy.</li>
</ol>
2. Operacja dawcy
<ol>
	<li>Początkowe kroki<ol>
		<li>Stosuj 5% stężenia izofluranu przy przepływie powietrza 1 L/min do indukcji znieczulenia oraz 2% przy 1 L/min do utrzymania znieczulenia.</li>
		<li>Umieść DGS w pozycji leżącej na desce z poduszką grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała podczas operacji. Ogol sierść z okolic brzucha i zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi dawkami povidonu jodu i 70% etanolu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Izolacja wątroby przed perfuzją<ol>
		<li>Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca. Wykonaj nacięcie krzyżowe rozciągające się od wyrostka ksunowego do współstyki łonowej i bocznie do linii pachowych środkowych. Wycofaj wyrostek ksunfoidowy za pomocą kleszczy przeciwkomarowych i umieść pod plecami strzykawkę o pojemności 5 ml jako wsparcie.</li>
		<li>Przetnij więzadło liściaste. Wyizoluj lewą żyłę przeponową od żyły nadprzeponowej dolnej (SHIVC) i podwiązuj ją szwizem 7-0. Wypal więzadło wątrobowo-śledzionowe.</li>
		<li>Ostrożnie uwolnij IHIVC powyżej prawej żyły nerkowej z otaczających tkanek za pomocą patyczków kosmetycznych. Podwiązać prawą żyłę nadnerczową i lędźwiową odprowadzającą odpływ do IHIVC w pobliżu wątroby szwami 7-0.</li>
		<li>Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego (CBD). Włóż stent przewodu żółciowego i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0. Pozostawić jeden koniec szwu o długości około 5 mm, aby ułatwić późniejszą anastomozę z CBD biorcy.</li>
		<li>Wyizoluj właściwą tętnicę wątrobową (PHA), tętnicę gastroduodenalną (GDA) oraz tętnicę wątrobową wspólną (CHA) z otaczających tkanek.</li>
		<li>Podaj 1,5 mL heparynizowanej soli fizjologicznej (300 IU/mL) do żyły prącia (dawcy mężczyźni) lub IHIVC (dawcy kobiet).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Perfuzja wątroby<ol>
		<li>Odizoluj aortę brzuszną poniżej lewej żyły nerkowej. Włóż igłę dożylną 7 g do aorty i zabezpiecz ją zaciskiem.</li>
		<li>Naciń przeponę i załóż zacisk naczyniowy na aortę piersiową.</li>
		<li>Przeprowadź przepustkę wątroby przez kaniulę aortalną 20-30 mL zimnego roztworu UW w tempie 180-210 mL/h za pomocą pompy infuzyjnej. Naciń żyłę główną wewnątrzklatkową i IHIVC nad prawą żyłą nerkową, aby umożliwić wypływ perfuzacji. UWAGA: Reguluj pozycję płatków wątroby za pomocą patyczków watowych, aby zapewnić równomierną perfuzję, ze szczególną uwagę na płaty środkowe i prawe. Perfuzja jest zakończona, gdy cała wątroba wykazuje jednolitą bladość.</li>
		<li>Podczas przelewu usuń pęcherzyk żółciowy. UWAGA: W przeciwieństwie do szczurów, DGS mają pęcherzyk żółciowy. Usunięcie pęcherzyka żółciowego i przepłukanie przewodów żółciowych roztworem UW jest niezbędne, aby zapobiec pooperacyjnej niedrożności dróg żółciowych spowodowanej krzepnięciem żółci.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pobranie przeszczepu wątroby po perfuzji<ol>
		<li>Za pomocą mikrokleszczy odizoluj PV od otaczającej tkanki łącznej. Podwiązuj i przetnij żyłę odźwiernicową szwem 7-0. Przeciąć pnień PV na poziomie żyły śledzionowej.</li>
		<li>Związać i przeciąć GDA dydystantycznie. Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie CHA. Wkładam stent tętnicy wątrobowej do CHA i zabezpieczam go jedwabnym szwem 7-0, pozostawiając jeden koniec o długości około 5 mm, aby ułatwić późniejszą anastomozę z CHA.</li>
		<li>Rozciągnij SHIVC jak najbliżej przepony.</li>
		<li>Rozciągnij przyłączenia między płatem ogonowym a żołądkiem. Po przecięciu więzadeł grzbietowych całkowicie uruchom wątrobę.</li>
		<li>Włóż wątrobę do stalowej miski o średnicy 7 cm zawierającej zimny roztwór UW. Przenieś miskę do lodówki o temperaturze 4 °C w celu zachowania. UWAGA: Dla zachowania przeziębienia wątroby dłuższego niż 24 godziny dodaj antybiotyki do roztworu UW, aby zmniejszyć ryzyko infekcji; rozważ wymianę roztworu UW co 24 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie szczepu ex vivo
UWAGA: Przygotuj otwarty pojemnik na lód. Całe przygotowanie do stołu za stołem odbywało się na lodzie.
<ol>
	<li>Zabezpiecz uchwyt mankietu PV zaciskiem naczyniowym i ustabilizuj go kleszczami przeciwkomarowymi. Delikatnie przeciągnij PV przez mankiet, upewniając się, że nie dochodzi do skręcania. Złóż PV na mankiet i zabezpiecz go szwem 7-0 (Rysunek 3).</li>
	<li>Powtórz powyższą procedurę (krok 3.1) dla mankietu IHIVC.</li>
	<li>Przeprowadź przewod żółciowy przez przewód torbielowaty 2 mL roztworu UW. Następnie podwiązać przewód torbielowaty.</li>
	<li>Przepłukaj przeszczep wątroby 8-10 ml zimnej soli fizjologicznej przez mankiet PV, aby usunąć resztki roztworu UW po przechowywaniu w zimnie.</li>
	<li>Umieść pojedynczy szew jedwabny 7-0 wokół IHIVC między przyczepionym mankietem a prawym dolnym płatem wątroby.</li>
	<li>Obróć wątrobę, aby odsłonić jej górną stronę. Miejsce 8-0 szwy stabilizacyjne na obu bocznych narożnikach SHIVC, wprowadzające się od zewnątrz do wnętrza.</li>
</ol>
4. Operacja odbiorcy
<ol>
	<li>Aby uzyskać wstępne kroki, zapoznaj się z protokołem operacji dawcy i powtórz krok 2.1.</li>
	<li>Izolacja wątroby biorcy<ol>
		<li>Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą uszczypnięcia palca. Wykonaj nacięcie środkowe od wyrostka ksunfoidowego do współstyki łonowej. Wycofaj wyrostek ksifoidalny czaszkowo za pomocą kleszczy przeciwkomarowych i umieść strzykawkę 5 mL pod nią, aby podnieść SHIVC. Bocznie cofnij dwustronne łuki żebrowe.</li>
		<li>Wykonaj zarządzanie więzadłami i naczyniami zgodnie z krokiem 2.2.2.</li>
		<li>Izoluj IHIVC zgodnie z krokiem 2.2.3.</li>
		<li>Przetnij połączenia więzadeł między wątrobą a otrzewną zakrznę. Ostrożnie przełóż kleszcze za SHIVC i załóż wokół niego jedwabny szew 7-0.</li>
		<li>Podwiązuj CBD blisko za pomocą jedwabnego szwu 7-0 i przetnij go nad wiązaniem. Użyj bawełnianej końcówki, aby delikatnie oddzielić przewod żółciowy od PV.</li>
		<li>Przeciąć GDA i PHA między ligacjami. Utworzenie bifurkacji w kształcie litery Y na końcu CHA. Na ligaturze PHA zostaw 2 cm szwu na późniejsze użycie.</li>
		<li>Uwolnij prawą i lewą odnogę PV. Na każdej gałęzi załóż 5 cm szwy 7-0 do dalszej manipulacji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usunięcie wątroby przez biorcę<ol>
		<li>Zmniejsz stężenie izofluranu do 0,5% przy przepływie powietrza 0,5 L/min. UWAGA: Utrzymuj tempo oddechu na poziomie około jednego oddechu na sekundę, regulując waporyzator izofluranowy. Ciągła ocena głębokości znieczulenia przez całą fazę wątkowniczą, aby zapobiec świadomości śródoperacyjnej lub nadmiernemu znieczuleniu prowadzącemu do depresji oddechowej.</li>
		<li>Zacisnąć IHIVC nad prawą żyłą nerkową, a następnie zaciskać PV nad żyłą odźwiernicową. Wstrzyknij 1,5 mL soli fizjologicznej do prawego PV w ciągu 10 sekund, używając strzykawki 2 mL, aby wypłukać krew z wątroby.</li>
		<li>Delikatnie cofnij membranę, pociągając za jedwabny szew 7-0 umieszczony wokół SHIVC, a następnie przyłóż zacisk bulldog na SHIVC, w tym na część przepony.</li>
		<li>Przetnij SHIVC tuż nad wątrobą. Zabezpiecz szwy 7-0 na obu gałęziach PV i przetnij PV powyżej tych ligatur. Przeciąć IHIVC blisko miąższa wątroby. Natychmiast usuń wątrobę, przecinając pozostałe przyczepy więzadeł.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rekonstrukcja SHIVC<ol>
		<li>Umieść przeszczep wątroby ortotopowo w jamie brzusznej. Wykorzystaj dołączone 8-0 szwy do umieszczenia szwów na obu narożnikach SHIVC odbiorcy, które prowadzą od wnętrza do zewnątrz i zabezpieczają się węzłami.</li>
		<li>Delikatnie przeciągnij luźny koniec prawego szwu bocznie, używając klipsa naczyniowego, aby wyrównać SHIVC.</li>
		<li>Zszyj tylną ścianę 8-10 ciągłymi ściegami, zaczynając od lewego narożnika. Zamykaj przednią ścianę 10-12 ściegami, przesuwając się z prawej na lewą stronę, używając tego samego szwu. Przed zamknięciem przedniej ściany przepłucz komorę SHIVC, aby usunąć powietrze i zapobiec zatorowości powietrznej (Rysunek 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rekonstrukcja fotowoltaiczna<ol>
		<li>Unieś PV za pomocą 5 cm szwów wspornych umieszczonych na obu bifurkacjach, delikatnie podciągając do góry za pomocą zacisków naczyń. Zrób nacięcie w środku gałęzi PV.</li>
		<li>Przepłucz lumen PV solą heparynizowaną (300 IU/mL), a następnie włóż mankiet do PV i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.</li>
		<li>Kolejno zdejmuj zaciski na PV i SHIVC, aby przywrócić perfuzję przeszczepu i zakończyć fazę anhepatyczną (rysunek 5).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj anastomozę IHIVC podobnie jak procedurę PV. Najpierw rozluźnij szew 7-0 wokół strony dawcy, a następnie zdejmij zacisk ze strony biorcy.</li>
	<li>Rekonstrukcja tętnicy wątrobowej<ol>
		<li>Załóż mikronaczyniowy klips, aby zatkać przepływ krwi w CHA biorcy.</li>
		<li>Wykonaj małe nacięcie na rozgałęzieniu konfiguracji Y na końcu CHA odbiorcy. Przepłucz lumen CHA solą heparynizowaną (300 IU/mL), a następnie włóż stent do CHA i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.</li>
		<li>Zwiń szwy na wstrzymce zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, aby zapobiec przesunięciu stentu. Zwolnij mikronaczyniowy klips, aby przywrócić przepływ tętnicze (Rysunek 6).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Rekonstrukcja przewodów żółciowych:<ol>
		<li>Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie CBD biorcy. Wprowadź stent przewodu żółciowego do lumenu CBD biorcy i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.</li>
		<li>Zwiąż szwy na wstrzymce zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, aby zapobiec przesunięciu stentu (Rysunek 7).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zakończeniu procedur rekonstrukcji zamknąć nacięcie brzuszne w dwóch warstwach za pomocą ciągłych szwów 3-0 (Rysunek 8).</li>
	<li>Umieść odbiorcę w czystej, podgrzewanej klatce i monitoruj powrót do zdrowia co 1-2 godziny przed powrotem do ośrodka mieszkalnego. Podskórnie podawaj buprenorfinę (0,3 mg/kg) raz dziennie przez 3 dni w celu leczenia przeciwoperacyjnego.</li>
</ol>

<ol><li>Zeng, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+orthotopic+liver+transplantation+in+mice+utilizing+microcomputed+tomography+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Successful orthotopic liver transplantation in mice utilizing microcomputed tomography angiography.</a> J Vis Exp. (199), e65537(2023).</li>
<li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+the+rat%3A+technique+using+cuff+for+portal+vein+anastomosis+and+biliary+drainage%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in the rat: technique using cuff for portal vein anastomosis and biliary drainage.</a> Transplantation. 28 (1), 47-50 (1979).</li>
<li>Dausmann, K. H., Glos, J., Ganzhorn, J. U., Heldmaier, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hibernation+in+a+tropical+primate%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Hibernation in a tropical primate.</a> Nature. 429 (6994), 825-826 (2004).</li>
<li>Arnold, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hibernation+science+harnessed+to+treat+obesity+and+modify+metabolism%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Hibernation science harnessed to treat obesity and modify metabolism.</a> Nat Med. 30 (10), 2700-2703 (2024).</li>
<li>Lindell, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+resistance+to+liver+cold+ischemia-reperfusion+injury+associated+with+the+hibernation+phenotype%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Gastrointest+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Natural resistance to liver cold ischemia-reperfusion injury associated with the hibernation phenotype.</a> Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 288 (3), G473-G480 (2005).</li>
<li>Dave, K. R., Prado, R., Raval, A. P., Drew, K. L., Perez-Pinzon, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+arctic+ground+squirrel+brain+is+resistant+to+injury+from+cardiac+arrest+during+euthermia%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The arctic ground squirrel brain is resistant to injury from cardiac arrest during euthermia.</a> Stroke. 37 (5), 1261-1265 (2006).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cross-species+metabolomic+profiling+reveals+phosphocholine-mediated+liver+protection+from+cold+and+ischemia%2Freperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Transplant%22%5BJournal%5D)">Cross-species metabolomic profiling reveals phosphocholine-mediated liver protection from cold and ischemia/reperfusion.</a> Am J Transplant. 24 (11), 1979-1993 (2024).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cold-induced+FOXO1+nuclear+transport+aids+cold+survival+and+tissue+storage%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Cold-induced FOXO1 nuclear transport aids cold survival and tissue storage.</a> Nat Commun. 15 (1), 2859(2024).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((5-aminolevulinate+improves+metabolic+recovery+and+cell+survival+of+the+liver+following+cold+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">5-aminolevulinate improves metabolic recovery and cell survival of the liver following cold preservation.</a> Theranostics. 12 (6), 2908-2927 (2022).</li>
<li>Ou, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((iPSCs+from+a+hibernator+provide+a+platform+for+studying+cold+adaptation+and+its+potential+medical+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">iPSCs from a hibernator provide a platform for studying cold adaptation and its potential medical applications.</a> Cell. 173 (4), 851-863.e16 (2018).</li>
<li>Ratigan, E. D., McKay, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploring+principles+of+hibernation+for+organ+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Rev+%28Orlando%29%22%5BJournal%5D)">Exploring principles of hibernation for organ preservation.</a> Transplant Rev (Orlando). 30 (1), 13-19 (2016).</li>
<li>Chen, X. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+complications+after+arterial+reconnection+in+a+rat+model+of+orthotopic+liver+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Reduced complications after arterial reconnection in a rat model of orthotopic liver transplantation.</a> J Vis Exp. (165), (2020).</li>
<li>Oldani, G., Lacotte, S., Morel, P., Mentha, G., Toso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+liver+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Orthotopic liver transplantation in rats.</a> J Vis Exp. (65), (2012).</li>
<li>Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+procedures+for+a+rat+model+of+partial+orthotopic+liver+transplantation+with+hepatic+arterial+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction.</a> J Vis Exp. (73), (2013).</li>
<li>Vaughan, D. K., Gruber, A. R., Michalski, M. L., Seidling, J., Schlink, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capture%2C+care%2C+and+captive+breeding+of+13-lined+ground+squirrels%2C+Spermophilus+tridecemlineatus%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Capture, care, and captive breeding of 13-lined ground squirrels, Spermophilus tridecemlineatus.</a> Lab Anim (NY). 35 (4), 33-40 (2006).</li>
<li>Merriman, D. K., Lahvis, G., Jooss, M., Gesicki, J. A., Schill, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+practices+in+a+captive+breeding+colony+of+13-lined+ground+squirrels+%28Ictidomys+tridecemlineatus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Current practices in a captive breeding colony of 13-lined ground squirrels (Ictidomys tridecemlineatus).</a> Lab Anim (NY). 41 (11), 315-325 (2012).</li>
<li>Lehmann, T. G., Bunzendahl, H., Langrehr, J. M., Neuhaus, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+reconstruction+in+rat+liver+transplantation-a+new+tubing+technique+of+the+common+hepatic+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Transpl+Int%22%5BJournal%5D)">Arterial reconstruction in rat liver transplantation-a new tubing technique of the common hepatic artery.</a> Transpl Int. 18 (1), 56-64 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zgłoszenia.

Bazując na technice podwójnego mankietuKamady nr 2, z powodzeniem ustanowiliśmy pierwszy ortotopowy model przeszczepu wątroby w DGS. Ze względu na różnice anatomiczne między DGS a tradycyjnymi modelami szczurów, kluczowe są szczególne kwestie dotyczące przygotowania materiału, zabiegów chirurgicznych i leczenia pooperacyjnego.
Czynniki takie jak hibernacja i zapasy tłuszczu przyczyniają się do istotnych indywidualnych różnic masowych u dorosłych DGS, w zakresie od 150 g...

Zimne podgrzewanie oraz reperfuzja niedokrwieniowa są istotnymi czynnikami przyczyniającymi się do uszkodzenia przeszczepu wątroby, zwiększając ryzyko wczesnej dysfunkcji przeszczepu. Chociaż przeszczepienie wątroby u standardowych organizmów gryzoni, takich jak myszy i szczury, zostało pomyślnie ustalone 1,2, ponieważ badania nad tymi gatunkami nietolerującymi zimno dostarczają ograniczonych informacji na temat mechanizmów adaptacji do zimna, postępy w konserwacji narządów i medycynie transplantacyjnej zostały zahamowane.
Opracowanie modeli badawczych przeszczepów w odpowiednich gatunkach adaptacyjnych do zimna może wypełnić taką lukę. Na przykład ssaki hibernatory ewoluowały, aby przetrwać długie okresy niskiej temperatury otoczenia i/lub niedoboru pożywienia 3,4. Podczas hibernacji ich fizjologia przechodzi w cyklach ospałości i stanów pobudzenia między okresem, dzięki czemu są dobrze przystosowane do utrzymania niskiej temperatury ciała oraz znoszenia szybkiego ogrzewania i reperfuzji krwi. Co ciekawe, susły, które potrafią hibernować, wykazują większą odporność na urazy niedokrwieniowo-reperfuzyjne nawet w aktywnym, eutermicznym stanie niż szczury 5,6. W ostatnich latach badania inspirowane hibernatorem ujawniły mechanizmy adaptacyjne do zimna oraz cele podatne na leczenie, które można modulować, aby znacząco złagodzić urazy wywołane magazynowaniem zimna oraz poprawić funkcjonalną regenerację izolowanych tkanek i narządów gatunków niehibernujących 7,8,9,10,11.
Dostosowany z protokołów opracowanych do przeszczepu wątroby u szczurów 12,13,14, przedstawiamy tutaj protokół pozyskiwania wątroby, statycznego przechowywania chłodu i przeszczepu u susła daurskiego (DGS; Spermophilus dauricus), hibernujący gatunek gryzonia zamieszkujący północne Chiny. W naszych rękach biorce przeszczepów DGS mieli 100% przeżywalności po przeszczepie, a przeszczepy od dawców eutermicznych (aktywnych) lub hipotermicznych (torpid) przechowywane były w temperaturze 4 °C w roztworze University of Wisconsin (UW) przez 24 godziny. W wyraźnym kontraście, wskaźnik przeżycia u szczurów Sprague-Dawley (SD) poddanych temu samemu przepływowi wyniósł 0%, co wyraźnie pokazuje zaletę modelu przeszczepu wątroby DGS. Spodziewamy się także długoterminowego przechowywania i przeszczepów innych narządów u DGS lub innych gatunków adaptacyjnych w laboratorium, takich jak susła 13-liniowa (Ictidomys tridecemlineatus) i chomik syryjski (Mesocricetus auratus), co stworzy wyjątkowe możliwości dla naukowców do badania długoterminowej funkcjonalnej regeneracji przeszczepu i kompatybilności z żywicielem oraz testowania nowych leków.

<table><tbody><tr><td>Szwy 3-0 z igłami</td><td>Jinhuan Medical Products Co., Ltd</td><td>R315</td><td>Do zamykania skóry</td></tr><tr><td>Szew jedwabny 7-0</td><td>Braintree, sci, inc</td><td>SUT-S103</td><td></td></tr><tr><td>7F Wprowadzający Schowek &nbsp;</td><td>Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.</td><td>DQ07083818S</td><td>Mankiet dla IHIVC</td></tr><tr><td>8-0 Szwy z igłami</td><td>Jinhuan Medical Products Co., Ltd.</td><td>H821</td><td>Dla anastozy SHIVC</td></tr><tr><td>8F Wprowadzający pochwówkę &nbsp;</td><td>Beijing Demax Medical Technology Co., Ltd.</td><td>DQ08083818S</td><td>Mankiet dla IHIVC</td></tr><tr><td>Aparat do znieczulenia</td><td>RWD life Science Co.</td><td>R500</td><td></td></tr><tr><td>Zatrzymanie krwi</td><td>Ningbo Shunye Medical Co., Ltd.</td><td>BDD-YE-DT-1</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Bulldog (lekko zakrzywiony)</td><td>Jinzhong Medical Products Co., Ltd.</td><td>XEC120</td><td>SHIVC</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Instytut Badań Farmaceutycznych w Tianjin Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H12020275</td><td>Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>Cefuroksim sodu</td><td>Esseti FarmaceuticiS.r.l</td><td>H20160013</td><td>Antybiotyk</td></tr><tr><td>Patyki watowe</td><td>Fuqing Health & Healthy & Integralna medycyna</td><td>20230R</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione mikrokleszcze</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F11031-11</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Zakrzywione mikronożyczki</td><td>66 Vision Tech Co., Ltd.</td><td>54108B</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Wymazy gazy</td><td>Yubei Medical Materials Co., LTD</td><td>21080274</td><td></td></tr><tr><td>Zastrzyk z sodu z heparyną</td><td>North China Pharmaceutical Co., LTD</td><td>2101131-2</td><td></td></tr><tr><td>Pompa infuzyjna</td><td>Howkmed Co., Ltd.</td><td>HK-400</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>RWD life Science Co.</td><td>21070201</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na mikroigły</td><td>World Precision Instruments Co., Ltd.</td><td>555408 NT</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Klips mikronaczyniowy</td><td>RWD life Science Co.</td><td>R31005-06</td><td>PV i IHIVC</td></tr><tr><td>Micro Vessel clip applicator</td><td>RWD life Science Co.</td><td>R34001-14</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F31025-13</td><td>Zamknięcie brzucha</td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna</td><td>Zhejiang Tianrui Pharmaceutical Co.,Ltd</td><td>716092103</td><td></td></tr><tr><td>Proste mikrokleszcze</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F11029-11</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Leica</td><td>M650</td><td></td></tr><tr><td>Platforma chirurgiczna</td><td>Nie ma</td><td>Nie ma</td><td>Custom, magnetyczny</td></tr><tr><td>Kleszcze tkankowe</td><td>RWD life Science Co.</td><td>F12002-12</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Nożyce tkankowe</td><td>RWD life Science Co.</td><td>S12003-09</td><td>Narzędzie chirurgiczne</td></tr><tr><td>Rozwiązanie UW</td><td>Systemy odzyskiwania organów</td><td>SPS-1</td><td>Perfuzja i przechowywanie organów&nbsp;</td></tr></tbody></table>

przechowywanie chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich

Liver Cold Storage and Transplantation in the Cold-Adaptive Daurian Ground Squirrels

W przeszczepach wątroby funkcjonalne odzyskiwanie przeszczepów dawcy po dłuższym przechowywaniu w chłodzie stanowi poważne wyzwanie. Ta sama przeszkoda dotyczy standardowych modeli gryzoni (np. myszy i szczurów) do przeszczepu wątroby, mimo dobrze ugruntowanych protokołów chirurgicznych, co ogranicza badania nad kluczowymi tematami, takimi jak funkcjonalna regeneracja po przeszczepie i immunokompatybilność z przeszczepem gospodarza. Tutaj z powodzeniem opracowaliśmy nowy model przeszczepu wątroby z wykorzystaniem obligatora hibernatora, susła daurskiego (DGS; Spermophilus dauricus), który wykazuje wewnętrzną adaptację do ultragłębokich przejść hipotermii – ponownego nagrzewania oraz niedokrwienia i reperfuzji. W naszych rękach przeszczep wątroby po 24-godzinnym przechowywaniu w zimnie zapewnił 100% przeżywalność biorców DGS w 7-dniowym okresie obserwacji, podczas gdy ta sama procedura u szczurów Sprague-Dawley (SD) miała 0% przeżycia 24 godziny po operacji. W ten sposób DGS oraz inne modele ssaków adaptacyjnych do zimna stanowią unikalną i solidną platformę do badania mechanizmów leżących u podstaw adaptacji narządów do zimna i tolerancji na przeszczepy, co może wspierać rozwój nowych strategii leczenia lub chirurgii w medycynie transplantacyjnej.

Średnie czasy trwania zabiegów chirurgicznych były następujące: operacja dawcy wyniosła średnio 24,8 ± 2,3 minuty, operacja na stole oddechowym 15,4 ± 1,3 minuty, operacja biorcy 52,7 ± 5,1 minuty, a faza anhepatyczna 14,2 ± 1,5 minuty.
Odbiorcy przeszczepów wątroby przechowywanych w zimnym roztworze UW przez 24 godziny wykazywali 100% przeżywalności po 7 dniach po transplantacji, niezależnie od tego, czy przed przeszczepem byli...

Przedstawiamy tutaj protokół mający na celu ustanowienie długoterminowego modelu przechowywania i przeszczepu chłodzenia wątroby u susła daurskiego (DGS), który był technicznie trudny w standardowych modelach gryzoni.

Przechowywanie chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich

In liver transplantation, the functional recovery of donor grafts following extended cold storage is a major challenge. The same obstacle applies to ...

Badamy ssaki przystosowane do zimna, takie jak DGS, aby opracować lepsze metody zachowania narządów. Naszym celem jest zrozumienie ich naturalnego przechowywania w chłodzie oraz poprawa zachowania ludzkich organów. Nasze przyszłe badania będą analizować, jak poziom hibernacji, ekstremalny zimno i stres będą wykorzystywane do poprawy zachowania organów, wydłużenia czasu przechowywania i zwiększenia sukcesu przeszczepów.Na początek wykonaj wymagane nacięcie rozciągające się od wyrostka ksunioidalnego do współstywy łonowej u znieczulonego zwierzęcia. Użyj patyczków watowych, aby ostrożnie uwolnić podwodną żyłę żyłową dolną powyżej prawej żyły nerkowej od otaczających tkanek zwierzęcia. Następnie podwiązać żyłę nadnerczową i lędźwiową prawej ręki, prowadząc do żyły głównej dolnej w pobliżu wątroby, stosując szwy 7-0.Wyizoluj właściwą tętnicę wątrobową, tętnicę dwunastnicową oraz tętnicę wątrobową zwykłą z otaczających tkanek za pomocą mikrokleszczy. Włóż igłę dożylną o grubości siedmiu gauge do aorty i zabezpiecz ją zaciskiem. Następnie naciń przeponę, aby odsłonić aortę piersiową i założyć zacisk naczyniowy na aortę piersiową.Po przekroczeniu wątroby nacinaj żyłę wewnątrzklatkową oraz żyłę dolną podwodno-dołną nad prawą żyłą nerkową, aby umożliwić odpływ perfuzacji. Podczas przelewu wyciąć pęcherzyk żółciowy nożyczkami chirurgicznymi. Wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego i włóż stent przewodu żółciowego do przewodu, zabezpieczając go szwem jedwabnym 7-0.Teraz, używając mikrokleszczy, odizoluj żyłę wrotną od otaczającej tkanki łącznej. Podwiązać i przeciąć żyłę odźwiernicową szwem 7-0 oraz przeciąć pień żyły wrotnej na poziomie żyły śledzionowej. Podwiązać i przeciąć tętnicę gastroduodenalną dystalnie i tworzyć małe nacięcie na przedniej ścianie tętnicy wątrobowej wspólnej.Włóż stent tętnicy wątrobowej do wspólnej tętnicy wątrobowej i zabezpiecz ją szwem jedwabnym 7-0. Odizoluj lewą żyłę przeponową od żyły nadskórowej dolnej i podwiązuj ją szwitem 7-0. Rozcinać nadwłosową żyłę dolną jak najbliżej przepony za pomocą precyzyjnych narzędzi chirurgicznych.Podwiązać więzadło wątrobowo-naczyniowe za pomocą szwu 7-0. Zabezpiecz uchwyt mankietu żyły wrotnej zaciskiem naczyniowym i ustabilizuj go za pomocą kleszczy przeciwkomarowych. Ostrożnie przeprowadź żyłę wrotną przez mankiet, upewniając się, że nie jest skręcona, i złóż żyłę wrotną na mankiet i zabezpiecz ją szwem 7-0.Spodwiązuj przewód torbielowaty stabilnie. Umieść pojedynczy szew jedwabny o grubości 7-0 wokół żyły głównej dolnej podwodno-półkowej, pomiędzy przyczepionym mankietem a prawym dolnym płatem wątroby. Wstaw 8-0 szwy boczne na obu bocznych narożnikach dolnej żyły nadgłowej od zewnątrz do wnętrza.Ostrożnie przeprowadź kleszcze za żyłą nadwłosową dolną i załóż wokół niej jedwabny szew 7-0. Podwiązać wspólny przewód żółciowy proksimalnie szwem jedwabnym 7-0 i przeciąć go powyżej więza. Po oddzieleniu przewodu żółciowego przeciąć tętnicę żołądkowo-dwunastnicową oraz właściwą tętnicę wątrobową pomiędzy podwiązaniami.Na końcu wspólnej tętnicy wątrobowej utworz rozgałęzienie w kształcie litery Y i pozostawij dwucentymetrowy szew na odpowiedniej ligaturze do późniejszego użycia. Uwolnić prawą i lewą odnogę żyły wrotnej. Następnie na każdej gałęzi załóż pięciocentymetrowe szwy 7-0, aby ułatwić późniejszą obróbkę.Teraz zaciskaj żyłę dolną podwodno-środkową nad prawą żyłą nerkową, a następnie zaciskaj żyłę wrotną nad żyłą odźwierową. Wstrzyknąć 1,5 mililitra soli fizjologicznej do prawej żyły wrotnej w ciągu 10 sekund, używając dwumililitrowej strzykawki, aby wypłukać krew z wątroby. Aby cofnąć przeponę, delikatnie pociągnij jedwabny szew 7-0 umieszczony wokół dolnej żyły głównej nadgłowej.Następnie załóż zacisk bulldog na tętno piersiowe dolne nadgórne, w tym część przepony w zacisku. Następnie przetnij żyłę dolną nad wątrobą. Zabezpiecz szwy 7-0 na obu gałęziach żyły wrotnej i przetnij żyłę wrotną powyżej tych ligatur.Następnie przeciąć żyłę dolną podwodno-półkową blisko mięździa wątroby i natychmiast usunąć wątrobę, przecinając pozostałe przystawy więzadeł. Zszyj tylną ścianę ośmioma do dziesięciu ciągłymi oczkami zaczynając od lewego narożnika. Kontynuuj zamykanie przedniej ściany, używając 10 do 12 oczek przesuwających się z prawej na lewą stronę tym samym szwem.Do rekonstrukcji żyły wrotnej użyj wcześniej umieszczonych pięciocentymetrowych szwów usztywniających do delikatnego podniesienia obu rozgałęzień żyły wrotnej, stosując trakcję do góry za pomocą zacisków naczyń. Przepłukać lumen żyły wrotnej heparynizowaną solą fizjologiczną w stężeniu 300 jednostek międzynarodowych na mililitr. Wprowadź mankiet do żyły wrotnej i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0.Kolejno zwolnić zaciski na żyłie wrotnej oraz na żyłę dolną nadwłosową, aby przywrócić przekroczenie przeszczepu i zakończyć fazę anhepatyczną. Następnie wykonaj małe nacięcie na rozgałęzieniu konfiguracji Y na końcu wspólnej tętnicy wątrobowej biorcy. Przepłukaj światło wspólnej tętnicy wątrobowej solą heparynową o stężeniu 300 jednostek międzynarodowych na mililitr.Wprowadź stent tętniczy do tętnicy wątrobowej i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0. Zwiąż szwy na wstrzymce zarówno po stronie dawcy, jak i biorcy, aby ustabilizować stent i zapobiec jego przesunięcie. Zwolnij mikronaczyniowy klips, aby przywrócić przepływ krwi tętniczej.Następnie wykonaj małe nacięcie na przedniej ścianie wspólnego przewodu żółciowego biorcy. Włóż stent przewodu żółciowego do lumenu i zabezpiecz go szwem jedwabnym 7-0. Na koniec zwiąż szwy na przewodach żółciowych dawcy i biorcy, aby dobrze utrzymać stent na miejscu i zapobiec przemieszceniu.Odbiorcy przeszczepów wątroby przechowywanych w zimnym roztworze UW przez 24 godziny wykazywali 100% przeżywalności po siedmiu dniach po przeszczepie, niezależnie od tego, czy przed przeszczepem byli w stanie hibernacji, czy nie. Dla porównania, wszystkie szczury SD otrzymające przeszczepy wątroby od innych szczurów SD przechowywanych przez 24 godziny w zimnym roztworze UW, zmarły w ciągu 12 godzin po przeszczepie.

liver-cold-storage-transplantation-cold-adaptive-daurian-ground

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Przeszczepy marginalne, takie jak stłuszczone wątroby, przeszczepy od starszych dawców lub wątroby pobrane po śmierci sercowej (DCD) źle znoszą tradycyjne, zimne przechowywanie statyczne. Opracowaliśmy nowatorski model subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo w celu zachowania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby przed przeszczepem.

Technika subnormotermicznej perfuzji wątroby ex vivo do przechowywania, oceny i naprawy brzeżnych przeszczepów wątroby

Tutaj prezentujemy protokół opisujący natlenioną perfuzję ex situ przeszczepów wątroby dawcy. Ten artykuł zawiera protokół krok po kroku dotyczący pozyskania i przygotowania przeszczepu wątroby do perfuzji maszynowej, przygotowania płynu perfuzyjnego, zalania maszyny perfuzyjnej i przeprowadzenia natlenionej normotermicznej perfuzji maszynowej przeszczepu wątroby.

Ex situ Perfuzja maszynowa Normothermiczna wątroby dawcy

Opisujemy metodę perfuzji ex vivo ludzkich przeszczepów wątroby w temperaturze subnormotermicznej (21 °C).

Funkcjonalne zachowanie i regeneracja wątroby człowieka za pomocą subnormotermicznej perfuzji maszynowej

Ten artykuł przedstawia częściowy protokół heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego u szczurów i jego potencjalne wyniki w obserwacji średnioterminowej.

Częściowy heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych u szczurów

Ten protokół przedstawia metodologię tworzenia modelu świń wykorzystującego zmienną perfuzję maszynową (MP) w celu zachowania wątroby dawcy, a następnie ortotopowego przeszczepu wątroby (OLTx). Ma on na celu zwiększenie wskaźnika powodzenia OLTx przy użyciu dawstwa wątroby po śmierci krążeniowej (DCD) i ustanowienie stabilnego modelu.

Zachowanie wątroby od dawców świń po śmierci krążeniowej (DCD) metodą perfuzji i ortotopowego przeszczepu wątroby

Opisany tutaj protokół heterotopowego pomocniczego przeszczepu wątroby u szczurów stanowi praktyczne narzędzie badawcze do badania mechanizmów odrzucania alloprzeszczepu wątrobowego. Model ten pomaga złagodzić przeszkody chirurgiczne i stres zwierząt związany z ortotopowym przeszczepem wątroby u szczurów.

Heterotopowy pomocniczy model przeszczepu szczura całej wątroby z wykorzystaniem hepaticoureterostomii do badań odrzucenia przeszczepu allogenicznego

Zachowanie serca dawcy jest głównym czynnikiem decydującym o sukcesie przeszczepów serca. Postęp technologiczny przyczynił się do optymalizacji warunków konserwacji oraz do dokładniejszej oceny serca dawcy przed przeszczepem. Opisujemy tutaj dwie innowacyjne technologie obecnie stosowane do zachowania serca: jednolite chłodzenie oraz normotermiczną perfuzję serca ex-situ .

Innowacyjne strategie zachowania narządów w przeszczepach serca: Zachowanie równomiernego chłodzenia i perfuzja normotermiczna ex situ

Przedstawiamy łatwą do wdrożenia modyfikację klasycznej techniki dwóch mankietów stosowanej w ortotopowym przeszczepieniu wątroby u szczura.

Ortotopowa transplantacja wątroby u szczurów

Ortotopowe przeszczepienie wątroby u szczurów jest niezbędnym modelem eksperymentalnym w badaniach biomedycznych. W niniejszym materiale przedstawiamy procedury chirurgiczne ortotopowego przeszczepienia wątroby szczura z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej z wykorzystaniem 50% częściowego graftu.

Procedury chirurgiczne w szczurzym modelu częściowego ortotopowego przeszczepu wątroby z rekonstrukcją tętnicy wątrobowej

Opisujemy metodę obrazowania odpowiedzi na leczenie przeciwnowotworowe in vivo i w rozdzielczości pojedynczej komórki.

Obrazowanie na żywo odpowiedzi na leki w mikrośrodowisku guza w mysich modelach raka piersi

Poznaj metodę przechowywania chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich. Protokół ten pozwala na długoterminowe zachowanie narządów i poprawę skuteczności transplantacji.

Przechowywanie chłodu wątroby i przeszczep u zimno adaptujących się do zimna susłów dauriańskich

Przeglądaj więcej filmów