Name: Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-04-03T12:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 59 s
Description: Poznaj protokół resekcji guza w modelu mysim raka płaskonabłonkowego jamy ustnej. Metoda umożliwia badanie nawrotu nowotworu i oporności na leczenie po zabiegu chirurgicznym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały sfinansowane przez 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). Dziękujemy również personelowi administracyjnemu, weterynaryjnemu i konserwacyjnemu UTHealth Center for Laboratory Animal Medicine and Care za ich wsparcie i opiekę.

Następująca procedura, a także trzymanie i utrzymanie zwierząt, została przeprowadzona w Centrum Medycyny i Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi w Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Teksasu w Houston (UTHealth), we współpracy z instytucjonalnym Komitetem ds. Dobrostanu Zwierząt. Powiązany protokół został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) i jest zgodny z zasadami oraz wytycznymi etycznymi określonymi w polityce US Public Health Service dotyczącej humanitarnej opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Prosimy o przestrzeganie wszystkich zasad ustalonych przez lokalny IACUC oraz upewnienie się, że obowiązuje zatwierdzony przez IACUC protokół użytkowania zwierząt (lub jego odpowiednik) przed przystąpieniem do kolejnych sekcji. Odczynniki i używany sprzęt są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Ustalenie ortotopowych guzów błony śluzowej jamy ustnej
UWAGA: W tym konkretnym protokole użyto komórek MOC2 do ustalenia guzów17. Jednak mogą być również stosowane inne linie lub typy komórek. Ilość komórek nowotworowych niezbędnych do utworzenia guzów in vivo zależy od linii komórkowej i powinna być optymalizowana przed szczepieniem przed operacją.
<ol>
	<li>Gdy hodowla komórek nowotworowych osiągnie około 80% zbiegu, należy pozyskać komórki poprzez aspirację i odrzucenie pożywek hodowlanych.</li>
	<li>Aby usunąć pozostałe surowicę, płucz komórki solą fizjologiczną z buforem fosforanowym (PBS) bez magnezu i wapnia, wystarczającą objętością, aby całkowicie pokryć powierzchnię naczynia (np. kolby) przymocowanymi komórkami.</li>
	<li>Dodaj 0,05% trypsyny do kolby hodowlanej, aby odpowiednio zakryć dno kolby. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C z 5%CO2 przez około 5 minut w celu odłączenia komórek. UWAGA: Czas inkubacji potrzebny (2-15 min) na odłączenie komórek może się różnić w zależności od użytych komórek (czyli linii komórkowej). Jednak długotrwała ekspozycja na trypsynę może szkodzić komórkom. Jeśli potrzebny jest dodatkowy czas na odpowiednie odłączenie komórek, okresowo i uważnie obserwuj komórki.</li>
	<li>Po zaobserwowaniu odwarstwienia komórek hartuj z co najmniej dwukrotnie większą objętością niż trypsyna użyta w pełnych nośnikach (np. dla 5 mL trypsyny, hartuj co najmniej 10 mL kompletnego nośnika).</li>
	<li>Wiruj zawiesinę ogniwową w 350 x g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i aspiruj supernatant.</li>
	<li>Zawiesij ponownie w zimnym PBS i weź aliquot do liczenia. Powtórz kroki 1.5-1.6 dla dodatkowego mycia, aby usunąć pozostałe media.</li>
	<li>Stosując dodatkowy PBS, dostosuj do optymalnego stężenia komórek do inokulacji (czyli 3 x 10 4komórek MOC2 na objętość 30 μL). Trzymaj zawiesinę komórkową na lodzie do momentu użycia.</li>
	<li>Znieczulony mysz za pomocą izofluranu w 1%-3%, uzupełnionego 1,5 l/min tlenu w komorze małego zwierzęcia. UWAGA: Usuwanie owłosienia nie jest konieczne, ale zaleca się na tym etapie, aby lepiej zobrazować miejsce szczepienia i poprawić spójność szczepienia. Jeśli usuwasz na tym etapie, postępuj zgodnie z instrukcjami kroków 3.3-3.5.</li>
	<li>Dokładnie wymieszaj zawiesinę komórkową, aby zapewnić równomierne rozmieszczenie komórek i zbieraj ją w strzykawce insulinowej o pojemności 0,3 mL.</li>
	<li>Unieruchom uśpioną mysz, chwytając ją za szyję tylną jedną ręką tak, aby przednia strona myszy była skierowana do opiekuna, a głowa skierowana do góry, aby usta były otwarte i dostępne.</li>
	<li>Ostrożnie włóż strzykawkę do otwartej jamy ustnej, pod kątem w dół w kierunku lewego dolnego przedsionka żuchwy. Kontynuuj wprowadzanie igły przez dolną błonę śluzową policzków.</li>
	<li>Dostarcz 30 μL zawiesiny komórkowej do tego obszaru i ostrożnie wyjmij strzykawkę, utrzymuj tę pozycję przez 5 sekund, a następnie powoli wyjmij strzykawkę, aby uniknąć dalszego zawieszenia komórek po wyjęciu.</li>
	<li>Upewnij się, że mysz jest w normalnym stanie fizycznym i behawioralnym po szczepieniu.</li>
	<li>Monitoruj wagę myszy i wzrost guza odpowiednio za pomocą wagi i cyfrowych zacisków. Regularnie monitoruj rozwój guza, 2 razy w tygodniu lub zgodnie z określonym protokołem.</li>
</ol>
2. Przygotowanie materiałów do operacji
UWAGA: Zaleca się, aby obecny był przynajmniej jeszcze jeden chirurg lub asystent chirurgiczny, który pomoże w przygotowaniu i organizacji podczas całego zabiegu, aby zapewnić bezpłodność.
<ol>
	<li>Wybierz czystą salę zabiegową z drzwiami do zamknięcia i ograniczonym ruchem.</li>
	<li>Podgrzej nową klatkę, zawierającą czystą, suchą ściółkę i gniazdo ręczników papierowych, stawiając ją częściowo na elektrycznym podgrzewaczu.</li>
	<li>Podgrzej sterylizator do koralików do temperatury roboczej (250-265 °C).</li>
	<li>Ustaw komorę indukcyjną izofluranu i przenośne urządzenie do znieczulenia z odpowiednim stożkiem nosowym i podłącz do izofluranu, tlenu oraz odpowiedniego systemu do usuwania wody. UWAGA: Podczas stosowania komory indukcyjnej znieczulaj myszy przy ustawieniu około 3% izofluranu. Przy użyciu stożka nosowego znieczulaj myszy 1%-2% izofluranem.</li>
	<li>Włącz podkładkę chirurgiczną podgrzewaną wodą do 38,9 °C i zabezpiecz źródło izofluranu na końcu podkładki.</li>
	<li>Dezynfekuj zamierzoną powierzchnię roboczą i podkładkę chirurgiczną środkiem dezynfekującym, a przestrzeń roboczą czystą podkładką pod stół.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68621/68621fig1.jpg" /> 
Rysunek 1: Wybrane narzędzia chirurgiczne i materiały do resekcji guza. (1) Rękawice chirurgiczne, (2) przykrywka, (3) gazi, (4) 0,3 mL strzykawki insulinowej, (5) opaskę ręcznikową, (6) podkładkę do wymazu z alkoholem izopropylowym, (7) ostrze skalpela, (8) skalpel bez ostrza, (9) hemostat Hartmana, (10) kleszcze hemostatyczne Mosquito, (11) nożyczki do mikrosekcji sekcji, (12) kleszcze mikro-rozcinające (13) kleszcze Brown-Adson (14) kleszcze mikro-rozcinających, (15) aplikatory bawełniane, (16) podcinaczka, (17) 4-0 powłokowana szwem vicryl, (18) 0,25% bupivacaine oraz (19) maść lubryrująca do oczu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68621/68621fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
3. Przygotowanie zwierzęcia do operacji
<ol>
	<li>Waż mysz 24 godziny przed zabiegiem, aby określić odpowiednią dawkę znieczulenia i leku przeciwbólowego, zgodnie z określonymi procedurami.</li>
	<li>Znieczulenie myszy w komorze indukcyjnej na około 2 minuty, a następnie podanie leków przeciwbólowych co najmniej 30 minut przed operacją. Należy ją podskórnie wstrzykiwać w kark myszy.</li>
	<li>Jeśli nie zostało to wykonane wcześniej podczas szczepienia lub jeśli wcześniej usunięte włosy zaczęły odrastać, należy nałożyć niewielką ilość kremu do usuwania włosów za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką bezpośrednio do miejsca usunięcia guza, z odpowiednimi marginesami, aby włosy nie przechodziły do miejsca nacięcia przez cały zabieg.</li>
	<li>Pozwól kremowi zastać około 10 sekund i wytrzyj włosy suchą, czystą gazą.</li>
	<li>Usuń resztki kremu z miejsca za pomocą gazy zwilżonej solą fizjologiczną lub wodą, a następnie osusz miejsce suchą, czystą gazą. UWAGA: Usuwanie owłosienia za pomocą podtrzymywaka elektronicznego jest akceptowalną, choć mniej preferowaną alternatywą, ponieważ skóra wokół głowy i szyi może być cienka i delikatna. Jeśli używasz trymera, unikaj wrażliwych miejsc, takich jak oczy, i utrzymuj luźną skórę napiętą, aby zapobiec niechcianym uszkodzeniom myszy.</li>
	<li>Podaj systemowy środek przeciwbólowy podskórnie oraz miejscowo w miejscu nacięcia.</li>
	<li>Połóż znieczuloną mysz na poduszce grzewczej, leżąc na plecach tak, że jej przednia strona jest skierowana do góry. Jej nos powinien znajdować się tuż wewnątrz pokrywy stożka nosa.</li>
	<li>Nałóż niewielką ilość (czyli wystarczającą, by zakryć oko) sterylnej maści lubrykantnej na każde oko myszy, aby zapobiec wysychaniu oczu podczas zabiegu.</li>
	<li>Używając czystego aplikatora z bawełnianą końcówką, przetrzeć miejsce resekcji 70% alkoholem izopropylowym, a następnie 10% jodem 3 razy, pamiętając o usunięciu jodu po ostatnim przejściu 70% alkoholem izopropylowym.</li>
	<li>Nosząc sterylne rękawice i odpowiedni sprzęt ochrony osobistej (szlafrok, osłona na włosy), przygotuj pole sterylne o wymiarach co najmniej 18"X 26"L i rozłóż wszystkie odpowiednie narzędzia i materiały (sterylna gaza bawełniana, sterylne patyczki do higieny, sól fizjologiczna, aplikatory alkoholu izopropylowego, narzędzia chirurgiczne) (Rysunek 1).</li>
	<li>Przykryj mysz sterylną zasłoną i wytnij otwór dostępu bezpośrednio nad miejscem resekcji sterylnymi nożyczkami.</li>
</ol>
4. Chirurgiczne usunięcie ustałych guzów jamy ustnej
UWAGA: Przez cały zabieg chirurg lub asystent powinien sprawdzać oddech i odruch myszy, aby zapewnić odpowiednie natlenienie podczas znieczulenia. Dostosowuj izofluran zgodnie z wytycznymi weterynaryjnymi i polityką instytucji w razie potrzeby.
<ol>
	<li>Używając nowego skalpela chirurgicznego, wykonaj nacięcie podżuchwe tuż poniżej guza i wzdłuż lewej linii szczęki, zajmując długość guza (Rysunek 2A,B).</li>
	<li>Ostrożnie użyj hemostatów Hartmana, aby poszerzyć otwór w kierunku guza. W razie potrzeby przetrzyj krew sterylną gazą.</li>
	<li>Zlokalizuj guz i użyj kleszczy, aby go utrzymać na miejscu (rysunek 2B). UWAGA: Asystent może w tym momencie pomóc przy użyciu kleszczy, aby utrzymać dostęp do miejsca guza (czyli odciągnąć skórę).</li>
	<li>Za pomocą nożyczek chirurgicznych przeciń podstawę guza, aby usunąć wszystkie widoczne fragmenty (Rysunek 2C). Przesunąć skórę nad usuniętym miejscem guza i zamknąć nacięcie czterema do sześcioma przerwanymi szwami, używając szwów wicyklowych 4-0 o długości (rysunek 2D). UWAGA: Należy uważać, aby nie zabezpieczać szwów zbyt mocno, aby chronić skórę bez dalszego uszkadzania myszy, a także zapobiec ewentualnym uszkodzeniom przy późniejszym usunięciu szwów.</li>
	<li>Aby kontynuować kolejne operacje, oczyść powierzchnie narzędzi chirurgicznych alkoholem izopropylowym 70% i umieścić je w podgrzewanym sterylizatorze kulek na 10-15 sekund przed kolejnym użyciem. Ten sam zestaw narzędzi może być używany do przeprowadzania operacji na maksymalnie 5 myszach lub, zgodnie z wytycznymi i praktykami instytucjonalnymi. UWAGA: Guzy odcięte mogą być odrzucane lub wykorzystywane do przetwarzania i dalszej analizy (tj. fiksacja do histologii i obrazowania; dysocjacja tkanek oraz barwienie immunologiczne do analizy fenotypowania cytometrii przepływowej, zgodnie ze specyficznymi planami eksperymentalnymi badań18,19 (Rysunek 2E).</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68621/68621fig2.jpg" /> 
Rysunek 2: Guzy jamy ustnej, utworzone przejściowo przez dolną błonę śluzową policzków, można usunąć metodą podżuchwą bez powikłań gojenia. (A) Ustalony guz (czerwona strzałka) w jamie jamy ustnej. (B) Nacięcie podżuchwy odsłaniające guz. (C) Usunięty guz. (D) Zamknięcie rany z wieloma przerwanymi szwami wichrylowymi. (E) Usunięty guz. (F) Schemat podsumowujący szczepienia transoralnego. Obraz utworzony w BioRender. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68621/68621fig2large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
5. Opieka po resekcji
<ol>
	<li>Po zamknięciu nacięcia wyłącz przepływ znieczulenia do 0% i kontynuuj tylkoO2 przy 1,5 L/min, aż mysz zacznie odzyskiwać przytomność (mniej niż 5 minut). Jeśli mysz pozostaje nieruchoma i niereagująca po kilku minutach, należy zapoznać się z polityką instytucjonalną dotyczącą interwencji weterynaryjnej.</li>
	<li>Delikatnie przenieś mysz do wcześniej podgrzanej klatki. Kontynuuj monitorowanie świadomości i mobilności myszy po operacji. Powinien odzyskać pełną świadomość i sprawność ruchu w ciągu 10 minut.</li>
	<li>Codziennie prowadzić monitorowanie pooperacyjne zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i politykami instytucjonalnymi.</li>
	<li>Bezpośrednio po operacji zapewnij myszy "miękką" karmę, wkładając granulki namoczone w wodzie w dostępnym pojemniku (np. plastikowej łodzi wagowej) bezpośrednio do klatki. Jeśli nie pojawią się komplikacje, mysz może wrócić do zwykłego pokarmu stałego przy kolejnym rutynowym karmieniu.</li>
	<li>Obserwuj myszy dwa razy dziennie przez pierwsze 48 godzin (2 dni) oraz raz dziennie przez minimum 96 godzin (4 dni) po operacji. Następnie wznowij normalny harmonogram monitorowania (czyli 2 razy w tygodniu).</li>
	<li>Na 7. dniu po operacji zdejmij szwy pod znieczuleniem i uważaj, by nie przeciąć ani nie uszkodzić myszy.</li>
	<li>Kontynuuj monitorowanie myszy, a gdy osiągną swój humanitarny punkt docelowy, uśpiaj zwierzęta w sposób humanitarny zgodnie z zatwierdzonymi kryteriami protokołu eutanazji oraz Amerykańskim Stowarzyszeniem Medyków Weterynaryjnych. UWAGA: Istotne dla tej metodologii są statystycznej analizy kinetyki wzrostu guzów oraz przeżycia zwierząt. Dla krzywych przeżycia Kaplana-Meiera przeprowadzono analizy statystyczne z użyciem testu log-rank/Mantel-Coxa za pomocą oprogramowania do analizy statystycznej. Dla krzywych wzrostu guzów zastosowano test wielokrotnych porównań Šídáka za pomocą dwukierunkowej analizy ANOVA do porównania rozmiarów guzów między grupami nieodciętymi a resekcjonowanymi. Wartości p poniżej 0,05 uznano za istotne.</li>
</ol>

<ol><li>Klein, J. D., Grandis, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+molecular+pathogenesis+of+head+and+neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Biol+Ther%22%5BJournal%5D)">The molecular pathogenesis of head and neck cancer.</a> Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).</li>
<li>Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+current+and+future+medical+treatments+in+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma.</a> Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).</li>
<li>Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+and+neck+cancer%3A+Pathogenesis+and+targeted+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22MedComm+%28Beijing%29%22%5BJournal%5D)">Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy.</a> MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).</li>
<li>Qiao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolving+landscape+of+PD-1%2FPD-L1+pathway+in+head+and+neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer.</a> Front Immunol. 11, 1721(2020).</li>
<li>Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+surgery+and+immunotherapy%3A+turning+an+immunosuppressive+effect+into+a+therapeutic+opportunity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunother+Cancer%22%5BJournal%5D)">Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity.</a> J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).</li>
<li>Chaves, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preclinical+models+in+head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma.</a> Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).</li>
<li>International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Globocan%22">Globocan</a>. , World Health Organization. (2022).</li>
<li>Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+inflammation+in+head+and+neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Exp+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of inflammation in head and neck cancer.</a> Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).</li>
<li>Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+trauma-induced+immunosuppression+in+cancer%3A+recent+advances+and+the+potential+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies.</a> Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).</li>
<li>Tai, L. -H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+tumor+model+of+surgical+stress+to+explore+the+mechanisms+of+post-operative+immunosuppression+and+evaluate+novel+perioperative+immunotherapies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies.</a> J Vis Exp. (85), e51253(2014).</li>
<li>Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+tumor+microenvironment+in+the+mouse+oral+cancer+%28MOC1%29+model+after+orthotopic+implantation+in+the+buccal+mucosa%5BTitle%5D)+AND+%22Head+Neck%22%5BJournal%5D)">Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa.</a> Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).</li>
<li>Oweida, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramucosal+inoculation+of+squamous+cell+carcinoma+cells+in+mice+for+tumor+immune+profiling+and+treatment+response+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment.</a> J Vis Exp. (146), e59195(2019).</li>
<li>Behren, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+an+oral+cancer+recurrence+mouse+model+after+surgical+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Oncol%22%5BJournal%5D)">Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection.</a> Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).</li>
<li>Tai, L. -H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preventing+post-operative+metastatic+disease+by+inhibiting+surgery-induced+dysfunction+in+natural+killer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells.</a> Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).</li>
<li>Sharon, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+platform+for+locoregional+T-cell+immunotherapy+to+control+HNSCC+recurrence+following+tumor+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection.</a> Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).</li>
<li>Mermod, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+postsurgical+primary+tumor+recurrence+and+regional+lymph+node+metastasis+progression+in+HPV-related+head+and+neck+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer.</a> Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).</li>
<li>Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+analysis+of+tumor-infiltrating+lymphocytes+in+a+syngeneic+mouse+model+of+oral+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer.</a> Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).</li>
<li>Cossarizza, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+use+of+flow+cytometry+and+cell+sorting+in+immunological+studies+%28third+edition%29%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition).</a> Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).</li>
<li>Gurina, T. S., Simms, L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGurina%2C+TS+%22Histology%2C+staining%22">Histology, staining</a>. , StatPearls Publishing. (2025).</li>
<li>Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+and+neck+cancer%3A+An+evolving+treatment+paradigm%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm.</a> Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).</li>
<li>Anderson, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+updated+review+on+head+and+neck+cancer+treatment+with+radiation+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Cancers+%28Basel%29%22%5BJournal%5D)">An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy.</a> Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).</li>
<li>Johnson, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Head+and+neck+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Dis+Primers%22%5BJournal%5D)">Head and neck squamous cell carcinoma.</a> Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).</li>
<li>Friedman, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoadjuvant+PD-1+immune+checkpoint+blockade+reverses+functional+immunodominance+among+tumor+antigen-specific+T+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells.</a> Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).</li>
<li>Zhou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neoadjuvant+and+adjuvant+immunotherapy+in+the+treatment+of+oral+squamous+cell+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biochem+Mol+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma.</a> J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).</li>
<li>Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunotherapy+for+head+and+neck+cancer%3A+a+paradigm+shift+from+induction+chemotherapy+to+neoadjuvant+immunotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Oncol%22%5BJournal%5D)">Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy.</a> Front Oncol. 11, 727433(2021).</li>
<li>Saddawi-Konefka, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic-preserving+treatment+sequencing+with+immune+checkpoint+inhibition+unleashes+cDC1-dependent+antitumor+immunity+in+HNSCC%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC.</a> Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).</li>
<li>Darragh, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elective+nodal+irradiation+mitigates+local+and+systemic+immunity+generated+by+combination+radiation+and+immunotherapy+in+head+and+neck+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors.</a> Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).</li>
<li>Saddawi-Konefka, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Defining+the+role+of+immunotherapy+in+the+curative+treatment+of+locoregionally+advanced+head+and+neck+cancer%3A+Promises%2C+challenges%2C+and+opportunities%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Oncol%22%5BJournal%5D)">Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities.</a> Front Oncol. 11, 738262(2021).</li>
</ol>

W niniejszym artykule opisano prostą procedurę ustanowienia i podcałkowitej resekcji guzów w błonie śluzowej jamy ustnej u myszy. Poprzednie badania również wykazały możliwość wykrycia guzów przez język myszy, błonę śluzową lub dno jamy ustnej do dalszej analizy usuniętych guzów, a także do badania późniejszych nawrotów miejscowych oraz regionalnych i odległych przerzutów, z których każdy ma swoje ograniczenia12,13. Jednak ta nowo opracowana metoda zapewnia wysoc...

Nowotwory pochodzące z krtani, gardła, podgardła, jamy nosowej, gruczołów ślinowych oraz jamy ustnej klasyfikowane są jako nowotwory głowy i szyi. Rak płaskonabłonkowy głowy i szyi (HNSCC), który odpowiada za ponad 90% tych przypadków, rozwija się z komórek nabłonka płaskonabłonkowego, które wyłożają te miejsca anatomiczne1. Dokładniej, rak płaskonabłonkowy jamy ustnej (OSCC) to nowotwor ograniczony do okolic jamy ustnej. W 2022 roku rak głowy i szyi był szóstym najczęściej występującym nowotworem na świecie, z szacunkowo 947 000 nowych przypadków na świecie i 482 000 zgonówrocznie.
Resekcja chirurgiczna jest zazwyczaj pierwszą metodą leczenia nowotworów głowy i szyi, w tym OSCC, często następującą po chemioterapii 1,3,4. Chociaż te terapie standardowe mogą być potencjalnie lecznicze w przypadkach lokalnie ograniczonych lub we wczesnym stadium, nadal występuje wysoki wskaźnik nawrotów lokoregionalnych i odległych u pacjentów z OSCC. W rzeczywistości mniej niż dwie trzecie pacjentów z OSCC przeżywa ponad pięć lat i doświadcza istotnych skutków ubocznych 5,6,7. Coraz więcej dowodów wskazuje, że stres pourazowy podczas operacji wywołuje procesy fizjologiczne związane z uszkodzeniem tkanek i gojeniem ran 8,9. Ponadto badania wykazały, że resekcja chirurgiczna przyczynia się do zaburzeń immunologicznych, co z kolei może przyczyniać się do potencjalnego nawrotu10.
Pomimo że większość pacjentów poddawa się chirurgicznej resekcji jako terapii pierwszego wyboru dla OSCC, obecnie istnieje potrzeba odpowiednich przedklinicznych modeli resekcji ortotopowej dla OSCC, które standaryzują ustanowienie guzów i subcałkowitą resekcję oraz zachowują powiązane mechanizmy immunologiczne dla nawrotu guza, aby zapewnić kluczowy kontekst dla badań w tej dziedzinie11, 12,13. Wcześniejsze badania opisujące modele resekcji zwierzęcej obejmowały model resekcji guza piersi 4T1, który był wykorzystywany do badania immunosupresyjnego efektu operacji14. W badaniach w OSCC zgłoszono użycie heterotopowego modelu subtotalnej resekcji guza MOC1-OVA w boku myszy15. W miejscach ortotopowych zastosowanie linii komórkowej HPV oroforyngealnego SCC, mEERL95, zostało wykorzystane do ustanowienia guzów podbrzusznych do modelowania resekcji i nawrotów, podczas chirurgicznego przenoszenia drenażowych węzłów chłonnych do niedoświadczonych myszy w celu dalszych badań16. Zgłoszono również odpowiednie badania ortotopowe badające nawrót z użyciem myszy niedoborczych immunoniebortu.
Oto nowo opracowany protokół dla immunokompetentnego, syngenetycznego, ortotopowego przedklinicznego modelu OSCC polegającego na standardowej operacji przeżycia i nawrotach guza, obserwowany w ciągu tygodnia po resekcji. Procedura ta dodatkowo upraszcza istniejące modele, wykonując usuwanie guzów bez mikrochirurgii oraz stosując linię komórkową nowotworu jamy ustnej myszy (MOC2), która nie wymaga dodawania macierzy komórkowej ani błony podstawnej do ustanowienia guzów.

<table><tbody><tr><td>0,05% trypsyny</td><td>Corning</td><td>25-052-Cl</td><td>0,53 mM EDTA, 1 x [-] wodorowęglan sodu&nbsp;</td></tr><tr><td>Zastrzyk HCl bupiwakainy 0,25%</td><td>McKesson</td><td>1077280</td><td>2,5mg/kg-1mg/kg, ID/SC 20-30uL</td></tr><tr><td>0,9% chlorek sodu, USP</td><td>McKesson</td><td>161736</td><td>5 mL/kg, SC, dożylnie 1,5 mL</td></tr><tr><td>23 G Needle</td><td>Becton, Dickinson and Company [McKesson]</td><td>402</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Coated Vicryl</td><td>McKesson</td><td>100700</td><td></td></tr><tr><td>Stożkowe lampy o pojemności 50 mL</td><td>Thermo Scientific</td><td>33965</td><td></td></tr><tr><td>Chłonne podkładki stołowe</td><td>VWR</td><td>115-0684</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol izopropylowy do wymazu alkoholowego 70%</td><td>Becton, Dickinson and Company [VWR]</td><td>326895</td><td></td></tr><tr><td>Worek samouszczelniający autoklaw 5 i frac14; &rdquo; x 10" &nbsp;</td><td>McKesson</td><td>960944</td><td></td></tr><tr><td>Równowaga</td><td>Ohaus [VWR]</td><td>30253019</td><td></td></tr><tr><td>Bioclave Mini</td><td>Benchmark Scientific</td><td>B4000-M</td><td></td></tr><tr><td>Szczypce Brown-Adson</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-5231</td><td></td></tr><tr><td>Aplikator z bawełnianym końcówką sterylny 6 cali</td><td>McKesson</td><td>999736</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco z buforem fófatowym / zmodyfikowanym</td><td>Cytiva</td><td>SH30028.02</td><td>[-] wapń, magnez</td></tr><tr><td>Ethiqa XR&Ograve;*</td><td>Fidelis Animal Health</td><td>NDC 86084-100-30</td><td>3,25 mg/kg SC</td></tr><tr><td>Ogólna zasłona</td><td>McKesson</td><td>68107</td><td></td></tr><tr><td>Sterylizator szklanych kulek</td><td>VWR</td><td>75999-324</td><td></td></tr><tr><td>Koraliki szklane</td><td>VWR</td><td>75999-332</td><td></td></tr><tr><td>Hemostaty Hartmana</td><td>Narzędzia Nauki Wysokiej [VWR]</td><td>13003-10</td><td></td></tr><tr><td>Wysokiej jakości, przenośne urządzenie znieczulające</td><td>Weterynaria Patterson</td><td>07-8915662</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran, unikalna wartość</td><td>McKesson</td><td>803250</td><td>4-5% indukcji, 1-3% utrzymania</td></tr><tr><td>MedLED&Ograve; Chrom (reflektory)</td><td>KLS Martin</td><td>ML-MC7-HT-HK-X21</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze mikro-rozcinające</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-5174</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do mikro rozcinania</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-5914</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki insulinowe monojektyczne</td><td>Cardinal Health [McKesson]</td><td>8881600145</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze hemostatyczne przeciw komarom</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-7100</td><td></td></tr><tr><td>Krem do włosów Nair Body Cream</td><td>Kościół i Dwight Co., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-7154</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór PVP Preparat 10% jod povidon</td><td>McKesson</td><td>911740</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel</td><td>ROBOZ [VWR]</td><td>RS-9843</td><td></td></tr><tr><td>Ostrza skalpela Stal węglowa nr 10</td><td>McKesson</td><td>862685</td><td></td></tr><tr><td>Podgrzewana podkładka dla małych zwierząt</td><td>K& H Pet Products [Amazon]</td><td></td><td>9 x 12 cali 20W</td></tr><tr><td>Mała komora myszy</td><td>Weterynaria Patterson</td><td>07-893338</td><td></td></tr><tr><td>Mały stożek nosowy</td><td>Weterynaria Patterson</td><td>78909681</td><td></td></tr><tr><td>Steri-Drape</td><td>McKesson</td><td>5713</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne poduszki gazowe 2" x2" &ndash; 12 SKLEJ</td><td>Dukal Corporation [Amazon]</td><td>REF: 1212</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu ze sterylnym lubrykantem</td><td>McKesson</td><td>730979</td><td></td></tr><tr><td>Rękawice chirurgiczne</td><td>McKesson</td><td>20-2070N</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawka 1cc</td><td>McKesson</td><td>1065984</td><td></td></tr><tr><td>Cyfrowe zaciski z włókna węglowego do śledzenia</td><td>Fischer Brand</td><td>15-077-957</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw trymerów</td><td>WAHL [Amazon]</td><td></td><td>BravMini</td></tr></tbody></table>

translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

Translationally-Relevant Tumor Resection Model for Murine Preclinical Models of Oral Squamous Cell Carcinoma

Obecnie pierwszym wyborem leczenia najczęstszej formy raka płaskonabłonkowego głowy i szyi (HNSCC), czyli raka płaskonakomórkowego jamy ustnej (OSCC), jest resekcja chirurgiczna, a następnie terapie dostosowane do ryzyka, takie jak chemioradioterapia. Jednak wraz z obecnym standardem opieki oraz pojawieniem się nowych metod, takich jak blokada punktów kontrolnych, ogólne przeżycie dla zaawansowanych, Liczba nawracających chorób pozostaje wysoka, a przewiduje się, że częstość występowania raka głowy i szyi będzie nadal rosła w nadchodzących latach. Dlatego konieczne jest głębsze badanie obecnych standardów opieki, oprócz nowych terapii, aby przenieść potencjalne i obiecujące opcje leczenia pacjentom z HNSCC. Modele przedkliniczne są wykorzystywane do oceny bezpieczeństwa i skuteczności potencjalnych interwencji terapeutycznych. Niestety, obecne modele przedkliniczne nie oddają w pełni procedury chirurgicznej, którą poddaje wielu pacjentom, ponieważ dotyczą one głównie niechirurgicznych metod leczenia, takich jak radioterapia, chemioterapia czy immunoterapia. Ponadto istniejące modele chirurgiczne są ograniczone dodatkowymi odczynnikami potrzebnymi do wspierania powstawania guzów w miejscach ortotopowych oraz wymogiem mikrochirurgii usuwania guza. Wymaga to opracowania ulepszonych i uproszczonych modeli przedklinicznych do badania terapii oraz uzyskania wglądu w nawroty guzów lokoregionalnych oraz oporności na leczenie. Ten artykuł opisuje nowy, klinicznie istotny syngeneicznie ortopijny model resekcji podcałkowitej myszy, który odzwierciedla standard opieki w OSCC. Model ten upraszcza istniejące modele i prowadzi do mierzalnego nawrotu po chirurgicznym wycięciu guzów błony śluzowej policzkowej. Zastosowanie tego modelu może przynieść cenne informacje na temat nawrotów guza i oporności na leczenie u pacjentów z OSCC. Ustanowienie tego modelu przedklinicznego toruje drogę do dalszych badań nad tym, jak OSCC reaguje na terapie adiuwantowe po resekcji, rejestrując stan guza w klinicznie istotnym momencie, w którym pacjenci zazwyczaj rozpoczynają takie kolejne leczenia.

Obserwacje z mysiej błony śluzowej policzkowej MOC2 Korzystając z linii komórkowej MOC2, guzy zostały ustanowione w mysiej błonie śluzowej jamy ustnej (rysunek 2A-F). Ustalone guzy pierwotne zostały usunięte z rozmiarem guza 25-36 mm2. Po resekcji myszy zazwyczaj odzyskiwały pełną ruchomość w ciągu 5-10 minut. Myszy były następnie monitorowane w celu opieki pooperacyjnej, aby potwierdzić gojenie i powrót do zdrowia oraz obser...

Unikalna metoda chirurgicznej resekcji raka płaskonabłonkowego jamy ustnej powstałych w jamie ustnej została przedstawiona tutaj.

Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

Currently, the first-line treatment for the most common form of head and neck squamous cell carcinoma (HNSCC), oral cavity squamous cell carcinoma (OSCC), ...

Prace te koncentrują się na badaniu nowotworów jamy ustnej, ustanawiając praktyczny przedkliniczny model resekcji i nawrotu guza ortotopowego. Chirurgia jest podstawową metodą leczenia u większości pacjentów z rakiem jamy ustnej. Ten protokół pozwala nam to zbadać.Na początek pobierz kolbkę z posiewką zawierającą 80% współpłynnych komórek raka jamy ustnej Mach 2. Usuń medium hodowlane z piersiówki. Przemyj przymocowane komórki magnezem i bezwapniowym PBS, aby usunąć pozostałe surowicę.Dodaj objętość wystarczającą, aby całkowicie pokryć powierzchnię naczynia zawierającego komórki, a następnie zasysaj ją. Dodaj 0,05% trypsyny do kolby hodowlanej, aby odpowiednio pokryć dno. Inkubuj kolbę w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% dwutlenku węgla przez około 5 minut, aby umożliwić odłączenie komórek.Gdy zauważysz odwarstwienie komórek, schłodzić trypsynę, dodając co najmniej dwukrotnie większą objętość niż całe ośrodki. Delikatnie mieszać, aby zatrzymać aktywność enzymatyczną. Przenieś zawiesinę ogniwową do rurki wirówki i wirować w temperaturze 350G przez 5 minut w temperaturze pokojowej.Usuń nadmiar po wirówce. Ponownie zawiesić granulkę komórkową w zimnym PBS. Usuń aliquot z zawieszenia do liczenia komórek.Za pomocą dodatkowego PBS dostosuj zawiesinę komórkową do zoptymalizowanego stężenia do inokulacji. Trzymaj przygotowaną zawiesinę komórkową na lodzie do momentu użycia. Dokładnie wymieszaj zawiesinę komórkową, aby zapewnić równomierny rozkład komórek.Zbierz zawiesinę do strzykawki insulinowej o pojemności 0,3 mililitra. Trzymaj znieczuloną mysz jedną ręką od tylnej szyi, tak aby przednia strona była zwrócona do opiekuna, a głowa była skierowana do góry. Utrzymuj usta otwarte i dostępne.Ostrożnie włóż strzykawkę do otwartej jamy ustnej pod kątem w dół, w kierunku lewego dolnego przedsionka żuchwy. Przesuń igłę przez dolną błonę śluzową policzków. Dostarcz 30 mikrolitrów zawiesiny ogniwa do obszaru docelowego.Przytrzymaj strzykawkę na miejscu przez 5 sekund, a następnie powoli ją wyjmij, aby zapobiec śledzeniu komórek. Upewnij się, że mysz wraca do normalnego stanu fizycznego i behawioralnego po szczepieniu. W miarę rozwoju guzów monitoruj wagę znieczulonej myszy za pomocą równowagi i oceniaj wzrost guza za pomocą cyfrowych zacisków dwa razy w tygodniu.Wybierz czystą salę zabiegową z drzwiami do zamknięcia i ograniczonym ruchem. Umieść nową klatkę z czystą, suchą ściółką i gniazdkiem z ręcznika papierowego, częściowo na elektrycznym podgrzewaczu, aby ją podgrzać. Podgrzej sterylizator z kulkami do temperatury roboczej 250-265 stopni Celsjusza.Włącz podkładkę chirurgiczną podgrzewaną wodą i ustaw ją na około 39 stopni Celsjusza. Nałóż niewielką ilość kremu do usuwania owłosienia na miejsce usunięcia guza u znieczulonej myszy za pomocą aplikatora bawełnianego. Zadbaj o odpowiednie marginesy, aby włosy nie dostały się do miejsca nacięcia.Po 10 sekundach zetrzyj włosy suchą, czystą gazą. Usuń resztki kremu gazą lub wacikami zwilżonymi wodą. Ułóż znieczuloną mysz na termoforze w pozycji leżącej, z przednią stroną skierowaną do góry.Umieść nos tuż wewnątrz stożka nosowego. Teraz nałóż odpowiednią ilość sterylnej maści lubrykantnej na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu podczas zabiegu. Używając czystej bawełnianej końcówki, wymazuj miejsce resekcji 70% alkoholem izopropylowym, następnie 10% jodem, i powtórz sekwencję trzy razy.Po ostatnim przejściu usuń jod za pomocą alkoholu izopropylowego 70%. Nosząc sterylne rękawice i odpowiedni sprzęt ochrony osobistej, przygotuj sterylne pole o szerokości co najmniej 18 cali i długości 26 cali. Rozłóż wszystkie potrzebne sterylne narzędzia i materiały.Przykryj mysz sterylną zasłoną. Używając sterylnych nożyczek, wytnij otwór dostępu nad miejscem resekcji. Nowym skalpelem chirurgicznym wykonaj nacięcie podżuchwe tuż poniżej guza wzdłuż lewej linii szczęki.Używając hemostatów Hartmanna, delikatnie poszerz otwór nacięcia w kierunku guza. W razie potrzeby osusz krew sterylną gazą. Zlokalizuj guz i przytrzymaj go za pomocą kleszczy.Asystent w sterylnych OOP może trzymać mysz lub jej skórę na miejscu podczas tego zabiegu. Za pomocą nożyczek chirurgicznych przeciń podstawę guza, aby usunąć całą widoczną tkankę. Przełóż skórę na usunięte miejsce guza, a następnie zamknij nacięcie 4-6 szwami przerwanymi, używając szwów o trwałym charakterze 4/0 Vicryl.Po zamknięciu nacięcia delikatnie przenieś mysz do podgrzanej klatki i monitoruj jej powrót świadomości i ruchomości aż do pełnego wyzdrowienia. Natychmiast podaj zmiękczoną karmę, umieszczając granulki z wodą mydłem w dostępnym pojemniku w klatce. Jeśli nie pojawią się komplikacje, wznowij normalną stałą dietę myszy przy kolejnym rutynowym karmieniu.Za pomocą linii komórkowej Mach 2 powstały guzy i zostały z niej usunięte przez myszą błonę śluzową jamy ustnej. Kinetyka wzrostu guza została scharakteryzowana przed resekcją. Po resekcji guza zaobserwowano opóźnienie wzrostu guza w dniach bezpośrednio po operacji, co potwierdza zmniejszenie powierzchni guza krótko po resekcji w porównaniu z guzami nieusuniętymi.W grupie z wycięciem zaobserwowano niewielkie zwiększenie przeżywalności w porównaniu z grupą kontrolną bez sekcji, choć różnica ta nie była istotna statystycznie. Myszy w grupie niesekcjonowanej po raz pierwszy osiągnęły kryteria eutanazji do 12. dnia po operacji, podczas gdy myszy z grupy usuniętej nie spełniały kryteriów eutanazji aż do 19. dnia. Najważniejszym aspektem przy stosowaniu tego protokołu jest spójność w szczepieniu i wszczepianiu guza.Poza tym zabiegiem możemy przetwarzać usunięte guzy do analizy za pomocą cytometrii przepływowej lub immunohistochemii. Przyszłe badania mogą rozwijać tę pracę, łącząc ją z dodatkowym leczeniem. Możesz także zbadać badania immunologicznego mikrośrodowiska guza w kontekście resekcji i nawrotu.

translationally-relevant-tumor-resection-model-for-murine-preclinical

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Do ustanowienia tego modelu można wykorzystać dwie techniki: wstrzyknięcie zawiesiny komórek nowotworowych w ścianę kątnicy lub przeszczepienie fragmentu guza podskórnego na kątnicę. Model ten jest przydatny do badania naturalnej progresji raka jelita grubego oraz testowania nowych środków terapeutycznych przeciwko rakowi jelita grubego.

Ortotopowy model raka jelita grubego u myszy

Przedstawiono kompleksowy przegląd technik wykorzystywanych w tworzeniu mysiego modelu raka jamy ustnej oraz ilościowego monitorowania inwazji nowotworowej w obrębie języka za pomocą mikroskopii wielofotonowej komórek znakowanych. System ten może służyć jako użyteczna platforma do oceny molekularnej oraz skuteczności leków w przypadku związków przeciwinwazyjnych.

Obrazowanie wielofotonowe inwazji komórek nowotworowych w ortotopowym modelu mysim dla raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

W tym filmie rozwijamy ortotopowy model mysiego raka głowy i szyi poprzez dośluzówkowe inokulację linii komórkowej raka płaskonabłonkowego. Mysz z nowotworem wykazywałaby podobieństwo do klinicznie istotnych objawów choroby u ludzi, a zatem może być wykorzystana do badania progresji raka i odkrywania nowych strategii terapeutycznych.

Dośluzówkowa inokulacja komórek rakowych w modelu mysim: procedura mająca na celu ustalenie ortotopowego mysiego modelu raka głowy i szyi

Źródło: Alomari, S., et al. Wdrożenie minimalnie inwazyjnej resekcji guza mózgu u gryzoni w celu pobrania tkanek o wysokiej żywotności. J. Vis. Exp. (2022)Ten film pokazuje zastosowanie minimalnie inwazyjnego systemu resekcji (MIRS) do wycięcia tkanki nowotworowej od znieczulonej myszy, której wszczepiono guz. Procedura polega na przymocowaniu myszy do ramy stereotaktycznej, ponownym otwarciu poprzedniego miejsca operowanego w celu uzyskania dostępu do mózgu i wprowadzeniu specjalistycznej...

Resekcja guza mózgu u myszy przy użyciu minimalnie inwazyjnego systemu resekcji

Brakuje modeli przedklinicznych oceniających terapię adjuwantową ukierunkowaną na przerzuty raka piersi. Aby temu zaradzić, opracowaliśmy mysi model przerzutów de novo gruczolakoraka sutka do płuc, w którym terapie stosowane w trybie adjuwantowym (pooperacyjna resekcja guzów pierwotnych) mogą być oceniane pod kątem skuteczności w oddziaływaniu na wcześniej zasiane przerzuty do płuc.

Procedury chirurgiczne i metodyka przedklinicznego mysiego modelu przerzutów raka sutka de novo

Implementacja ortotopowego modelu raka nerkowokomórkowego u myszy immunokompetentnych daje badaczowi klinicznie istotny system zdefiniowany przez obecność pierwotnego guza nerki i przerzutów do płuc u tego samego zwierzęcia. System ten może być stosowany do przedklinicznego testowania różnych metod leczenia in vivo.

Syngeniczny mysi model przerzutowego raka nerkowokomórkowego do ilościowej i podłużnej oceny terapii przedklinicznych

Opisujemy powstawanie ortotopowych guzów jelita grubego poprzez wstrzykiwanie komórek nowotworowych lub organoidów do jelita ślepego myszy i późniejszą izolację krążących komórek nowotworowych (CTC) z tego modelu.

Izolacja krążących komórek nowotworowych w ortotopowym mysim modelu raka jelita grubego

Wprowadzamy mysi ortotopowy model raka piersi i model radykalnej mastektomii z technologią bioluminescencji, aby określić ilościowo obciążenie guza, aby naśladować postęp ludzkiego raka piersi.

Generowanie mysiego ortotopowego modelu raka piersi z przerzutami i wykonywanie radykalnej mastektomii u myszy

Tutaj prezentujemy powtarzalną metodę tworzenia ortotopowego mysiego modelu raka płaskonabłonkowego głowy i szyi. Guzy wykazują klinicznie istotne cechy histopatologiczne choroby, w tym martwicę, słabe różnicowanie, przerzuty węzłowe i naciek immunologiczny. U myszy z guzem rozwijają klinicznie istotne objawy, w tym dysfagię, przemieszczenie szczęki i utratę wagi.

Dośluzówkowa inokulacja komórek raka płaskonabłonkowego u myszy w celu profilowania immunologicznego guza i oceny odpowiedzi na leczenie

W tym protokole opisujemy mysi model niekompletnej chirurgicznej resekcji mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych.

Mysi model niekompletnie wyciętego mięsaka tkanek miękkich do testowania terapii (neo)adjuwantowych

W kontekście klinicznym, pacjenci z zlokalizowanym rakiem trzustki zostaną poddani pankreatektomii, a następnie leczeniu uzupełniającemu. Przedstawiony tutaj protokół ma na celu ustanowienie bezpiecznej i skutecznej metody modelowania tego scenariusza klinicznego u nagich myszy, poprzez ortotopową implantację raka trzustki, a następnie dystalną pankreatektomię i splenektomię.

Ortotopowy resekcyjny mysi model raka trzustki

Poznaj protokół resekcji guza w modelu mysim raka płaskonabłonkowego jamy ustnej. Metoda umożliwia badanie nawrotu nowotworu i oporności na leczenie po zabiegu chirurgicznym.

Translacyjnie istotny model resekcji guza dla przedklinicznych modeli myszy raka płaskonabłonkowego jamy ustnej

Przeglądaj więcej filmów