Name: Badanie interakcji białko-glikan: postępy w magnetycznym rezonansie jądrowym (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-08-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 7 s
Description: Poznaj dynamikę interakcji białko-glikan w kompleksie integryna-dysintegryna przy użyciu spektroskopii NMR. Ta metoda pozwala badać słabe oddziaływania białkowe i siły powierzchniowe kluczowe dla rozpoznawania molekularnego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Centro Nacional de Ressonância Magnética Nuclear Jiri Jonas (CNRMN) za korzystanie ze spektrometrów NMR. Jesteśmy wdzięczni dr Carole Bewley za podzielenie się z nami zadaniami przesunięcia chemicznego CVN w kompleksie z Manα1-2Manα. Dziękujemy również agencjom finansującym FAPERJ i CNPq.

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Spektroskopia NMR stanowi wszechstronne podejście do badania interakcji białko-glikan, szczególnie ze względu na jej zdolność do wykrywania słabych i przejściowych interakcji, takich jak te obserwowane między CVN a D-mannozą. Opisany tutaj protokół łączy metody NMR oparte na ligandach i białkach, co pozwala na bardziej kompleksową charakterystykę interfejsu interakcji.
Krytyczne etapy protokołu obejmują staranne przygotowanie próbki z precyzyjną kontrolą stężeń białek i ligandów, standaryzację...

Interakcje białko-glikan mają fundamentalne znaczenie dla szerokiego zakresu procesów biologicznych, w tym rozpoznawania komórka-komórka, modulacji odpowiedzi immunologicznej i interakcji patogen-gospodarz 1,2. Te oddziaływania molekularne są wysoce specyficzne i dynamiczne oraz odgrywają kluczową rolę zarówno w mechanizmach fizjologicznych, jak i patologicznych 3,4,5. Klasycznym przykładem takich interakcji są lektyny, białka, które specyficznie rozpoznają glikany i wiążą się z nimi. Na przykład cyjanowiryna-N (CVN) była szeroko badana jako model eksperymentalny ze względu na jej zdolność do interakcji w wysokim powinowactwie z oligosacharydamio wysokim powinowactwie 5,6,7.
Oprócz lektyn wiele glikozylowanych białek, takich jak integryny, odgrywa również istotną rolę w rozpoznawaniu i sygnalizacji komórkowej. Integryny są receptorami transbłonowymi, które często ulegają glikozylacji swoich podjednostek, co wpływa na ich stabilność i powinowactwo do ligandów, w tym glikanów 5,8,9,10. Jednak strukturalna charakterystyka tych interakcji pozostaje wyzwaniem ze względu na wewnętrzną heterogeniczność i elastyczność glikanów, co komplikuje tradycyjne podejścia biologii strukturalnej. W tym kontekście, rozwój zaawansowanych metodologii zdolnych do uchwycenia tych interakcji w roztworze ma ogromną wartość dla tej dziedziny, szczególnie dla glikobiologii11,12.
Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) stała się potężnym narzędziem do badania oddziaływań białko-ligand na poziomie atomowym. W przeciwieństwie do innych technik, takich jak krystalografia rentgenowska i mikroskopia krioelektronowa, NMR umożliwia badanie interakcji biomolekularnych w warunkach zbliżonych do fizjologicznych, zapewniając wgląd zarówno w strukturę, jak i dynamikę. Ta elastyczność umożliwia naukowcom modulowanie parametrów środowiskowych, takich jak pH (zwykle w zakresie 4,0-8,0), siła jonowa (np. 0-500 mM NaCl) i temperatura (zwykle 273-330 K), dostosowując w ten sposób warunki do specyfiki kompleksów białkowo-glikanowych. Ponadto NMR jest szczególnie korzystny do analizy oddziaływań przejściowych i słabych, które są często charakterystyczne dla zdarzeń rozpoznawania białka i glikanów13,14.
Do zbadania interakcji białko-glikan zastosowano kilka technik NMR, wykorzystując zarówno podejścia oparte na białkach, jak i ligandach. Z punktu widzenia białek, miareczkowanie heterojądrowej koherencji pojedynczej koherencji kwantowej (HSQC) jest szeroko stosowane do mapowania miejsc wiązania poprzez monitorowanie perturbacji przesunięć chemicznych po dodaniu liganda. Eksperymenty dyspersji relaksacyjnej umożliwiają wykrycie procesów konformacyjnych i wymiany chemicznej zachodzących w skali czasowej od mikro do milisekund, dostarczając wglądu w dynamiczne aspekty rozpoznawania glikanów15,16. Te techniki oparte na białkach zazwyczaj wymagają stężeń próbki w zakresie od 50 μM do 2 mM, w zależności od stabilności białka i skuteczności znakowania 17,18.
Techniki NMR oparte na ligandach oferują informacje uzupełniające, koncentrując się na zmianach glikanów podczas wiązania. Różnica w przenoszeniu nasycenia (STD-NMR) jest szczególnie przydatna do identyfikacji epitopów glikanów zaangażowanych w rozpoznawanie, ponieważ selektywnie nasyca sygnały NMR regionów ligandów w bliskim kontakcie z białkiem19,20. Ligandy wodne obserwowane za pomocą spektroskopii gradientowej (WaterLOGSY)21,22 i spektroskopii z przeniesionym jądrowym efektem overhausera (Tr-NOESY) dostarczają dodatkowych środków do oceny wiązania ligandów i zmian konformacyjnych podczas interakcji23. Co więcej, eksperymenty relaksacyjne Carra-Purcella-Meibooma-Gilla (CPMG) pomagają w identyfikacji słabych i przejściowych oddziaływań, które są trudne do wykrycia konwencjonalnymi metodami24. Eksperymenty na bazie ligandów są często przeprowadzane przy stężeniach białek 10-50 μM i mogą wymagać optymalizacji czasów mieszania i parametrów nasycenia25. Warto zauważyć, że metody te mogą być ograniczone przez niską rozpuszczalność glikanów lub słaby stosunek sygnału do szumu podczas pracy z małymi ligandami.
Razem te metody NMR zapewniają kompleksowe ramy do wyjaśnienia strukturalnych i dynamicznych właściwości interakcji białko-glikan. Dzięki ciągłym postępom w zakresie czułości i strategii znakowania izotopowego, technika ta staje się coraz bardziej istotna w glikobiologii, oferując nowe perspektywy na mechanizmy rozpoznawania molekularnego z potencjalnymi zastosowaniami w opracowywaniu leków i odkrywaniu biomarkerów. Niemniej jednak sukces tych podejść zależy od takich czynników, jak jednorodność próbki, złożoność glikanów oraz obecność elastycznych lub nieuporządkowanych regionów, które mogą poszerzać sygnały NMR lub utrudniać interpretację26. NMR to potężna metoda badania zdarzeń przejściowych, która jest głównym wyzwaniem w biologii strukturalnej.
CVN rozpoznaje reszty mannozylowe połączone z α(1,2) obecne w oligosacharydach o wysokiej zawartości mannozy o powinowactwie nanomolowym 27,28,29. Jednak słabo rozpoznaje monosacharyd D-mannozę. W niniejszej pracy badaliśmy interakcję CVN z D-mannozą jako sposób na zilustrowanie, w jaki sposób NMR jest potężny w zrozumieniu interakcji przejściowych.

<table><tbody><tr><td>13C Glukoza</td><td>Laboratorium izotopowe Cambrige.</td><td>Zobacz materiał CLM-481</td><td></td></tr><tr><td>15N chlorek amonu</td><td>Laboratorium izotopowe Cambrige.</td><td>NLM-467 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek wapnia</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał C4901</td><td></td></tr><tr><td>Coquetel hamuje proteazę</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>4693159001</td><td></td></tr><tr><td>D2O</td><td>Laboratorium izotopowe Cambrige.</td><td>DLM-4</td><td></td></tr><tr><td>D-Mannoza</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2069-5G</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek magnezu</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał M8266</td><td></td></tr><tr><td>Protokół NMRPipe</td><td></td><td></td><td>Link do samouczka oprogramowania: https://www.ibbr.umd.edu/nmrpipe/demo.html</td></tr><tr><td>Chlorek potasu (K2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał P3786</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał P3911 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek potasu (KH2PO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał P0662</td><td></td></tr><tr><td>Rurka Shigemi</td><td>Bruker</td><td>Z1Z10684A</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek sodu (NaCl)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał S9625 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu (Na2HPO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>567545</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu (NaH2PO4)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Numer katalogowy S97263 powiedział:</td><td></td></tr><tr><td>Spektrometr Bruker 600 MHz</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spektrometr Bruker 800 MHz</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tiamina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Zobacz materiał T1270</td><td></td></tr><tr><td>Sonda TXI z potrójnym rezonansem</td><td>Bruker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>93657</td><td></td></tr><tr><td>Ekstrakt drożdżowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Y1625 powiedział:</td><td></td></tr></tbody></table>

badanie interakcji białko-glikan: postępy w magnetycznym rezonansie jądrowym

Exploring Protein-Glycan Interactions: Advances in Nuclear Magnetic Resonance

Interakcje białko-glikany mają kluczowe znaczenie dla wielu procesów biologicznych i są coraz częściej uznawane za obiecujące cele strategii diagnostycznych w chorobach zakaźnych, zapalnych i nowotworowych. Jednak scharakteryzowanie tych oddziaływań, zwłaszcza gdy są one słabe i przejściowe, pozostaje wyzwaniem technicznym. Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) oferuje wyjątkowe korzyści w badaniu takich oddziaływań w warunkach zbliżonych do fizjologicznych, zapewniając wgląd w rozdzielczości atomowej zarówno w aspekty strukturalne, jak i dynamiczne. W tym badaniu przedstawiamy zintegrowany protokół NMR przeznaczony do badania interakcji białko-glikan o niskim powinowactwie przy użyciu specyficznej dla mannozy lektyny cyjanowiryny-N i monosacharydowej D-mannozy jako układu modelowego. Protokół łączy podejścia NMR oparte na ligandach i białkach, aby kompleksowo mapować miejsca wiązania i wykrywać subtelne zdarzenia wiązania, w tym potencjalne efekty allosteryczne lub kompleksy spotkań. Kluczowe etapy protokołu obejmują staranne przygotowanie próbki, precyzyjną kontrolę stężeń i standaryzację spektralną w celu zapewnienia odtwarzalności i wiarygodności danych. NMR w roztworze umożliwia wykrywanie oddziaływań przejściowych, które często są niedostępne za pomocą innych technik. Chociaż słabe oddziaływania są niezbędne do życia, w literaturze istnieje tendencja w kierunku kompleksów o wyższym powinowactwie, mimo że kompleksy o niskim powinowactwie są istotne w wielu ważnych funkcjach biologicznych, takich jak transdukcja sygnału i komunikacja komórka-komórka. Technika ta stanowi potężną platformę do badania rozpoznawania glikanów białkowych i może służyć jako cenne narzędzie do identyfikacji nowych markerów diagnostycznych na podstawie interakcji specyficznych dla glikanów.

W niniejszej pracy przedstawiono eksperymenty NMR mające na celu zbadanie oddziaływań białko-glikan. Rozpoznawanie molekularne glikanów białkowych leży u podstaw wielu procesów biologicznych obejmujących macierz zewnątrzkomórkową (ECM), w tym regulację adhezji komórek, migrację, proliferację i różne inne formy komunikacji komórkowej.
Tutaj zdecydowaliśmy się na pracę z monosacharydem D-mannozą, który jest opisywany jako słabe spoiwo. Celem było opisanie metod pomiaru interakcji przejściowych i...

Ten protokół oparty na NMR bada słabe interakcje białko-glikan przy użyciu cyjanowiryny-N i D-mannozy. Łącząc metody wykrywania ligandów i białek, mapuje miejsca wiązania, wykrywa efekty allosteryczne i identyfikuje kompleksy spotkań. Podejście to obejmuje przygotowanie próbek i analizę danych, oferując strukturalne i dynamiczne spostrzeżenia cenne dla mechanizmów diagnostyki i rozpoznawania specyficznych dla glikanów.

Badanie interakcji białko-glikan: postępy w magnetycznym rezonansie jądrowym

Protein-glycan interactions are central to many biological processes and are increasingly recognized as promising targets for diagnostic strategies in ...

Badamy oddziaływania białko-białko i białko-glikan, koncentrując się na kompleksie integryna-dezintegryna. Nasz model bada dynamikę strukturalną i podkreśla rolę siły powierzchniowej w pośredniczeniu w tworzeniu kompleksów i stabilności interakcji. Nasza grupa zajmuje się badaniem roli sił powierzchniowych w molekularnym rozpoznawaniu i ewolucji miejsc wiązania poprzez badanie powierzchniowych klastrów hydrofobowych obecnych w białkach.Rozwiązanie NMR umożliwia detekcję oddziaływań białkowych. Chociaż słabe interakcje są niezbędne do życia, istnieje tendencja do kompleksów o wysokim powinowactwie, mimo że są one obecne w wielu ważnych funkcjach biologicznych. Nasza grupa koncentruje się na wykorzystaniu podejść integracyjnej biologii strukturalnej do badania dużych kompleksów białkowych.Używamy NMR jako głównego narzędzia do badania dynamiki i aspektów funkcjonalnych. Na początek przygotuj czteromilimolowy roztwór D-mannozy w buforze fosforanu sodu o pH 7,4 z 50-milimolowym chlorkiem sodu i 5% tlenkiem deuteru. Podzielić roztwór na dwie próbki, z których jedna zawiera 80 mikromolowych CVN, a druga bez.Aby zmapować wiązanie liganda poprzez perturbację przesunięcia chemicznego na spektrometrze NMR, należy ustawić sekwencję impulsów HSQCTOPSI dla akwizycji H1C13 HSQC. Skonfiguruj dziedzinę czasu, szerokość spektralną, częstotliwość nośnej i liczbę skanów. Oblicz perturbację przesunięcia chemicznego, korzystając z podanego równania.Aby zmapować wiązanie liganda za pomocą różnicy transferu nasycenia, najpierw utwórz nowy zestaw danych. Skonfiguruj parametry eksperymentów STD NMR, przesiewając różne częstotliwości nasycenia lub ustalając częstotliwość, zmieniając czasy nasycenia, aby ocenić nagromadzenie. Skonfiguruj eksperymenty 1D H1 NMR przy użyciu sekwencji impulsów ZGPR.Dostrój spektrometr do H1, wykonaj podkładkowanie i zmierz twardy impuls 90 stopni. Wyśrodkuj częstotliwość nośną w przybliżeniu na 4,7 części na milion, co odpowiada sygnałowi wody, a następnie wybierz STDDIFFESGP. 3 sekwencje impulsów i ustaw parametry akwizycji.Ustaw szerokość widmową zgodnie z wymaganiami, opóźnienie międzyskanowania D1 na cztery sekundy i zdefiniuj czas nasycenia D20, zgodnie z celami eksperymentu. Załaduj listę FQ2 z częstotliwością off-rezonansową na poziomie minus 40 części na milion i częstotliwościami rezonansowymi, aby nasycić białko. Przetestuj częstotliwości rezonansowe minus 0,59, 0,73 i 8,1 części na milion, aby określić optymalne warunki.Użyj optymalnej częstotliwości, aby uzyskać widma chorób przenoszonych drogą płciową w czasach nasycenia 0,5, jeden, 1,5, dwie, 2,5, trzy i cztery sekundy. Wykreślić odpowiednie wartości ASTD w funkcji czasu nasycenia. Teraz ustaw liczbę skanów na 64 i uśrednij pętlę eksperymentu cztery razy.Następnie oblicz łączną liczbę skanów. Ustaw opóźnienie między skanami na cztery sekundy, a czas akwizycji na 2,7262976 sekundy. Skonfiguruj impuls nasycenia, ustawiając czas trwania na 50 milisekund i sterując kształtem Gaussa za pomocą programu kształtowego 9SP9.Zastosuj filtr rzędowy T1 w wariancie STD NMR, a następnie ustaw czas blokady wirowania D29 w oparciu o wielkość białka. Aby odwzorować wiązanie liganda H1 R2, najpierw wybierz program impulsowy CPMG_ESGP2D ze standardowej biblioteki Bruker. Ustaw eksperyment jako akwizycję 2D.Skonfiguruj parametry akwizycji, jak pokazano. Następnie uruchom eksperyment dla 200 cykli po osiem skanów każdy. Dostosuj listę liczników zmiennych zgodnie z żądanym całkowitym czasem cyklu CPMG.Przeprowadź dwa eksperymenty, jeden dla próbki z białkiem i jeden dla próbki zawierającej tylko ligand. Wykreśl widma H1 dla każdego TCPMG za pomocą polecenia EFP lub sinus M, a następnie FP, a następnie dostosuj funkcję okna zgodnie z najlepszą strategią przetwarzania. Oblicz iloraz CPMG Q za pomocą równania.Uzyskaj widma CVN znakowane H1N15HSQC N15 o temperaturze 298 kelwinów. Miareczkować D-mannozą, aby osiągnąć końcowe stężenia zera, jednego, dwóch, pięciu, 10, 20, 40 i 60 milimoli. Użyj czułej na fazę FHSQCF3GPPH szybkiej sekwencji impulsów HSQC ze standardowej biblioteki Bruker.Następnie oblicz perturbację przesunięcia chemicznego za pomocą wzoru. Wykreślić wartości CSP dla każdej pozostałości w funkcji stężenia D-mannozy, aby wyznaczyć stałą dysocjacji KD za pomocą równania piątego. Następnie dopasuj wynikowe dane do pojedynczej izotermy wiązania za pomocą wzoru.Użyj wrażliwej na fazę sekwencji impulsów HSQCT2ETF3GPSI3D i skonfiguruj parametry, jak pokazano, aby zmierzyć wartości N15 R2 poszczególnych pozostałości reszt CVN przy braku i obecności 60-milimolowej D-mannozy o temperaturze 298 kelwinów. Przetwarzaj widma pseudotrójwymiarowe za pomocą NMRPipe do generowania widm podobnych do HSQC dla każdego opóźnienia relaksacji. Zaimportuj przetworzone widma do platformy analitycznej.Następnie zaznacz wszystkie widma i zastosuj narzędzie do śledzenia zmian intensywności. Wykreślić intensywność każdego piku krzyżowego w funkcji relaksu T i dopasować rozpad do funkcji monowykładniczej, aby wyodrębnić wartości N15 R2 dla każdej reszty. Oblicz błąd eksperymentalny na podstawie stosunku sygnału do szumu widm podobnych do HSQC przy 67,84 milisekundach.Przetwarzaj obszar widma zawierający tylko szum i konwertuj go na plik tekstowy za pomocą podanego polecenia. Następnie określ odchylenie standardowe obszaru hałasu lub natężenia hałasu za pomocą oprogramowania statystycznego. Oblicz błąd eksperymentalny, używając podanego równania.Zaburzenia przesunięcia chemicznego zaobserwowano dla obu anomerycznych form D-mannozy w obecności CVN, przy czym większe przesunięcia zaobserwowano w beta-D-mannozie, co wskazuje na preferencyjne wiązanie. Dla większości wodorów D-mannozy zaobserwowano dwa wyraźne piki w obecności CVN, odpowiadające stanom wolnym i związanym. Jądra wodoru wykazujące najwyższe wartości ASTD były związane z beta-D-mannozą, co jest zgodne z silnymi oddziaływaniami dwubiegunowymi z CVN.W analizie szybkości relaksacji poprzecznej, H beta cztery był jedynym protonem, który wykazywał zauważalny wzrost relaksacji po związaniu się z CVN. Zaburzenia przesunięcia chemicznego H1 i N15 wywołane dodaniem liganda były najwyższe przy stężeniu do 10 milimolowców. Reszty I40, E41, N42, V43, D44 i G45 w obrębie nici beta wykazywały znaczące perturbacje przesunięć chemicznych, identyfikując je jako miejsce wiązania D-mannozy o wysokim powinowactwie.Izotermy wiązania wykazały, że reszta D44 miała najwyższe powinowactwo wśród reszt nici beta, ze stałą dysocjacji wynoszącą około jednego milimola. Pomiar szybkości relaksacji N15 R2 wykazał zarówno wzrosty, jak i spadki wartości delta R2 po związaniu D-mannozy, co sugeruje mieszankę procesów stabilizacji konformacyjnej i wymiany. Reszty C58, R59, K74 i R76 wykazały podwyższone wartości delta R2, potwierdzając ich udział w miejscu wiązania o wysokim powinowactwie, podczas gdy reszty F4, C8, R24 i G27 reprezentowały region o niskim powinowactwie.

exploring-protein-glycan-interactions-advances-nuclear-magnetic

Research

JoVE Journal

Biochemistry

Biochemia

Ten film opisuje technikę spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego do badania interakcji białko-białko pomiędzy 15znakowanymi N dzikimi i zmutowanymi białkami envoplakiny a nieznakowanym białkiem wimentyny. Udana interakcja między envoplakiną typu dzikiego a wimentyną prowadzi do rozległego poszerzenia linii i zaniku pików w widmach NMR, podczas gdy brak interakcji między zmutowaną envoplakiną a wimentyną skutkuje dobrze rozdzielonymi pikami w widmach NMR.

Magnetyczny rezonans jądrowy do badania oddziaływań białko-białko na poziomie atomowym

Struktury supramolekularnych zespołów białkowych w rozdzielczości atomowej mają duże znaczenie ze względu na ich kluczowe role w różnych zjawiskach biologicznych. W niniejszym artykule przedstawiamy protokół do wykonywania wysokorozdzielczych badań strukturalnych nierozpuszczalnych i niekrystalicznych zespołów białek wielkocząsteczkowych za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego w stanie stałym z wirowaniem pod magicznym kątem (MAS SSNMR).

Badania strukturalne układów makromolekularnych w skali atomowej za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego w ciele stałym

Tutaj prezentujemy protokół produkcji i oczyszczania białek znakowanych stabilnymi izotopami, a następnie charakteryzację oddziaływań białko-białko za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) i eksperymentów termoforezy w mikroskali (MST).

Pomiar oddziaływań białek kulistych i nitkowatych za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) i termoforezy w mikroskali (MST)

Ten protokół ilustruje, jak badać, porównywać i interpretować ludzkie glicomes białkowe za pomocą zasobów online.

Zasoby bioinformatyczne do badania oddziaływań białek za pośrednictwem glikanów

Tutaj prezentujemy protokół szczegółowo opisujący pozyskiwanie, przetwarzanie i analizę serii eksperymentów NMR mających na celu scharakteryzowanie interakcji białko-glikan w roztworze. Przedstawiono najpopularniejsze metodologie oparte na ligandach i białkach, które niewątpliwie przyczyniają się do rozwoju glikobiologii strukturalnej i badań nad rozpoznawaniem molekularnym.

Rozplątywanie oddziaływań glikan-białko: magnetyczny rezonans jądrowy (NMR) na ratunek

Opisujemy tutaj metodę identyfikacji wielokrotnych fosforylacji wewnętrznie nieuporządkowanego białka za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR), używając białka Tau jako studium przypadku. Rekombinowany Tau jest izotopowo wzbogacany i modyfikowany in vitro przez kinazę przed pozyskaniem i analizą danych.

Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego do identyfikacji wielokrotnych fosforylacji białek wewnętrznie nieuporządkowanych

Elastyczność konformacyjna odgrywa kluczową rolę w funkcjonowaniu białek. W tym artykule opisujemy zastosowanie czasowo-rozdzielczej spektrometrii mas z jonizacją elektronrozpylającą sprzężoną z wymianą wodorowo-deuterową do badania szybkich zmian strukturalnych, które napędzają funkcję w uporządkowanych i nieuporządkowanych białkach.

Spektrometria mas z jonizacją wodorowo-deuterową z jonizacją elektrorozpylającą do badania struktury i dynamiki białek

Przedstawiono protokół przygotowania 13 C,15znakowanych N próbek grzybów i roślin do wielowymiarowej spektroskopii NMR w ciele stałym i badań dynamicznej polaryzacji jądrowej (DNP).

Przygotowanie materiałów grzybowych i roślinnych do wyjaśnienia strukturalnego za pomocą dynamicznej polaryzacji jądrowej w stanie stałym NMR

Interakcje czynników transkrypcyjnych (TF) z polimerazą RNA są zwykle badane za pomocą testów pulldown. Stosujemy technologię interferometrii biowarstwowej (BLI) w celu scharakteryzowania oddziaływania GrgA z polimerazą chlamydiowego RNA. W porównaniu z testami pulldown, BLI wykrywa asocjację i dysocjację w czasie rzeczywistym, oferuje wyższą czułość i jest wysoce ilościowy.

Zastosowanie interferometrii biowarstwowej (BLI) do badania interakcji białko-białko w transkrypcji

Dostępny jest tutaj protokół do badania interakcji między natywnymi formami, prefibrylarnymi i dojrzałymi fibrylami amyloidowymi różnych peptydów i białek z mitochondriami izolowanymi z różnych tkanek i różnych obszarów mózgu.

Interakcje i przenikanie błony mitochondriów mózgowych przez fibryle amyloidowe

Poznaj dynamikę interakcji białko-glikan w kompleksie integryna-dysintegryna przy użyciu spektroskopii NMR. Ta metoda pozwala badać słabe oddziaływania białkowe i siły powierzchniowe kluczowe dla rozpoznawania molekularnego.

Badanie interakcji białko-glikan: postępy w magnetycznym rezonansie jądrowym

Przeglądaj więcej filmów