Name: Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-11-21T13:20:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Poznaj metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura. Techniki te umożliwiają precyzyjną analizę aktywacji włókien nerwowych i skuteczności interwencji terapeutycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te były wspierane przez NIH NINDS R01NS116009.

Protokół ten dotyczący eksperymentów na zwierzętach został zatwierdzony przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych (IACUC) Uniwersytetu Case Western Reserve (CWRU). Case Western Reserve University jest instytucją akredytowaną przez AAALAC i przestrzega odpowiednich przepisów federalnych, stanowych i lokalnych, a także polityk instytucjonalnych. Nasza grupa badawcza została przeszkolona i certyfikowana przez pracowników CWRU. Pracując nad protokołami zatwierdzonymi przez IACUC, przestrzegamy polityki Public Health Service oraz Przewodnika po opiece i wykorzystaniu zwierząt laboratoryjnych (wydanie 8)32. Ten prokudur jest terminalny, a eutanazja zostałaby wywołana (za pomocą protokołu zatwierdzonego przez IACUC) po zakończeniu planowanych badań lub degradacji sygnałów elektrofizjologicznych kręgosłupa.
UWAGA: Parametry wentylacji, znieczulenia i innych leków opisane tutaj zostały skutecznie zastosowane dla dorosłych szczurów obu płci w zakresie wagowym 350-500 g. Wentylacja dodatniego ciśnienia i wsparcie termiczne pozwalają utrzymać zwierzęta do 6 godzin przy dobrym tętnie i perfuzji obwodowej. Taka ilość czasu jest niezbędna do zebrania danych elektrofizjologicznych kręgosłupa podczas wielu randomizowanych badań. Dzięki praktyce zabieg chirurgiczny można zakończyć w 90 minut.
1. Znieczulenie i wentylacja
<ol>
	<li>Indukuj znieczulenie w szczelnym akrylowym pudełku z 5% izofluranem. Gdy szczur stanie się całkowicie nieprzytomny, przenieś zwierzę do stożka nosowego i dawkować izofluran w zakresie 1-3%, aby utrzymać odpowiedni poziom znieczulenia. Nakładaj maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszaniu rogówki. Do golenia użyj elektrycznej maszynki do cięcia i usuń futro z tyłu oraz lewej tylnej łapy od grzebienia biodrowego do stawu kolana. Potwierdź głębokość znieczulenia za pomocą odruchu uszczypnięcia palca u stóp i mrugania okiem oraz monitoruj powierzchnię znieczulenia co 15 minut. UWAGA: Szczur jest gotowy do intubacji, gdy samoistnie oddycha w tempie 15-30 oddechów na minutę. Zapewniaj i utrzymuj wsparcie termiczne przez cały zabieg.</li>
	<li>Intubuj szczura w pozycji leżącej za pomocą pochwy z cewnika angiocath IV 14 G (cewnik 16 G może być bardziej odpowiedni dla mniejszych zwierząt) oraz laryngoskopem z ostrzem Miller 0 lub 00.</li>
	<li>Aby poprawić widoczność strun głosowych, delikatnie podtrzymaj język za pomocą niemiażdżących kleszczy. Zweryfikować intubację na podstawie wychylenia klatki piersiowej i tempa wentylacji, które pokrywają się z tempem unoszenia klatki piersiowej.</li>
	<li>Stosuj wentylację dodatniego ciśnienia z częstotliwością ruchu 60/min i objętością ruchu 3-5 cc/ruch, utrzymując stężenie izofluranu na poziomie 1%-3%.</li>
	<li>Cewnik załóż boczną żyłę ogonową za pomocą cewnika dożylnego o pojemności 22 G. Aby poprawić widoczność, oczyść żyłę ogonową po bocznej stronie ogona letnią wodą i 70% alkoholem izopropanowym.</li>
	<li>Wstrzyknij około 1 ml bezpłodnej soli fizjologicznej, dokładnie monitorując przepływ przez cewnik. Każdy obrzęk wskazuje na nieprawidłowe umieszczenie cewnika.</li>
	<li>Za pomocą rurki polietylenowej podłącz cewnik do strzykawki z roztworem rokuronia (2 mg/mL) zamontowanej w sterowniku strzykawki. Nie rozpoczynaj infuzji, dopóki nie będziesz gotowy do wykonania badań kręgosłupa.</li>
</ol>
2. Chirurgia
UWAGA: Wszystkie zabiegi chirurgiczne powinny być wykonywane na podstawie aparatu stereotaksyjnego małego zwierzęcia. Resztę sprzętu stereotaksyjnego można składać etapami w miarę postępu operacji.
<ol>
	<li>Chirurgia kręgosłupa<ol>
		<li>Dla praworęcznego chirurga ustaw szczura z ogonem po prawej stronie i głową po lewej. Leworęczny chirurg może woleć ustawić szczura z głową po prawej stronie.</li>
		<li>Dotknij najbardziej ogonowego żebra po lewej stronie szczura i podążaj nim aż do kręgosłupa. Skalpelem wykonaj nacięcie środkowe o długości około 60 mm, wyśrodkowane na tym punkcie.</li>
		<li>Użyj skalpela, aby zeskrobać tkanki z wyrostków kolczastych. Użyj nożyczek, aby odsłonić żebra i zlokalizować najbardziej ogonowe żebro.</li>
		<li>Stosując technikę tępego rozwarstwiania (włóż nożyczki zamknięte, a potem otwarte nożyczki do oddzielenia tkanki), potwierdzić żebro ogonowe wizualnie i dotykowo. Na tym etapie używaj mikroskopu chirurgicznego (3,5x-45x powiększenie). Żebro ogonowe łączy się z rostralną częścią kręgu T13. Zaznacz kolczasty wyrostek T13 markerem permanentnym.</li>
		<li>Stabilizuj kręgosłup za pomocą zacisków kręgowych na kręgach T11 i L4. Aby to osiągnąć, użyj tępego rozwarstwienia, aby utworzyć kieszenie po obu stronach każdego kręgu.</li>
		<li>Wsuwaj dwa pionowe słupy z mocowaniem podstawowym do ścieżki T-track na platformie stereotax, wyrównuj się z kręgami T11 i L4, ale nie dokręcaj. Włóż cylindryczne wały zacisków kręgowych do zacisków słupa, ale nie dokręcaj.</li>
		<li>Zaczynając od T11, trzymaj kręgosłup za pomocą kleszczy zębatych, wkładaj szczęki zacisków kręgowych po obu stronach kręgów, pod kątem około 45° od kręgu T13, i zaciskaj szczęki zacisku kręgowego. Następnie dokręć trzonek zacisku grzbietowego w zacisku na słupku. Powtórz ten proces dla kręgu L4.</li>
		<li>Podnieś oba zaciski słupa, aby podnieść kręgosłup tak, aby tułów szczura był podparty przez zaciski kręgosłupa (Rysunek 1A). Zmniejsza to artefakty ruchu związane z oddychaniem w rejestrach elektrofizjologicznych.</li>
		<li>Oznacz pozycję rostro-ogonową wyrostków kolczastych T13 i L1 za pomocą pojedynczych szwów na powierzchni mięśnia bocznej od kręgosłupa. UWAGA: Punkty orientacyjne wyrostka kolczastego zostaną usunięte podczas laminektomii.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Laminektomia<ol>
		<li>Tymczasowo ustaw stereotaksyjną ramę w kształcie litery U tak, aby pozioma lina mogła służyć do podpierania pięt dłoni podczas wykonywania tego delikatnego zabiegu (rysunek 1B). Należy go usunąć przed operacją nerwu kulszowego.</li>
		<li>Usuń mięśnie i tkankę łączną z powierzchni błonki kręgowej między T12 a L3 za pomocą kleszczy zębatych, nożyczek i skrobania skalpelem. Pod mikroskopem chirurgicznym użyj Rongeursa Friedmana-Pearsona do usunięcia błonek kręgowych od L2 do T13.</li>
		<li>Na początek ustaw rongeury blisko poziomości i bierz małe kęsy z części ogonowej L2, gdzie zachodzą na L3. Przedłuż laminektomię na wyrost, aby odsłonić linię środkową rdzenia kręgowego, dbając o minimalizację nacisku na rdzeń kręgowy i regularnie usuwając fragmenty kości z rangers.</li>
		<li>Na koniec przedłuż laminektomię bocznie o 2 mm z każdej strony linii środkowej. Usuń oponę twardą z odsłoniętego rdzenia kręgowego za pomocą cienkich kleszczy i nożyczek sprężynowych.</li>
		<li>Zabezpiecz dura mater przed cięciem. Po pierwszym cięciu z mięśnia twardego wypływa niewielka ilość płynu mózgowo-rdzeniowego. Delikatnie nasącz to skręconą chusteczką bez kłaczków, zanim usuniesz pozostałą część opona twardego.</li>
		<li>Okryj laminektomię kawałkiem tkanki zwilżonej solą fizjologiczną aż do okresu rejestracji elektrofizjologicznej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Operacja nerwu kulszowego<ol>
		<li>Usuń stereotaksową ramę w kształcie litery U, aby uzyskać dostęp do nogi zwierzęcia. Odsłonij nerw kulszowy na wysokości środkowej części uda, wykonując nacięcie skalpelem (Rysunek 1C). Usuń tkankę łączną z nerwu za pomocą tępego rozwarstwienia. Ilość odsłoniętego nerwu zależy od tego, czy nerw jest stymulowany elektrycznie.</li>
		<li>Umieść urządzenie jako blokadę nerwową obok odsłoniętego nerwu. Upewnij się, że elektroda stymulacyjna i urządzenie blokujące nerwy znajdują się blisko punktu rozgałęzienia, w którym rwa kulszowa dzieli się na nerw piszczelowy, nerwowy i brzuszny33. Wymień ramę stereotaksową i dodaj ramię stereotaksowe, aby przygotować się do rejestracji elektrofizjologicznych (Rysunek 1D).</li>
		<li>Stymulacja do rejestracji neuronów WDR należy wykonać na powierzchni podeszwowej łapy tylnej lub poprzez bezpośrednią stymulację rwy kulszowej za pomocą elektrody mankietowej nerwowej. W przypadku nagrań LFP należy stymulować go bezpośrednią stymulacją nerwu, ponieważ aktywacja przez stymulację stóp powoduje, że wcięcie na włóknie C staje się zbyt rozproszone, by go wykryć.</li>
		<li>Jeśli stymulacja sensoryczna jest bezpośrednio przyłożona do nerwu kulszowego, umieść specjalnie wykonaną elektrodę w formie mankietu typu J-cuff z platyny dwubiegunowej wokół nerwu34, o wymiarach styku 1 mm x 3 mm (porównywalne elektrody do mankietu nerwowego mogą być wykonywane na zamówienie przez MicroProbes for Life Science w Gaithersburg, MD lub World Precision Instruments w Sarasocie, FL).</li>
		<li>Aby uzyskać najskuteczniejszą bezpośrednią stymulację nerwową, upewnij się, że elektroda jest umieszczona blisko punktu rozgałęzienia, w którym rwa kulszowa dzieli się na nerwy piszczelowe, nerwowe i przyłożone33.</li>
		<li>Do stymulacji podeszwowej włóż dwie 13 mm elektrody igły ze stali nierdzewnej, wewnątrz 5. palca i poza 4. palcem, blisko powierzchni podeszwowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Stymulacja elektryczna
<ol>
	<li>Jeśli stosujesz stymulację nerwową, rozpocznij ogólnoustrojową infuzję roztworu rokuronia (2 mg/mL w tempie 1-1,4 mL/h). Ogólnoustrojowa infuzja rokuronia powinna zadziałać w ciągu 30-60 sekund. Szukaj ruchu związanego ze stymulacją w tylnej łapie i dostosuj tempo wlewu w razie potrzeby, aby upewnić się, że wszelkie ruchy zostaną wyeliminowane.</li>
	<li>Należy zastosować stymulację elektryczną kontrolowaną prądem do powierzchni podeszwowej stopy lub nerwu kulszowego za pomocą dwufazowego, prostokątnego izolowanego stymulatora impulsu, stosując parametry stymulacji: szerokość impulsu 1-5 ms, częstotliwość 0,1-0,2 Hz, amplituda 1-10 mA szczyt-szczyt.</li>
	<li>Dostosuj parametry stymulacji podczas pomiarów elektrofizjologicznych, opisanych w następnej sekcji, aby zapewnić maksymalną stymulację wszystkich podtypów włókien.</li>
	<li>Stymulator ma sygnał wyjściowy wyzwalający, oddzielny od impulsu stymulacyjnego sterowanego prądem. Podłącz to do urządzenia do akwizycji danych, aby zsynchronizować dane elektrofizjologiczne z impulsem stymulacyjnym. Zobacz kolejną sekcję, aby uzyskać więcej szczegółów.</li>
</ol>
4. Zapisy elektrofizjologiczne
<ol>
	<li>Wkładaj igły hipodermiczne (21 G, 1 1/2 cala) w mięsień po obu stronach kręgosłupa, równolegle do kręgosłupa. Podłącz iglicę uziemiającą do metalowej obudowy każdego z głównych stopni.</li>
	<li>Podłącz iglicę referencyjną do każdego wejścia referencyjnego na stopniach głowicowych. Każdy z 8 kanałów wzmacniacza ma własny port wyjściowy BNC, podłączony do osobnego kanału analogowo-cyfrowego na urządzeniu do akwizycji danych.</li>
	<li>Cyfrowa cyfrowość sygnałów w ciągu ciągu (częstotliwość próbkowania 20 kHz) i wyświetlanie (oprogramowanie Spike2). Za pomocą kabla BNC podłącz impuls wyzwalający (oznaczony jako 'TRIG OUT') z izolowanego stymulatora impulsu do jednego z cyfrowych kanałów wejściowych w urządzeniu do akwizycji danych.</li>
	<li>W oprogramowaniu ustaw kanał wyzwalający do rejestrowania zdarzeń. Pozwoli to na analizę sygnałów LFP lub WDR względem czasu każdej stymulacji elektrycznej. UWAGA: Nagrania LFP i WDR można wykonać z tą samą niestandardową matrycą mikroelektrod (1 x 8 matryca wieloelektrod, odstęp 500 μm między wałami, impedancja 1 MΩ, wykonana na zamówienie). Głębokość penetracji i ustawienia filtra pasmowego wzmacniacza to kluczowe różnice między typami sygnałów. Matryca była trzymana i podłączona do stereotaxu za pomocą niestandardowego złącza drukowanego 3D (Rysunek 2A). Dostępna jest jednak komercyjnie dostępna alternatywa (Rysunek 2B, Standardowy Uchwyt Elektrody [Tabela materiałów]).</li>
	<li>W przypadku LFP należy wprowadzić matrycę skierowaną w kierunku rostrocaudalnego, z najbardziej wysuniętą elektrodą na poziomie rostralnym, a szwem oznaczającym wyrostek kolczasty T13, jak najbliżej linii środkowej, nie uszkadzając naczyń krwionośnych linii środkowej. Najsilniejsze sygnały znajdują się między powierzchnią przewodu a głębokością 300 μm.</li>
	<li>Ustaw filtry pasmowe na wzmacniaczu na 10-100 Hz, z gainem 1000x. Dodaj filtr z wcięciem 60 Hz (lub 50 Hz, w zależności od lokalizacji), aby usunąć szumy zasilania sieciowego. Jakość siły sygnału będzie się różnić w zależności od układu. Wybierz najlepszy sygnał do dalszej analizy.</li>
	<li>Neurony WDR są rozmieszczone w całym powiększeniu lędźwia rdzenia kręgowego, w rogu grzbietowym na głębokości 600-1200 μm oraz 200-800 μm od linii bocznej do środkowej, po stronie bodźca. Ustaw filtry pasmowe na wzmacniaczu na 300-10 000 Hz, z wzmocnieniem 10 000x. Do tych nagrań używaj filtra z wycięciem, chociaż szum sieciowy jest zazwyczaj usuwany przez filtr pasmowy.</li>
	<li>Dostosowuj parametry stymulacji, obserwując sygnał elektrofizjologiczny. Dostosuj amplitudę i szerokość impulsu, aby zapewnić maksymalną aktywację wszystkich podtypów włókien nerwowych. UWAGA: Duże włókna mielinizowane (Aα/β) mają najniższy próg aktywacji, następnie małe włókna mielinizowane (Aδ). Niemielinizowane włókna C wymagają większej szerokości i amplitud impulsów stymulacyjnych, aby generować potencjały czynnościowe za pomocą stymulacji elektrycznej.</li>
	<li>Zaczynając od szerokości impulsu 1 ms, zwiększ amplitudę, aż wszystkie składniki sygnału będą widoczne. Jeśli włókna C o wyższym progu nie są widoczne, zwiększ szerokość impulsu stymulacyjnego.</li>
	<li>Do rejestracji LFP obserwuj krótką latencję i niski prog odpowiedzi światłowodu A w zakresie 40-100 ms oraz dłuższą latencję i wysoki prog odpowiedzi światłowodu C w zakresie 150-350 ms (Rysunek 3B)3,8.</li>
	<li>Do nagrań WDR użyj następujących opóźnień po bodźcu, aby zidentyfikować podtypy włókien nerwowych: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms oraz C: 100-500 ms (Rysunek 3C)5,6,7.</li>
</ol>
5. Blokada nerwu obwodowego
<ol>
	<li>Za pomocą elektrody rozdzielonej na węgiel nerwowy (CSINE)21 należy zastosować 0,1-5 mA katodowego prądu stałego do nerwu kulszowego, blisko mankietu stymulującego (jeśli dotyczy). Przykładowe próby blokowe nagrań LFP i WDR przedstawiono na Rysunkach 4 i 5.</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Metoda ta opisuje zbieranie dwóch komplementarnych sygnałów elektrofizjologicznych, które mogą być użyte do pomiaru skuteczności potencjalnie terapeutycznych interwencji blokujących sygnały czuciowe w nerwach obwodowych.
Lokalne potencjały pola (LFP) można rejestrować z kręgosłupa grzbietowego za pomocą mikroelektrod o wysokiej impedancji (1 MΩ). Służą do pomiaru aktywacji całego nerwu kulszowego; LFP reprezentuje odpowiedzi wielu komórek, w tym pobudzające potencjały postsynaptyczne w dendryt...

Bezpośrednie blokowanie sygnałów bólu w nerwach obwodowych przed dotarciem do rdzenia kręgowego ma potencjał do wielu zastosowań w terapii bólu, takich jak choroba zwyrodnieniowa stawów kolana czy zespół fantomowej kończyny po amputacji 1,2,3,4. Ogólnie rzecz biorąc, takie interwencje terapeutyczne zmniejszają/eliminują ogólnoustrojowe skutki uboczne zaobserwowane w obecnych lekach znieczulającychi przeciwbólowych 1,2.
Dwa typy komplementarnych pomiarów elektrofizjologicznych można rejestrować z lędźwiowego rdzenia kręgowego w celu oceny aktywacji sensorycznej obwodowej: lokalne potencjały pola (LFP)3,4 oraz szeroki zakres dynamiczny (WDR)5,6,7 pojedynczych neuronów. LFP można rejestrować z kręgosłupa grzbietowego. Służą do pomiaru aktywacji całego nerwu kulszowego; LFP reprezentuje odpowiedzi wielu komórek, w tym pobudzające potencjały postsynaptyczne w dendrytach oraz potencjały czynnościowe zarejestrowane z końcowców soma i aksonów. Zostały one wykorzystane do badań neuroplastyczności rdzenia kręgowego3 oraz łagodzących ból dzięki elektrycznej stymulacji rdzenia kręgowego8. Z sygnałów LFP można zmierzyć amplitudę dużych, mielinizowanych Aα/β a amplitudę niemielinizowanych włókien C3. Neurony WDR występują w rogu grzbietowym rdzenia kręgowego L4 i L5. Te neurony są wielorecepcyjne; otrzymują i wiernie przekazują sygnały ze wszystkich podklas neuronów sensorycznych: nocyceptywnych włókien Aδ- i C oraz nienocyceptywnych włókien Aα/β-7,9,10,11. Dlatego, na podstawie opóźnienia względem bodźca sensorycznego, aktywność neuronów WDR dostarcza szczegółowych informacji o peryferyjnej aktywności sensorycznej5. Takie nagrania były wcześniej wykorzystywane do oceny bloku sensorycznego przy użyciu prądu stałego (DC)9 oraz częstotliwości kilohercowej prądu przemiennego (KHFAC)10. Obie techniki wykorzystują opóźnienie zarejestrowanych sygnałów do rozróżniania różnych podklas czuciowych włókien nerwowych obwodowych; Wynika to z różnych prędkości przewodzenia podklas włókien nerwowych12. Sygnały te są uzupełniające, ponieważ nagrania LFP odzwierciedlają aktywność całego nerwu kulszowego, ale potrafią odróżnić tylko Aα/β od włókien C i nie wykrywają Aδ13,14. Jednocześnie zapisy WDR odzwierciedlają aktywność subpopulacji włókien nerwu kulszowego, ale mogą rozróżniać Aα/β, Aδ i C-włókna 7,9,10,11. Tę wadę można przezwyciężyć dzięki wielokontaktowym matrycom elektrod, które jednocześnie rejestrują wiele neuronów WDR15.
Różne podtypy włókien nerwowych obwodowych przekazują różne rodzaje sygnałów sensorycznych lub ruchowych. Na przykład duże, mielinizowane włókna czuciowe przekazują sygnały dotykowe, podczas gdy mniejsze, niemielinizowane włókna przekazują sygnały bólowe 16,17,18. Przy ocenie technologii blokady nerwowej ważne jest, aby zrozumieć, które podtypy włókien są najbardziej dotknięte, ponieważ klinicznie korzystne byłoby blokowanie sygnałów bólu przy jednoczesnym zachowaniu dotykowego odczucia. Ponadto zaobserwowano złożone właściwości skroniowe blokady nerwów obwodowych. Na przykład miejscowa znieczulenie lidokaina początkowo blokuje tylko niemielinizowane włókna C, a następnie blokuje włókna mielinizowane po19 roku. Po całkowitym zablokowaniu wszystkich włókien nerwowych lidokainą, zaobserwowano również różnice w typach włókien podczas rekonwalescencji po bloku20. Opisana tutaj technika elektrofizjologiczna pozwala badaczom wyjaśnić właściwości czasowe metodologii blokady nerwów obwodowych na różnych podpopulacjach włókien nerwowych czuciowych. Do tej pory stosowaliśmy tę metodę do oceny bloku prądu stałego przy użyciu bloku elektrycznegoprądu stałego 21,22, bloku elektrycznego prądu przemiennego o częstotliwości kilohercowej23 oraz fotobiomodulacji przy użyciu długości fal w bliskim podczerwieni24,25. Techniki te byłyby również odpowiednie do badania innych interwencji działających lokalnie na nerw obwodowy, takich jak zimno, ciepło i zastrzyki chemiczne 26,27,28.
Ocena terapii nerwów obwodowych często wykorzystuje modele chorobowe bóluzapalnego 29 lub bólu neuropatycznego30 , połączone z testami behawioralnymi nadwrażliwości mechanicznej i termicznej31. Opisane tutaj metody elektrofizjologiczne mogą ilościowo określić zmiany aktywności nerwowej, które przyczyniają się do zmniejszenia odczuwania bólu. Ponadto mogą dostarczyć przydatnych danych na temat niepożądanych skutków blokady nerwów obwodowych, takich jak blokowanie dużych włókien czuciowych zaangażowanych w odczucia dotykowe.

<table><tbody><tr><td>1 x 8 matryc wieloelektrodowych, 500 i mikro; M odstępów między wałami&nbsp;</td><td>Mikrosondy</td><td>Produkt niestandardowy</td><td>Niestandardowa matryca mikroelektrod&nbsp;</td></tr><tr><td>Cewnik angio 14 G</td><td>Bencton Dickinson</td><td>SKU: 381164, GTIN: 382903811649</td><td></td></tr><tr><td>Biowzmacniacz 8-kanałowy</td><td>Światowe Precyzyjne Instrumenty</td><td>ISO-DAM8A</td><td>Stopień główny</td></tr><tr><td>Stereoskop stereo z serii AmScope SM-6T z trójkątnym zoomem 3,5-45x Powiększenie z ramieniem przesuwającym i światłem pierścieniowym</td><td>Amscope</td><td>SM-8TW2-144S</td><td>Mikroskop chirurgiczny</td></tr><tr><td>urządzenie do akwizycji danych&nbsp;</td><td>Cambridge Elektroniczne Projektowanie</td><td>Power1401-3A</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze Dumont #5</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Friedman-Pearson Rongeurs (rozmiar miseczki 1 mm)</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>16021-14</td><td></td></tr><tr><td>Respirator aparaturowy Harvardu</td><td>Harvard Apparatus&nbsp;</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran, unikalna cecha</td><td>Piramel Intensywna Opieka Zdrowotna</td><td>66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Laryngoskop</td><td>Sarnova HC</td><td>301-B802</td><td></td></tr><tr><td>Łopatka laryngoskopu Miller 00</td><td>Sarnova HC</td><td>301-B5100-20</td><td></td></tr><tr><td>Sparowane igły podskórne</td><td>RhythmLink</td><td>RLSND121-1.0</td><td>13 mm igły ze stali nierdzewnej&nbsp;</td></tr><tr><td>Rocuronium brom, unikalna cecha</td><td>Solco</td><td>43547-530-10</td><td></td></tr><tr><td>Spike2</td><td>Cambridge Elektroniczne Projektowanie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stymulator impulsów z falą prostokątną, izolowany &nbsp;</td><td>AM-Systemy</td><td>Model 2100</td><td>Bifazowy, prostokątny, izolowany stymulator impulsu</td></tr><tr><td>Platforma stereotaksyczna&nbsp; with&nbsp; regulowane podstawy i nbsp; z kołkiem i zaciskiem</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 982</td><td></td></tr><tr><td>SureSite IV 22G x 1" cewnik bezpieczeństwa&nbsp;</td><td>Medline</td><td>DYNA22100</td><td>22 g dożylnie cewniku&nbsp;</td></tr><tr><td>Napęd strzykawki</td><td>Cole Parmer</td><td>Model 74900</td><td></td></tr><tr><td>Ultra precyzyjny mikromanipulator rozdzielczość 10 mikronów</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 961</td><td></td></tr><tr><td>Uniwersalny posiadacz</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 1772&nbsp;</td><td>Alternatywne złącze drukowane w 3D&nbsp;</td></tr><tr><td>Stereotaksowa rama w kształcie litery U &</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 1430</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas – krawędź tnąca 2 mm</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>15000-03&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Zaciski na kręgi&nbsp;</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Model 986C&nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

Electrophysiological Methods to Assess Peripheral Pain Block in an Anesthetized Rat

Rejestry elektrofizjologiczne in vivo z okolicy lędźwiowej kręgosłupa szczura mogą być wykorzystywane do badania aktywacji sensorycznych sygnałów nerwowych w kończynach tylnych, a także skuteczności interwencji terapeutycznych przerywających sygnały bólu wznoszącego.
Tutaj opisujemy procedury chirurgiczne (laminektomia i ekspozycja nerwu kulszowego), zbieranie danych oraz analizę dwóch komplementarnych sygnałów elektrofizjologicznych: lokalnych rejestrów potencjału pola oraz szerokiego zakresu dynamicznego nagrań pojedynczych neuronów. Oba różnicują aktywację podklas włókien nerwowych na podstawie prędkości przewodzenia względem impulsu stymulacji elektrycznej.
Lokalne potencjały pola (LFP) mogą rozróżnić włókna nerwowe A α/β i C, ale nie wykrywają aktywności Aδ. Dostarczają informacji o globalnej aktywacji całej rwy kulszowej. Po bezpośredniej stymulacji elektrycznej nerwu kulszowego za pomocą elektrody bipolarnej w stylu mankietu J, oblicza się powierzchnię pod krzywymi pomiarami dwóch dołów odpowiadających każdemu składnikowi.
Rejestry pojedynczego neuronu w szerokim zakresie dynamicznym (WDR) oceniają aktywność podzbioru aktywacji rwy kulszowej i mogą rozróżnić typy włókien Aα/β, Aδ i C. Stymulację elektryczną można stosować bezpośrednio do rwy kulszowej, jak w przypadku LFP, lub za pomocą elektrod igiełkowych umieszczonych w powierzchni podeszwowej tylnej łapy. Ten sygnał o wyższej częstotliwości powoduje wysokie skoki potencjału działania sygnał-szum. Liczba skoków w ramach zdefiniowanych okien opóźnień odzwierciedla poziom aktywności różnych typów światłowodów.
Do tej pory techniki te zostały wykorzystane do oceny właściwości czasowych trzech różnych metod blokowania bólu: blokady nerwu elektrycznego prądem stałym za pomocą specjalnie wykonanej elektrody interfejsu nerwowego z rozdzielonym węglem (CSINE), prądu przemiennego o częstotliwości kilohercowej oraz fotobiomodulacji z użyciem lasera 830 nm. To przygotowanie chirurgiczne było stosowane do interwencji blokady nerwowej trwające do 5 godzin.

Dane uzyskane za pomocą tego protokołu pozwalają ocenić względną ilość blokady dla podklas włókien nerwowych czuciowych. Pozwala także ocenić właściwości czasowe bloku; zarówno szybkość, z jaką blok jest indukowany, jak i tempo regeneracji po zakończeniu bodźca blokującego35. Dla pomiarów LFP aktywacja światłowodów jest określana przez obliczenie powierzchni pod krzywą dla konkretnego okresu odpowiadającego interesującemu się typowi włókna. Na Rysunku 4 prąd stały był...

Przedstawiamy tutaj metodę oceny aktywacji i blokady aksonów czuciowych w nerwach obwodowych w ostrych, znieczulonych, in vivo eksperymentach na szczurach z użyciem dwóch typów elektrofizjologicznych pomiarów rdzenia, które pozwalają rozróżnić aktywność podtypów włókien nerwowych: lokalnych potencjałów pola oraz zapisów pojedynczego neuronu o szerokim zakresie dynamicznym.

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

In vivo electrophysiological recordings from the lumbar region of the rat spine can be used to study the activation of sensory neural signals in the ...

Celem naszych badań jest opracowanie obwodowych blokad nerwowych elektrycznych i bliskich podczerwieni do leczenia bólu. Technologie takie jak bloki elektryczne prądem stałym i prądem przemiennym o wysokiej częstotliwości oraz fotobiomodulacja w bliskiej podczerwieni oferują potencjał w klinicznym złagodzeniu bólu. Na początek ułóż znieczulonego szczura na plecach na stole operacyjnym.Intubuj szczura w pozycji leżącej, używając pochewy z dożylnego cewnika Angiocath 14 gauge oraz laryngoskopu z ostrzem w rozmiarze 0 lub 0.0. Oczyść boczną stronę żyły ogonowej letnią wodą, a następnie dodać 70% alkoholu izopropylowego. Następnie cewnik bocznej żyły ogonowej za pomocą dożylnego cewnika 22 gauge.Teraz wstrzyknij około jednego mililitra bezpłodnej soli fizjologicznej do cewnikowanej żyły ogona. Za pomocą rurki polietylenowej podłącz wkładany cewnik żyły ogonowej do strzykawki zawierającej roztwór rokuronia o stężeniu dwóch miligramów na mililitr, zamontowanej na śrubokrętze strzykawkowym. Dotknij najbardziej ogonowego żebra po lewej stronie szczura i podążaj nim grzbietowo, aż do kręgosłupa.Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie środkowe o długości około 60 milimetrów, wyśrodkowane na tym

electrophysiological-methods-to-assess-peripheral-pain-block-an

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ze względu na prostotę zabiegu chirurgicznego oraz wyraźne efekty behawioralne, przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego jest jednym z najważniejszych modeli zwierzęcych bólu neuropatycznego. W ciągu 24 h po operacji rozwija się nadwrażliwość bólowa, którą można zmierzyć ilościowo za pomocą estezjometru von Freya (test mechaniczny) oraz urządzenia do pomiaru analgesii podeszwowej (test termiczny).

Przewlekłe uciskowe uszkodzenie nerwu kulszowego i badanie nadwrażliwości bólowej u szczurów

Źródło: Martinez, E., et al. Farmakoterapia wewnątrzczaszkowa i testy przeciwbólowe u gryzoni. J. Vis. Exp. (2019).Ten film pokazuje wewnątrzczaszkowe podawanie leku przeciwbólowego znieczulonemu szczurowi z wstępnie wszczepioną kaniulą prowadzącą w korze przedczołowej. Dodatkowy lek przeciwbólowy jest podawany jednocześnie dootrzewnowo. Po wyzdrowieniu reakcja termiczna szczura na ból jest oceniana za pomocą aparatu Hargreave'a, w którym mierzy się opóźnienie wycofania łapy w celu oceny...

Synergiczny wpływ wewnątrzczaszkowego i dootrzewnowego podawania leków przeciwbólowych na termiczną reakcję bólową u szczura

Ta praca przedstawia metodologię stosowania ultradźwięków o wysokiej intensywności do blokowania potencjałów czynnościowych cukrzycowych nerwów neuropatycznych.

Narzędzie ultradźwiękowe do blokowania przewodnictwa nerwowego w modelach szczurów z cukrzycą

Metody pomiaru reakcji układu współczulnego i sercowo-naczyniowego na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego (OUN) są ważne dla rozwoju neuronauki. Protokół ten został opracowany, aby pomóc naukowcom w pomiarze i ilościowym określeniu ostrych zmian w aktywności nerkowego nerwu współczulnego (RSNA) u znieczulonych szczurów (brak przeżycia).

Ilościowe określanie ostrych zmian w aktywności nerek współczulnych w odpowiedzi na manipulacje ośrodkowego układu nerwowego u znieczulonych szczurów

Dostarczony jest tutaj protokół, który szczegółowo opisuje kroki prowadzące do stworzenia zwierzęcego modelu przewlekłego bólu po niedokrwieniu (CPIP). Jest to dobrze rozpoznawalny model naśladujący ludzki złożony zespół bólu regionalnego typu I. Dalej oceniane są nadwrażliwości mechaniczne i termiczne, a także zachowania nocyfensywne wywołane kapsaicyną obserwowane w modelu szczurzym CPIP.

Model przewlekłego bólu po niedokrwieniu złożonego zespołu bólu regionalnego typu I u szczurów

Zmodyfikowana operacja to uproszczona metoda dla modelu uszkodzenia nerwu oszczędzonego u myszy lub szczura, która wymaga tylko jednego podwiązania i jednego cięcia, aby uszkodzić zarówno wspólne nerwy strzałkowe, jak i łydkowe.

Zmodyfikowany model chirurgii oszczędzonego uszkodzenia nerwu bólu neuropatycznego u myszy

Aby opracować nowatorskie interwencje terapeutyczne w celu zapobiegania i leczenia bólu pleców, potrzebne są modele zwierzęce, które zbadają mechanizmy i skuteczność tych terapii z perspektywy translacyjnej. Niniejszy protokół opisuje test BMS, znormalizowaną metodę oceny wrażliwości mechanicznej pleców u szczura.

Ocena wrażliwości mechanicznej pleców u szczura do mechanistycznego badania przewlekłego bólu pleców

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego wywołuje długotrwały przewlekły ból neuropatyczny, charakteryzujący się przesadnymi reakcjami na bodźce termiczne i mechaniczne. Ten mysi model bólu neuropatycznego jest powszechnie stosowany do badania innowacyjnych terapii leczenia bólu. W tym artykule szczegółowo opisano procedurę chirurgiczną w celu poprawy standaryzacji i odtwarzalności.

Częściowe podwiązanie nerwu kulszowego: mysi model przewlekłego bólu neuropatycznego w celu zbadania antynocyceptywnego działania nowych terapii

Przedstawiamy protokół użycia podskórnego igłowania Fu w modelu przewlekłego uszkodzenia zwężonego w celu wywołania bólu nerwu kulszowego u szczurów.

Skuteczność podskórnego igłowania Fu w bólu nerwu kulszowego: zmiany behawioralne i elektrofizjologiczne w modelu szczura z przewlekłym zwężeniem

Ten artykuł przedstawia manipulację w leczeniu przewlekłego ucisku zwoju korzenia grzbietowego u szczurów za pomocą terapii Tuina, wraz z metodą oceny jej skuteczności na podstawie zachowania bólu i wyników histopatologicznych.

Przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Poznaj metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura. Techniki te umożliwiają precyzyjną analizę aktywacji włókien nerwowych i skuteczności interwencji terapeutycznych.

Metody elektrofizjologiczne oceny blokady bólu obwodowego u znieczulonego szczura

Przeglądaj więcej filmów