Name: Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-07-25T14:40:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Poznaj zoptymalizowaną metodę echokardiograficznie kontrolowanych iniekcji wewnątrzmięśniowych w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego. Technika zapewnia precyzyjne i powtarzalne dostarczanie terapeutyków do strefy peri-infarct.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Kim Nijsten za pomoc w obrazowaniu fluorescencyjnym. Prace te były wspierane finansowo przez Flandryjski Mandat Baekeland ds. Innowacji i Przedsiębiorczości (VLAIO) (HBC.2021.0811).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną UHasselt (Komisja Etyczna ds. Doświadczeń na Zwierzętach, UHasselt, Diepenbeek, Belgia, ID202308 i ID202497) i przeprowadzone zgodnie z dyrektywą UE 2010/63/UE.
1. Konfiguracja sprzętu
<ol>
	<li>Włącz platformę obrazowania ultrasonograficznego, zintegrowaną podgrzewaną platformę, jednostkę do monitorowania fizjologii i podgrzewacz do żelu. UWAGA: Aby umożliwić wyraźną i wystarczająco szczegółową wizualizację przedniej ściany lewej komory podczas zabiegu EGI, zalecany jest system ultrasonograficzny wysokiej częstotliwości wyposażony w przetwornik liniowy ≥ 15 MHz zapewniający rozdzielczość osiową około 75 μm.</li>
	<li>Włącz poduszkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała szczura podczas depilacji klatki piersiowej.</li>
	<li>Wybierz odpowiedni przetwornik i zainicjuj silnik 3D, aby zapewnić pełny zakres ruchu przetwornika. UWAGA: Oprócz korzystania z mikromanipulatora systemu poręczy platformy zwierzęcia, silnik 3D pozwala na bardzo precyzyjną regulację przetwornika, co w razie potrzeby może ułatwić wyrównanie z igłą iniekcyjną. W razie potrzeby zabieg można wykonać również bez silnika 3D.</li>
	<li>Upewnij się, że system jest prawidłowo wyrównany przed obrazowaniem. Ustaw mikromanipulator sterujących platformą dla zwierząt w pozycji neutralnej (tj. wyśrodkowanej w pełnym zakresie ruchu). Wyśrodkuj samą platformę dla zwierząt na środku systemu balustrad. Ustaw system mocowania przetwornika tak, aby przetwornik znajdował się bezpośrednio nad środkiem platformy dla zwierząt.</li>
</ol>
2. Przygotowanie i znieczulenie zwierząt
<ol>
	<li>Zważyć szczura i obliczyć wymaganą objętość buprenorfiny (0,04 mg/kg) do podania w celu uśmierzenia bólu.</li>
	<li>Umieść szczura w komorze indukcyjnej podłączonej do aparatu do znieczulenia. Wywołaj znieczulenie 2,5% izofluranem uzupełnionym tlenem o natężeniu przepływu 2 l/min.</li>
	<li>Po wywołaniu znieczulenia przenieś szczura na poduszkę grzewczą, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 0,5 °C. Utrzymuj odpowiednie znieczulenie, umieszczając pysk szczura w stożku nosowym podłączonym do systemu znieczulającego, dostarczając stały przepływ 1-3% izofluranu uzupełnionego 1-1,5 l / min tlenu, dostosowanego w razie potrzeby, aby zapewnić odpowiednią głębokość znieczulenia.</li>
	<li>Ogol klatkę piersiową szczura i usuń resztki włosów za pomocą kremu do depilacji. Po depilacji należy zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia, stosując naprzemiennie odpowiedni chirurgiczny środek peelingujący (np. powidon-jod) z 70% etanolem, wielokrotnie 3x. Nałóż żel okulistyczny na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.</li>
	<li>Obliczoną dawkę buprenorfiny należy podawać domięśniowo w kończynę tylną, aby zminimalizować dyskomfort związany z EGI.</li>
	<li>Przenieś szczura z poduszki grzewczej na platformę zwierzęcą systemu obrazowania ultrasonograficznego. Zapewnij stałe dostarczanie znieczulenia przez zintegrowany stożek nosowy platformy, utrzymując stały przepływ 1-3% izofluranu w 1-1,5 l/min tlenu. Aby zapewnić odpowiednie znieczulenie, wykonaj uszczypnięcie palca u nogi, aby sprawdzić, czy nie ma odruchu bólowego. Przymocuj łapy szczura do elektrod platformy, nakładając niewielką ilość żelu do elektrod, aby zapewnić optymalną jakość sygnału. Włóż sondę temperatury doodbytniczą w celu ciągłego monitorowania temperatury ciała. UWAGA: Ciągłe monitorowanie parametrów fizjologicznych jest niezbędne podczas procedur obrazowania i iniekcji. Tętno (HR), częstość oddechów (RR) i temperatura ciała szczura muszą pozostawać w dopuszczalnych zakresach, aby uniknąć powikłań związanych ze znieczuleniem. Ogólnie rzecz biorąc, tętno powinno mieścić się w przedziale 250-400 uderzeń na minutę, podczas gdy RR powinno wynosić co najmniej 30 oddechów na minutę. Jeśli HR lub RR spadną poniżej tych progów, należy natychmiast zmniejszyć stężenie izofluranu (np. z 2-3% do 1-2%) i sprawdzić, czy zwierzę pozostaje prawidłowo ułożone i nie popada w hipotermię. Dostosowania powinny być dokonywane stopniowo, przy ścisłym monitorowaniu, aż parametry powrócą do poziomów docelowych.</li>
	<li>Na tym etapie należy uzyskać dowolne pożądane obrazy wyjściowe lub przed wstrzyknięciem. Ogólnie rzecz biorąc, obrazy przymostkowej osi długiej (PSLAX) i krótkiej osi (SAX) zarówno w trybie B, jak i M, wraz z obrazami czterokomorowymi, są zalecane do podstawowej oceny funkcjonalnej i anatomicznej. UWAGA: Obrazowanie ogólne można wykonać przy użyciu systemu skonfigurowanego tak, jak pokazano na rysunku 1A. W celu przeprowadzenia procedury wstrzykiwania konieczne będzie przemieszczenie platformy dla zwierząt i odpowiednie wyregulowanie przetwornika. Chociaż obrazowanie w trybie B PSLAX jest używane do prowadzenia podczas wstrzykiwania, obrazy te mogą nie być optymalne do analiz funkcjonalnych post-hoc ze względu na konieczność precyzyjnego wyrównania igły.</li>
</ol>
3. Zabieg iniekcji domięśniowej pod kontrolą echokardiografii
UWAGA: Od tego momentu do pomyślnego wykonania iniekcji potrzebnych jest dwóch operatorów. Operator A jest odpowiedzialny za manipulowanie platformą zwierzęcia i monitorowanie obrazu echokardiografii na żywo, podczas gdy operator B powinien ustawić się za uchwytem do wstrzykiwań, aby dokładnie ustawić igłę i przetwornik.
<ol>
	<li>Przygotować system do wstrzykiwań, podłączając sterylną igłę prowadzącą o masie 22 g do strzykawki o pojemności 1 ml. Umieścić strzykawkę z igłą prowadzącą na uchwycie do wstrzykiwań i zabezpieczyć zacisk do wstrzykiwań. UWAGA: Igła 29 G x 88 mm jest zbyt elastyczna, aby bezpośrednio nakłuwać warstwy skóry i mięśni; Igła prowadząca jest niezbędna do ułatwienia wstrzyknięcia.</li>
	<li>Wyrównać przetwornik z mocowaniem do wstrzykiwań, aby zapewnić wizualizację igły. Wyreguluj położenie przetwornika za pomocą mocowania przetwornika i zacisku przytrzymującego i, jeśli to konieczne, obróć mocowanie wtrysku wzdłuż jego szyny, aby uzyskać odpowiednie wyrównanie.</li>
	<li>Nie poruszając szczurem, obróć platformę zwierzęcia tak, aby wycięcie przetwornika wskazywało na prawe ramię szczura (Rysunek 1B-D). Taka konfiguracja pozwala na uzyskanie wyraźnego obrazu lewej komory w trybie PSLAX B. Sprawdź, czy igła prowadząca pozostaje w polu ruchu przetwornika. W przypadku nieprawidłowego ustawienia, wyreguluj położenie przetwornika za pomocą układu silnika 3D, zamiast zmieniać mocowanie wtrysku.</li>
	<li>Po uzyskaniu prawidłowego wyrównania igły i przetwornika, należy dostroić obrazowanie za pomocą mikromanipulatora w szynie platformy dla zwierząt. Utrzymuj pozycję przetwornika, aby zachować wyrównanie z igłą. Dodatkowy obrót lub przesunięcie platformy zwierzęcej może być konieczne w celu optymalizacji jakości obrazu.</li>
	<li>Wizualizuj obszar zawału. Oceń rozległość zawału, regionalny ruch ściany i ścieńczenie ściany, używając obrazowania w trybie PSLAX B i M, aby ocenić wykonalność miejsca wstrzyknięcia. Zastosuj 16-segmentowe podejście do oceny ruchu ściany, aby zidentyfikować obszary akinetyczne lub silnie hipokinetyczne, które reprezentują rdzeń zawału.</li>
	<li>Zidentyfikuj strefę okołozawałową i wybierz docelowe miejsce wstrzyknięcia. Należy wybrać obszar hipokinetyczny przylegający do rdzenia zawału o grubości ścianki końcoworozkurczowej większej niż 1 mm, co umożliwia całkowite wprowadzenie skosu igły 29 G pod płytkim kątem.</li>
	<li>Korzystając z systemu szyn, przesuń uchwyt wtrysku w kierunku platformy dla zwierząt. Dokładnie wyrównać igłę z dokładnym środkiem przetwornika za pomocą mikromanipulatora na uchwycie wtrysku. UWAGA: Precyzyjne wyrównanie ma kluczowe znaczenie. Jeśli igła nie jest wyśrodkowana w stosunku do przetwornika, nie będzie widoczna podczas wstrzyknięcia.</li>
	<li>Przesuwać igłę prowadzącą za pomocą mikromanipulatora do wstrzykiwania na uchwycie do wstrzykiwań, aż do nakłucia skóry. Upewnij się, że końcówka igły jest widoczna na obrazie ultrasonograficznym. Jeśli igła nie jest widoczna, ostrożnie wycofaj igłę za pomocą mikromanipulatora "do wstrzykiwania" i powtórz krok 3.7, aby ponownie wyrównać.</li>
	<li>Aktywuj funkcję prowadnicy igły w oprogramowaniu ultrasonograficznym, aby potwierdzić trajektorię igły. Przesuń igłę prowadzącą w kierunku wcześniej ustalonego obszaru docelowego, ustawiając igłę pod kątem około 1-2 mm od ściany przedniej lewej komory (LVAW) (Rysunek 2A). UWAGA: Unikaj nakłuwania mięśnia sercowego igłą prowadzącą, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu lub uszkodzeniu serca.</li>
	<li>Po umieszczeniu igły należy mocno ustabilizować igłę prowadzącą u podstawy operatora A, zapewniając stałą wizualizację igły na ekranie ultrasonograficznym. Jednocześnie należy poprosić operatora B o poluzowanie zacisku mocującego strzykawkę, wyjęcie strzykawki i przygotowanie strzykawki do wstrzykiwań. Poinstruuj operatora A, aby trzymał igłę prowadzącą nieruchomo.</li>
	<li>Założyć igłę 29 G x 88 mm na strzykawkę zawierającą wstrzyknięcie (Operator B) i przymocować strzykawkę do mocowania do wstrzykiwań. Ręcznie przeprowadź igłę 29 G x 88 mm przez nieruchomą igłę prowadzącą, dokonując w razie potrzeby drobnych regulacji mikromanipulatora w płaszczyźnie osi x (po lewej lub prawej stronie sondy). Przesuwaj ręcznie, aż skos igły stanie się widoczny w jamie klatki piersiowej w badaniu ultrasonograficznym. UWAGA: Ze względu na elastyczność igły 29 G może się ona zginać podczas wprowadzania do klatki piersiowej. Aby to zminimalizować, operator A może ustabilizować zewnętrzną część trzonka igły, podczas gdy operator B wsuwa igłę do jamy klatki piersiowej.</li>
	<li>Gdy igła o wymiarach 29 G x 88 mm przejdzie przez igłę prowadzącą i stanie się widoczna w badaniu ultrasonograficznym, wsuń ją do mięśnia sercowego LVAW za pomocą mikromanipulatora, aby zwiększyć precyzję i bezpieczeństwo. Upewnij się, że skos igły znajduje się całkowicie w mięśniu sercowym (Rysunek 2B). UWAGA: Ze względu na stosunkowo długi skos igły 29 G w porównaniu z grubością ścianki mięśnia sercowego, bardzo ważne jest, aby upewnić się, że cały skos jest osadzony w mięśniu sercowym. Użyj funkcji "Zamroź obraz", aby zweryfikować umieszczenie, jeśli to konieczne. Chociaż ultradźwiękowa kalibracja głębokości może pomóc w precyzji, w tym protokole zweryfikowaliśmy głębokość, wybierając miejsca wstrzyknięć o grubości ścianki końcoworozkurczowej >1 mm i wizualnie potwierdzając, że końcówka igły zbliża się - ale nie narusza - granicy wsierdzia (ryc. 2B).</li>
	<li>Wstrzyknąć wstrzykniętą wstrzykniętą powoli do mięśnia sercowego (operator B). Udane wstrzyknięcie do mięśnia sercowego potwierdza się wizualnie jasną/gęstą echogeniczną plamką w miejscu wstrzyknięcia, która powinna poruszać się synchronicznie z LVAW (ryc. 2C). Aby zminimalizować cofanie się wstrzykniętego wstrzykiwacza, należy odczekać około 10 s po zakończeniu wstrzyknięcia przed wycofaniem igły.</li>
	<li>W pierwszej kolejności należy wyjąć strzykawkę z igłą z uchwytu do wstrzykiwań, aby zminimalizować ryzyko zranienia igłą. Następnie ostrożnie usuń szczura z platformy dla zwierząt i pozwól mu dojść do siebie na poduszce grzewczej. Monitoruj parametry życiowe w sposób ciągły, aż do pełnego powrotu do zdrowia po znieczuleniu.</li>
</ol>

<ol><li>Martin, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((heart+disease+and+stroke+statistics%3A+a+report+of+US+and+global+data+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">heart disease and stroke statistics: a report of US and global data from the American Heart Association.</a> Circulation. 151 (8), e41-e660 (2025).</li>
<li>Alam, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+remodeling+and+repair%3A+recent+approaches%2C+advancements%2C+and+future+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Sci%22%5BJournal%5D)">Cardiac remodeling and repair: recent approaches, advancements, and future perspective.</a> Int J Mol Sci. 22 (23), 13104(2021).</li>
<li>Fernandez-Avilés, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+position+paper+on+cardiovascular+regenerative+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J%22%5BJournal%5D)">Global position paper on cardiovascular regenerative medicine.</a> Eur Heart J. 38 (33), 2532-2546 (2017).</li>
<li>Yan, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell-based+therapy+in+cardiac+repair+after+myocardial+infarction%3A+promise%2C+challenges%2C+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Stem cell-based therapy in cardiac repair after myocardial infarction: promise, challenges, and future directions.</a> J Mol Cell Cardiol. 188, 1-14 (2024).</li>
<li>Lindsey, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+experimental+models+of+myocardial+ischemia+and+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).</li>
<li>Kanelidis, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Route+of+delivery+modulates+the+efficacy+of+mesenchymal+stem+cell+therapy+for+myocardial+infarction%3A+a+meta-analysis+of+preclinical+studies+and+clinical+trials%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Route of delivery modulates the efficacy of mesenchymal stem cell therapy for myocardial infarction: a meta-analysis of preclinical studies and clinical trials.</a> Circ Res. 120 (7), 1139-1150 (2017).</li>
<li>Khalili, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Navigating+mesenchymal+stem+cell+doses+and+delivery+routes+in+heart+disease+trials%3A+a+comprehensive+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Regen+Ther%22%5BJournal%5D)">Navigating mesenchymal stem cell doses and delivery routes in heart disease trials: a comprehensive overview.</a> Regen Ther. 29, 117-127 (2025).</li>
<li>Nong, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiography-guided+percutaneous+left+ventricular+intracavitary+injection+as+a+cell+delivery+approach+in+infarcted+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biochem%22%5BJournal%5D)">Echocardiography-guided percutaneous left ventricular intracavitary injection as a cell delivery approach in infarcted mice.</a> Mol Cell Biochem. 476 (5), 2135-2148 (2021).</li>
<li>Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiography+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Echocardiography in mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 71-83 (2011).</li>
<li>Zacchigna, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+standardization+of+echocardiography+for+the+evaluation+of+left+ventricular+function+in+adult+rodents%3A+a+position+paper+of+the+ESC+working+group+on+myocardial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC working group on myocardial function.</a> Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22The+3Rs+of+animal+research%22">The 3Rs of animal research</a>. 76, EBioMedicine. 103900(2022).</li>
<li>Sahoo, S., Kariya, T., Ishikawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+delivery+of+therapeutic+agents+to+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Targeted delivery of therapeutic agents to the heart.</a> Nat Rev Cardiol. 18 (6), 389-399 (2021).</li>
<li>Tang, X. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+administrations+of+cardiac+progenitor+cells+are+superior+to+a+single+administration+of+an+equivalent+cumulative+dose%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Heart+Assoc%22%5BJournal%5D)">Repeated administrations of cardiac progenitor cells are superior to a single administration of an equivalent cumulative dose.</a> J Am Heart Assoc. 7 (4), e007400(2018).</li>
<li>Shazly, T., Smith, A., Uline, M. J., Spinale, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+payload+delivery+to+the+myocardium%3A+evolving+strategies+and+obstacles%5BTitle%5D)+AND+%22JTCVS+Open%22%5BJournal%5D)">Therapeutic payload delivery to the myocardium: evolving strategies and obstacles.</a> JTCVS Open. 10, 185-194 (2022).</li>
<li>Kato, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+sensitivity+to+the+suppressive+effects+of+isoflurane+anesthesia+on+cardiorespiratory+function+in+SHR%2FIZM%2C+WKY%2FIZM%2C+and+CRL%3ACD+%28SD%29+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">Different sensitivity to the suppressive effects of isoflurane anesthesia on cardiorespiratory function in SHR/IZM, WKY/IZM, and CRL:CD (SD) rats.</a> Exp Anim. 65 (4), 393-402 (2016).</li>
<li>Flecknell, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFlecknell%2C+P+%22Laboratory+Animal+Anaesthesia%22">Laboratory Animal Anaesthesia</a>. , 4th ed, Academic Press. London, United Kingdom. (2015).</li>
<li>Oh, S. S., Narver, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+and+rat+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc%22%5BJournal%5D)">Mouse and rat anesthesia and analgesia.</a> Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).</li>
<li>Bartunek, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiopoietic+stem+cell+therapy+in+ischaemic+heart+failure%3A+long-term+clinical+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22ESC+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Cardiopoietic stem cell therapy in ischaemic heart failure: long-term clinical outcomes.</a> ESC Heart Fail. 7 (6), 3345-3354 (2020).</li>
<li>Bartunek, J., Terzic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimized+catheter+system+demonstrates+utility+for+endomyocardial+delivery+of+cardiopoietic+stem+cells+in+target+patients+with+heart+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Tex+Heart+Inst+J%22%5BJournal%5D)">Optimized catheter system demonstrates utility for endomyocardial delivery of cardiopoietic stem cells in target patients with heart failure.</a> Tex Heart Inst J. 50 (5), e238247(2023).</li>
<li>Li, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((All+roads+lead+to+Rome+%28the+heart%29%3A+cell+retention+and+outcomes+from+various+delivery+routes+of+cell+therapy+products+to+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Heart+Assoc%22%5BJournal%5D)">All roads lead to Rome (the heart): cell retention and outcomes from various delivery routes of cell therapy products to the heart.</a> J Am Heart Assoc. 10 (8), e020402(2021).</li>
</ol>

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Wraz z postępem badań przedklinicznych koncentrujących się na terapiach regeneracyjnych w celu przywrócenia serca po zawale mięśnia sercowego, nadal istnieją przeszkody w optymalnym dostarczaniu środków terapeutycznych12. Minimalnie inwazyjne techniki EGI są coraz częściej preferowane w stosunku do podejść z otwartą klatką piersiową, ponieważ lepiej naśladują kliniczne dostarczanie przezskórne, poprawiają dobrostan zwierząt i umożliwiają wielokrotne podawanie w badaniach po...

Choroby układu krążenia pozostają główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności na całym świecie, a zawał mięśnia sercowego (MI) jest istotnym czynnikiem przyczyniającym się zarówno do ostrych, jak i przewlekłych chorób serca1. Pomimo postępów w leczeniu farmakologicznym i interwencyjnym, zdolność regeneracyjna serca dorosłego człowieka jest ograniczona, co często prowadzi do niekorzystnej przebudowy i progresji do niewydolności serca 2,3. W związku z tym terapie oparte na komórkach macierzystych zyskały uwagę jako potencjalne strategie naprawy uszkodzonego mięśnia sercowego, zachowania funkcji serca i poprawy wyników klinicznych4.
Solidne modele przedkliniczne są niezbędne do oceny bezpieczeństwa, skuteczności i strategii dostarczania tych terapii. Wśród małych modeli zwierzęcych szczury mają kilka zalet, w tym łatwą do opanowania wielkość serca, dobrze scharakteryzowane techniki zawału i translacyjnie istotne reakcje na przebudowę serca5. Konwencjonalnie podawanie komórek macierzystych do mięśnia sercowego w modelach MI szczurów odbywa się za pomocą torakotomii, co pozwala na bezpośrednią wizualizację miejsca wstrzyknięcia6. Podejście to jest jednak inwazyjne, wprowadza znaczne ryzyko proceduralne i utrudnia wielokrotne interwencje w badaniach podłużnych. Co więcej, nie jest on dostosowany do klinicznych metod podawania, takich jak wstrzyknięcie cewnika lub przezskórne7.
Iniekcja domięśniowa mięśnia sercowego pod kontrolą echokardiografii (EGI) jest minimalnie inwazyjną alternatywą, która umożliwia celowane dostarczanie środków terapeutycznych pod kontrolą obrazowania w czasie rzeczywistym. Chociaż jest dobrze ugruntowany w modelach mysich, zastosowanie EGI w modelach szczurzych jest ograniczone. EGI jest szerzej rozwijany u myszy niż u szczurów, przede wszystkim dlatego, że większość badań sercowo-naczyniowych historycznie koncentrowała się na myszach jako dominującym modelu przedklinicznym8. Dodatkowo, mniejszy rozmiar i anatomia serca myszy pozwoliły na optymalizację procedur pod kontrolą USG9. W przeciwieństwie do tego, szczury mają grubszą ścianę klatki piersiowej i większy ruch oddechowy, co komplikuje stabilne obrazowanie w wysokiej rozdzielczości podczas zabiegów10. 
Postępy w technologii ultrasonografii o wysokiej częstotliwości umożliwiły zastosowanie EGI u szczurów, co zwiększa znaczenie kliniczne ich stosowania. Jednak ścieńczenie przedniej ściany lewej komory (LVAW) w regionach zawału pozostaje głównym wyzwaniem dla EGI u gryzoni. U szczurów grubość ścianki często zmniejsza się do mniej niż 1 mm, podczas gdy standardowe igły 27 G lub 28 G mają długość ukosu 1,25-1,5 mm, co zwiększa ryzyko perforacji komór lub źle ukierunkowanego dostarczania komórek. Aby rozwiązać to ograniczenie, udoskonaliliśmy technikę EGI u szczurów, wykorzystując igły Spinocan o wymiarach 29 G x 88 mm. Igły te mają długość skosu 1 mm, co umożliwia precyzyjne, atraumatyczne dostarczanie komórek do cienkiego mięśnia sercowego zawału i okolic okołozawałowych. Zabieg wykonywany jest za pomocą echokardiografii przezklatkowej o wysokiej rozdzielczości, umożliwiającej wizualizację zarówno anatomicznych punktów orientacyjnych, jak i trajektorii igły w czasie rzeczywistym. 
Ten udoskonalony protokół EGI zapewnia minimalnie inwazyjną, powtarzalną metodę ukierunkowanego dostarczania środków terapeutycznych do mięśnia sercowego w okresie okołozawałowym w modelach szczurzych zarówno ostrego, jak i przewlekłego zawału mięśnia sercowego, niezależnie od grubości LVAW. Ułatwia wstrzykiwanie do żywych stref granicznych - miejsc krytycznych dla osiągnięcia korzyści terapeutycznych - jednocześnie znacznie zmniejszając obciążenie chirurgiczne i czas rekonwalescencji w porównaniu z metodami otwartymi klatkami piersiowymi. Ponadto wspiera badania podłużne obejmujące wielokrotne wstrzyknięcia i obrazowanie uzupełniające, zmniejszając w ten sposób liczbę zwierząt zgodnie z zasadą 3R (Replacement, Reduction, Refinement)11. Protokół można dostosować do dostarczania środków farmakologicznych, terapii genowych, biomateriałów i różnych typów komórek macierzystych. Poprzez standaryzację EGI w modelach szczurzych i dostosowanie do klinicznych metod dostarczania, podejście to zwiększa odtwarzalność w różnych laboratoriach i wzmacnia znaczenie translacyjne przedklinicznych badań kardiologicznych.

<table><tbody><tr><td>21? Przetwornik MHz MX250</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>/</td><td>Przetwornik ultradźwiękowy wysokiej częstotliwości kompatybilny z systemem Vevo 3100</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna 3M Transpore</td><td>3 mln</td><td>1527</td><td>Aby przymocować łapy zwierzęcia do platformy dla zwierząt</td></tr><tr><td>Aquasoniczne&nbsp; 100 Żel do transmisji ultradźwięków</td><td>Parker Laboratories BV</td><td>01-08</td><td>Zapewnia prawidłowe sprzężenie akustyczne między przetwornikiem a skórą zwierzęcia w celu uzyskania optymalnej jakości obrazu</td></tr><tr><td>Bupaq 0,3 mg/ml roztwór do wstrzykiwań dla psów i kotów</td><td>Richter Pharma AG</td><td>57446/4008</td><td>Opioidowe leki przeciwbólowe (buprenorfina) podawane w celu leczenia bólu</td></tr><tr><td>ISOFLUTEK&nbsp; 1000</td><td>Alivira powiedział:</td><td>/</td><td>Znieczulenie wziewne na bazie izofluranu&nbsp;</td></tr><tr><td>Podgrzewacz do żelu na wiele butelek 230 V</td><td>Parker Laboratories BV</td><td>83-03-20 CE (LCD)</td><td>Podgrzewa żel ultradźwiękowy do temperatury ciała, aby zapobiec hipotermii lub dyskomfortowi zwierzęcia</td></tr><tr><td>Żel do elektrod Signagel</td><td>Parker Laboratories BV</td><td>15-25</td><td>Stosowany do elektrod EKG w celu poprawy przewodzenia sygnału do monitorowania fizjologicznego</td></tr><tr><td>SPINOCAN 29 G X 88 MM</td><td>Bbraun powiedział:</td><td>4501900</td><td>Drobna igła do precyzyjnego wstrzykiwania do mięśnia sercowego</td></tr><tr><td>3-częściowa strzykawka Terumo z podłączoną igłą podskórną</td><td>Terumo Europe N.V.</td><td>MDSS01S2516E</td><td>Służy do montażu i zabezpieczenia igły prowadzącej 22 G i igły iniekcyjnej 29 G w celu kontrolowanego dostarczania do mięśnia sercowego.</td></tr><tr><td>Jednostka monitorowania fizjologicznego THM150</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>/</td><td>Monitoruje parametry życiowe, takie jak tętno, częstość oddechów i temperatura ciała zwierzęcia podczas zabiegu</td></tr><tr><td>Veet Minima Pure</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>/</td><td>Krem do depilacji&nbsp;</td></tr><tr><td>Vevo 3100 powiedział:</td><td>FUJIFILM VisualSonics, Inc.</td><td>/</td><td>System ultrasonograficzny o wysokiej rozdzielczości&nbsp;</td></tr><tr><td>Vidisic carbomerum 980 2mg/g żel okulistyczny</td><td>Bausch + Lomb</td><td>/</td><td>Stosowany na oczy znieczulonego zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki</td></tr></tbody></table>

iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego

Echocardiography-guided Injection for Targeted and Reliable Intramyocardial Stem Cell Delivery in a Rat Model of Myocardial Infarction

Iniekcja domięśniowa pod kontrolą echokardiografii (EGI) jest minimalnie inwazyjną techniką dostarczania terapii komórkami macierzystymi w przedklinicznych modelach zawału mięśnia sercowego (MI). W porównaniu z tradycyjnymi metodami z otwartą klatką piersiową, EGI oferuje lepszą translację kliniczną, zmniejszoną inwazyjność i zminimalizowany wpływ fizjologiczny na zwierzę. Podczas gdy EGI jest dobrze ugruntowana w modelach mysich, jej zastosowanie u szczurów pozostaje ograniczone ze względu na wyzwania anatomiczne i techniczne. W szczególności ścieńczenie przedniej ściany lewej komory (LVAW) w obszarach zawału i wokół zawału komplikuje bezpieczny i dokładny poród mięśnia sercowego, ponieważ grubość ścianki może spaść poniżej rozmiaru skosu igły powszechnie stosowanych igieł 27 G lub 28 G, zwiększając ryzyko perforacji komory lub nieudanego porodu. Aby rozwiązać ten problem, zoptymalizowaliśmy protokół EGI w modelach MI szczurów przy użyciu igieł Spinocan 29 G. Dłuższa igła o mniejszej średnicy umożliwia precyzyjne celowanie w cienką tkankę mięśnia sercowego, minimalizując uszkodzenia i zwiększając dokładność iniekcji, niezależnie od grubości LVAW. Technika ta jest kompatybilna ze standardowymi platformami echokardiografii przezklatkowej i eliminuje potrzebę torakotomii, umożliwiając badania podłużne na tym samym zwierzęciu. Nasza udoskonalona metoda umożliwia solidne, powtarzalne dostarczanie środków terapeutycznych do żywego mięśnia sercowego sąsiadującego ze strefą zawału, gdzie terapie regeneracyjne są najbardziej skuteczne. Poprawiając bezpieczeństwo i precyzję celowania, podejście to zwiększa znaczenie translacyjne przedklinicznych badań kardiologicznych i wspiera rozwój ustandaryzowanych protokołów w laboratoriach.

Walidacja dokładności iniekcji za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego in i ex vivo (BLI) Aby ocenić sukces i skuteczność EGI, komórki macierzyste zostały najpierw transdukowane w celu ekspresji lucyferazy świetlików (Fluc) za pośrednictwem wektora lentiwirusowego, umożliwiając śledzenie in vivo za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego (BLI). BLI potwierdziło precyzyjne...

Ten artykuł zawiera szczegółowe informacje na temat zoptymalizowanego protokołu wstrzykiwań domięśniowych pod kontrolą echokardiografii w szczurzych modelach zawału mięśnia sercowego przy użyciu igły 29 G x 88 mm. Technika ta zapewnia solidne, precyzyjne i powtarzalne dostarczanie środków terapeutycznych bezpośrednio do strefy okołozawałowej.

Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego

Echocardiography-guided intramyocardial injection (EGI) is a minimally invasive technique for delivering stem cell therapies in preclinical myocardial ...

Na początek użyj sterylnego aplikatora, aby nałożyć żel okulistyczny na oba oczy znieczulonego szczura, aby zapobiec wysuszeniu. Po całkowitym usunięciu owłosienia należy zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia, stosując naprzemiennie odpowiedni chirurgiczny środek peelingujący z 70% etanolem. Przenieś szczura z poduszki grzewczej na platformę zwierzęcą systemu obrazowania ultrasonograficznego.Nałóż niewielką ilość żelu do elektrod, aby przymocować łapy szczura do elektrod platformy, poprawiając jakość sygnału. Następnie włóż sondę temperatury doodbytniczą, aby stale monitorować temperaturę ciała. Teraz uzyskaj pożądane obrazy wyjściowe lub przed wstrzyknięciem, w tym widoki długiej i krótkiej osi przymostkowej zarówno w trybie B, jak i M, a także obrazy czterech komór do oceny anatomicznej i funkcjonalnej.Aby przygotować system do wstrzykiwań, należy przymocować sterylną igłę prowadzącą w rozmiarze 22 do strzykawki o pojemności jednego mililitra. Zamontować strzykawkę z igłą prowadzącą na zacisku iniekcyjnym i zamocować ją na miejscu. Następnie wyrównaj przetwornik ultradźwiękowy z uchwytem do wstrzykiwań, aby upewnić się, że igła prowadząca jest widoczna w polu obrazowania.Wyreguluj pozycję przetwornika za pomocą mocowania przetwornika i zacisku mocującego. Nie poruszając szczurem, obróć platformę dla zwierząt, aż wycięcie na przetworniku będzie skierowane w stronę prawego ramienia szczura. Aby dostroić obrazowanie, wyreguluj mikromanipulatora na szynie platformy dla zwierząt.Utrzymuj przetwornik stabilnie, aby utrzymać wyrównanie z igłą. Teraz, korzystając z obrazowania w trybie przymostkowym długiej osi B i w trybie M, wizualizuj obszar zawału. Oceń zakres zawału, regionalny ruch ściany i obszary ścieńczenia ścian, aby określić wykonalność iniekcji.Zidentyfikuj strefę okołozawałową i wybierz obszar hipokinetyczny obok rdzenia zawału, który ma grubość ścianki rozkurczowej większej niż jeden milimetr. Następnie, za pomocą systemu szynowego, przesuń uchwyt wtryskowy w kierunku platformy dla zwierząt. Następnie wyreguluj mikromanipulatora uchwytu do wstrzykiwań, aby precyzyjnie wyrównać końcówkę igły z dokładnym środkiem pola przetwornika.Teraz, aby powoli przesunąć igłę prowadzącą i nakłuć skórę, przekręć mikromanipulatora do wstrzykiwania na uchwycie iniekcji i upewnij się, że końcówka igły jest widoczna w polu ultrasonograficznym. Następnie aktywuj funkcję prowadnicy igły w oprogramowaniu ultrasonograficznym, aby potwierdzić planowaną trajektorię igły prowadzącej. Przesunąć igłę prowadzącą w kierunku wybranego miejsca wstrzyknięcia, zatrzymując się skosem w odległości od jednego do dwóch milimetrów od przedniej ściany lewej komory.Gdy igła znajdzie się na swoim miejscu, poinstruuj jednego operatora, aby ustabilizował igłę prowadzącą u podstawy, aby utrzymać stałą wizualizację ultrasonograficzną. Należy poprosić innego operatora o poluzowanie zacisku strzykawki, ostrożne wyjęcie strzykawki i zastąpienie jej strzykawką zawierającą wstrzyknięcie. Następnie należy przymocować igłę o długości 88 milimetrów w rozmiarze 29 do strzykawki zawierającej wstrzyknięcie.Mocować strzykawkę na uchwycie do wstrzykiwań. Ręcznie włóż igłę przez nieruchomą igłę prowadzącą, dokonując w razie potrzeby drobnych regulacji mikromanipulatora wzdłuż osi x. Kontynuuj ręczne przesuwanie igły, aż skos stanie się widoczny w jamie piersiowej na USG.Gdy igła o rozmiarze 29 będzie widoczna w badaniu ultrasonograficznym, wsuń ją do mięśnia sercowego przedniej ściany lewej komory za pomocą mikromanipulatora w celu precyzyjnej kontroli. Upewnij się, że skos igły na całej długości jest osadzony w mięśniu sercowym. Powoli wstrzykiwać wstrzyknięcie do mięśnia sercowego.Potwierdzić udane wstrzyknięcie, obserwując jasną, gęstą echogeniczną plamkę w miejscu wstrzyknięcia, która porusza się wraz z ruchem ściany przedniej lewej komory. Na koniec należy wyjąć strzykawkę i igły z uchwytu do wstrzykiwań, aby zapobiec przypadkowemu ukłuciu igłą. Ostrożnie podnieś szczura z platformy dla zwierząt i umieść go na poduszce grzewczej w celu odzyskania zdrowia.Obrazowanie bioluminescencyjne wykazało częściowy wyciek wstrzykniętych komórek macierzystych spowodowany przedwczesnym wyjęciem igły, sygnalizowanym rozproszonym sygnałem luminescencyjnym w jamie klatki piersiowej. Udane wstrzyknięcie do mięśnia sercowego zostało potwierdzone skoncentrowanym sygnałem luminescencyjnym w środkowej okolicy wierzchołkowej lewej komory. Obrazowanie ex vivo podzielonych serc wykazało najsilniejszy sygnał bioluminescencyjny w środkowej części wierzchołka ze słabszymi sygnałami w sekcji wierzchołkowej i środkowej komory.Obrazowanie pośmiertne serca wykazało widoczny fioletowy hydrożel przylegający do strefy zawału, potwierdzając celowe poród. Obrazowanie fluorescencyjne tkanki serca wykazało, że czerwony znacznik był ograniczony do strefy okołozawałowej, co potwierdzało miejscowe poród. Czerwone zabarwienie Syriusza potwierdziło, że znacznik został dostarczony do obszaru o średniej grubości ścianki między rdzeniem zawału a zdrowym mięśniem sercowym.Obrazowanie kolorowym dopplerem potwierdziło, że igła została prawidłowo umieszczona wewnątrz mięśnia sercowego bez widocznego przepływu krwi przed wstrzyknięciem. Podczas wstrzyknięcia przednia ściana pozostała nienaruszona, bez wykrycia zewnętrznego przepływu krwi. Po pobraniu igły zatrzymany zastrzyk był widoczny w obrębie mięśnia sercowego i nie zaobserwowano krwotoku.

echocardiography-guided-injection-for-targeted-reliable

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego w mysich modelach chorób sercowo-naczyniowych, takich jak nadciśnienie czy zawał mięśnia sercowego, jest szeroko stosowane do testowania potencjału terapeutycznego różnych typów komórek w badaniach regeneracyjnych. Dlatego szczegółowy opis i przejrzysta wizualizacja tego zabiegu chirurgicznego pomogą określić ograniczenia i zalety analiz terapeutycznych komórek sercowo-naczyniowych u małych gryzoni.

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego: obserwacje w mysich sercach

Implantacja biogramu do leczenia zawału mięśnia sercowego wywołanego podwiązaniem LAD w modelu gryzoni tradycyjnie wymagała dwóch operacji na otwartym sercu. W celu zmniejszenia śmiertelności i zapewnienia optymalnych warunków do utrwalania stałych i galaretowatych biomatryc związanych z komórkami, opracowano procedury małoinwazyjne.

Terapia komórkowa niewydolności serca u szczurów: podwójna torakotomia w przypadku zawału mięśnia sercowego i implantacji nasierdzia komórek i biomatrycy

Przezskórne wstrzyknięcie do mięśnia sercowego pod kontrolą echokardiografii stanowi efektywną, niezawodną i celowaną metodę dostarczania czynników transferu genów lub komórek do mysiego serca. Postępując zgodnie z krokami opisanymi w tym protokole, operator może szybko stać się kompetentny w tej wszechstronnej, minimalnie inwazyjnej technice.

Iniekcja przezklatkowa domięśniowa pod kontrolą USG u myszy

Ten protokół opisuje nowatorską metodę 3D porównywania tkanki mięśnia sercowego całego serca z MRI. Ma to na celu dokładną ocenę iniekcji domięśniowych w strefie granicznej zawału przewlekłego świńskiego modelu zawału mięśnia sercowego.

Analiza 3D tkanki mięśnia sercowego całego serca

Mysie badania na modelach zapalenia jelita grubego wykazały, że niewielki procent (1 - 5%) mezenchymalnych komórek macierzystych (MSC) wstrzykniętych dożylnie lub dootrzewnowo do miejsca zapalnego jelita grubego1,2. Badanie to pokazuje, że dosercowe wstrzyknięcia MSC pod kontrolą USG powodują zwiększoną lokalizację w jelicie.

Wstrzyknięcie dosercowe pod kontrolą ultradźwięków ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych w celu zwiększenia naprowadzania do jelita do stosowania w mysich modelach eksperymentalnych chorób zapalnych jelit

Nowatorskie strategie terapeutyczne w medycynie regeneracyjnej serca wymagają obszernych i szczegółowych badań na dużych przedklinicznych modelach zwierzęcych, zanim będą mogły być rozważane do zastosowania u ludzi. W tym miejscu demonstrujemy technikę przezskórnego wstrzykiwania domięśniowego do mięśnia sercowego pod kontrolą echokardiografii kontrastowej u królików, która jest cenna dla hipotezy testującej skuteczność takich nowatorskich terapii.

Przezskórna iniekcja domięśniowa pod kontrolą echokardiografii z kontrastem i dostarczanie komórek w dużym modelu przedklinicznym

Staraliśmy się stworzyć świński model niewydolności serca wywołanej zablokowaniem lewej tętnicy obwodowej i szybką stymulacją, aby przetestować efekt i bezpieczeństwo domięśniowego podawania komórek macierzystych w terapiach komórkowych.

Opracowanie świńskiego modelu niewydolności serca po zawale mięśnia sercowego do leczenia komórkami macierzystymi

Komórki macierzyste są stale badane jako potencjalne metody leczenia osób z uszkodzeniem mięśnia sercowego, jednak ich zmniejszona żywotność i retencja w uszkodzonej tkance może wpłynąć na ich długoterminową skuteczność. W tym manuskrypcie opisujemy alternatywną metodę dostarczania komórek macierzystych w mysim modelu uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego.

Opóźnione dostarczanie komórek macierzystych do mięśnia sercowego po urazie reperfuzyjnym niedokrwiennym w modelu mysim

Terapia oparta na komórkach macierzystych pojawiła się jako skuteczna strategia naprawy uszkodzonych tkanek serca po zawale mięśnia sercowego. Zapewniamy optymalną aplikację in vivo do przeszczepu komórek macierzystych przy użyciu hydrożeli żelatynowych, które mogą być sieciowane enzymatycznie.

Domięśniowe przeszczepienie hydrożeli iniekcyjnej obciążających MSC po zawale mięśnia sercowego w modelu mysim

Dostarczanie komórek pod kontrolą ultradźwięków w miejscu zawału mięśnia sercowego u myszy jest bezpiecznym, skutecznym i wygodnym sposobem przeszczepu komórek.

Indukowana ultradźwiękami indukowana pluripotencjalna implantacja kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych u myszy z zawałem mięśnia sercowego

Poznaj zoptymalizowaną metodę echokardiograficznie kontrolowanych iniekcji wewnątrzmięśniowych w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego. Technika zapewnia precyzyjne i powtarzalne dostarczanie terapeutyków do strefy peri-infarct.

Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego (Wideo) | JoVE Journal

Iniekcja pod kontrolą echokardiografii w celu ukierunkowanego i niezawodnego dostarczania komórek macierzystych do mięśnia sercowego w szczurzym modelu zawału mięśnia sercowego

Przeglądaj więcej filmów