Name: Nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-09-26T14:20:00.000+00:00
Duration: 5 min 1 s
Description: Naucz się techniki nakłucia żył twarzy u myszy do pobierania małych próbek krwi. Ta metoda jest szybka, etyczna i minimalnie inwazyjna, idealna do badań cytokin surowiczych i cukrzycy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prace te zostały sfinansowane z grantu National Institutes of Health: R35 HL155458 (C.V.J.)

Myszy były trzymane w specyficznym, wolnym od patogenów środowisku w Dartmouth Hitchcock Medical College, instytucji akredytowanej przez AAALAC, i używane zgodnie z zatwierdzonym protokołem Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Instytucjonalnych.
1. Zbieranie materiałów
<ol>
	<li>Przygotuj probówki hodowlowane po 5 mL, każda zawierająca 1 ml buforu lizy czerwonych krwinek (RBC) (10x RBC Lysis rozcieńczony sterylną wodą). Używaj jednej rurki na mysz.</li>
	<li>Zbierz pudełko lancetów 3 mm (po jednym lancecie na mysz).</li>
	<li>Zbierz pudełko gąbek do gazy (jedna gąbka gazy na mysz).</li>
	<li>Zbierz pipety transferowe oraz stożkową rurkę o pojemności 50 mL zawierającą 1x HBSS z 0,5 mM EDTA (wystarczające dla maksymalnie 20 myszy). UWAGA: Ten bufor służy do zatrzymania reakcji lizy. Jeśli bufor jest potrzebny tylko do fenotypowania, a nie do dalszej analizy, większość neutralnych buforów o pH 7,2-7,4 może być stosowana zamiast HBSS.</li>
	<li>Weź ze sobą wiadro na lód, dodatkowy 1x bufor lizy RBC, dodatkowe probówki po 5 ml i pipety transferowe.</li>
</ol>
2. Etykietowanie myszy i rurek
<ol>
	<li>Oznacz każdą kartę klatki i mysz identyfikatorem fenotypu, który odpowiada etykietom na każdym tubie, aby lepiej rozróżnić, które wyniki odpowiadają której myszy. Powszechnie używane identyfikatory to różne trwałe kolory markerów (np. czerwony, niebieski, zielony,) na ogonach myszy, które odpowiadają oznaczeniam na tubce. UWAGA: Zawsze dołączaj mysz kontrolną do fenotypowania. W przypadku myszy reporterów upewnij się, że masz negatywną kontrolę reportera. W przypadku myszy transgenicznych należy uwzględnić mysz typu dzikiego jako kontrolę.</li>
	<li>Umieść oznaczone probówki w stojaku z wiadrem na lód w pobliżu, aby przechowywać je zaraz po pobraniu krwi.</li>
	<li>Otwórz wszystkie lancety potrzebne do zabiegu.</li>
	<li>Otwórz wszystkie gąbki z gazą potrzebne do zabiegu.</li>
</ol>
3. Obsługa myszy i zbieranie próbek
<ol>
	<li>Użyj dominującej ręki, aby chwycić mysz za ogon i położyć ją na stojaku do podawania drutu lub na płaskiej powierzchni.</li>
	<li>Użyj palca wskazującego i kciuka niedominującego, aby podrapać mysz, manewrując od ogona w stronę okolic szyjnej.</li>
	<li>Używaj pozostałych palców, aby zabezpieczyć ogon, minimalizując ruchy myszy.</li>
	<li>Użyj dominującej ręki, aby wyciągnąć otwarty lancet o średnicy 3 mm.</li>
	<li>Znajdź małe, bezwłose miejsce tuż za pyskiem i wyznacz prostą linię w kierunku ucha. Zatrzymaj się tam, gdzie linia przecina się z zewnętrznym rogiem oka (Rysunek 1).</li>
	<li>Umieść lancet na tym skrzyżowaniu, aby zapewnić odpowiedni dopływ krwi.</li>
	<li>Użyj płaskiej bocznej krawędzi lanceta, aby zebrać jedną kroplę krwi.</li>
	<li>Umieść cały lancet wraz z próbką krwi do oznaczonej probówki zawierającej bufor lizy RBC.</li>
	<li>Delikatnie mieszaj probówkę, aby upewnić się, że cała próbka została wymieszana z buforem. Niepełne mieszanie może powodować krzepnięcie i niską jakość danych.</li>
	<li>Użyj gąbki gazowej, aby delikatnie naciskać miejsce wkłucia przez 5-10 sekund.</li>
	<li>Wróć mysz do klatki.</li>
	<li>Utrzymuj stosunek bufora krew do lizy większy niż 1:10.</li>
	<li>Powtarzaj kroki z tej sekcji dla każdej dodatkowej myszy.</li>
</ol>
4. Liza, przygotowanie i analiza próbki
<ol>
	<li>Poczekaj 7-10 minut po rozpoczęciu lizy, dodaj około 2 ml 1x HBSS z 0,5 mM EDTA (lub innym medium).</li>
	<li>Rurki do wirówek o pojemności 400 g przez 5 minut. Przygotuj koktajle przeciwciał w tym czasie.</li>
	<li>Usuń nadmiar.</li>
	<li>Wyjmij lancety z rurek za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Dodaj 30 μL koktajlu przeciwciał zaprojektowanego do identyfikacji pożądanych populacji komórkowych. UWAGA: Do fenotypu myszy MD4 IgHEL, nasz koktajl składał się z 1 mL HBSS, 25 μL IgMa PerCP cy-5.5 oraz 25 μL CD19 APC.</li>
	<li>Ponownie zawiesij komórki przez wirowanie przez 2-3 sekundy i inkubuj przez 25-30 minut w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Włącz cytometr przepływowy i dostosuj wykresy przepływu do potrzeb eksperymentu. UWAGA: Nie ma potrzeby spinowania komórek po barwieniu, jeśli celem jest fenotypowanie.</li>
	<li>Dodaj 150-25 μL HBSS lub innych mediów do każdej próbki za pomocą pipety transferowej. W razie potrzeby DAPI można dodać w końcowym stężeniu 1. μg/mL (używa się 10 μL ośrodka zawierającego DAPI).</li>
	<li>Wykonaj Vortex każdej próbki przez 2-3 sekundy tuż przed akwizycją.</li>
	<li>Zdobyć dane 8 000-10 000 zdarzeń/s, celując w 100 000 komórek, jeśli liza była skuteczna.</li>
	<li>Przeanalizuj zebrane dane, zilustrowane na Rysunkach 2 i 3.</li>
</ol>

<ol><li>Harikrishnan, V. S., Hansen, A. K., Abelson, K. S., Sorensen, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+various+methods+of+blood+sampling+in+mice+and+rats%3A+Effects+on+animal+welfare%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">A comparison of various methods of blood sampling in mice and rats: Effects on animal welfare.</a> Lab Anim. 52 (3), 253-264 (2018).</li>
<li>Jo, E. J., Bae, E., Yoon, J. H., Kim, J. Y., Han, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+murine+retroorbital+plexus+and+facial+vein+blood+collection+to+mitigate+animal+ethics+issues%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+Res%22%5BJournal%5D)">Comparison of murine retroorbital plexus and facial vein blood collection to mitigate animal ethics issues.</a> Lab Anim Res. 37 (1), 12(2021).</li>
<li>Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rapid%2C+simple%2C+and+humane+method+for+submandibular+bleeding+of+mice+using+a+lancet%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet.</a> Lab Anim (NY). 34 (9), 39-43 (2005).</li>
<li>Francisco, C. C., Howarth, G. S., Whittaker, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+on+animal+wellbeing+and+sample+quality+of+2+techniques+for+collecting+blood+from+the+facial+vein+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Effects on animal wellbeing and sample quality of 2 techniques for collecting blood from the facial vein of mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (1), 76-80 (2015).</li>
<li>Ng, M. S., Ng, A. S., Chan, J., Tung, J. P., Fraser, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+packed+red+blood+cell+storage+duration+on+post-transfusion+clinical+outcomes%3A+a+meta-analysis+and+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effects of packed red blood cell storage duration on post-transfusion clinical outcomes: a meta-analysis and systematic review.</a> Intensive Care Med. 41 (12), 2087-2097 (2015).</li>
<li>Hoggatt, J., Hoggatt, A. F., Tate, T. A., Fortman, J., Pelus, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bleeding+the+laboratory+mouse%3A+Not+all+methods+are+equal%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Hematol%22%5BJournal%5D)">Bleeding the laboratory mouse: Not all methods are equal.</a> Exp Hematol. 44 (2), 132-137.e1 (2016).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+J%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR J. 62 (1-2), 238-273 (2021).</li>
<li>Ahrens Kress, A. P., Zhang, Y., Kaiser-Vry, A. R., Sauer, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+blood+collection+techniques+in+mice+and+their+effects+on+welfare%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">A comparison of blood collection techniques in mice and their effects on welfare.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 61 (3), 287-295 (2022).</li>
<li>Lavin, E. S., Feldman, E. R., Soprano, S. M., Moore, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venipuncture+site+influences+blood-drop+volume+in+C57BL%2F6+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Venipuncture site influences blood-drop volume in C57BL/6 mice.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 63 (3), 325-332 (2024).</li>
<li>Forbes, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morbidity+and+mortality+rates+associated+with+serial+bleeding+from+the+superficial+temporal+vein+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim+%28NY%29%22%5BJournal%5D)">Morbidity and mortality rates associated with serial bleeding from the superficial temporal vein in mice.</a> Lab Anim (NY). 39 (8), 236-240 (2010).</li>
<li>Moore, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparing+phlebotomy+by+tail+tip+amputation%2C+facial+vein+puncture%2C+and+tail+vein+incision+in+C57BL%2F6+mice+by+using+physiologic+and+behavioral+metrics+of+pain+and+distress%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Assoc+Lab+Anim+Sci%22%5BJournal%5D)">Comparing phlebotomy by tail tip amputation, facial vein puncture, and tail vein incision in C57BL/6 mice by using physiologic and behavioral metrics of pain and distress.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 56 (3), 307-317 (2017).</li>
<li>Gong, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+and+correlation+of+serum+cortisol+and+corticosterone+under+different+physiological+or+stressful+conditions+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Dynamics and correlation of serum cortisol and corticosterone under different physiological or stressful conditions in mice.</a> PLoS One. 10 (2), e0117503(2015).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konkurencyjnych interesów.

Ten zoptymalizowany protokół pobierania krwi z żył twarzy stanowi efektywną i prostą alternatywę dla innych powszechnie stosowanych metod, takich jak krwawienie z żyły ogonowo-ogonowej czy retrooczodołowe. Chociaż protokół jest prosty i przejrzysty, należy dokładnie przestrzegać kilku kluczowych kroków. Najważniejszym krokiem do prawidłowego wykonania jest prawidłowe umiejscowienie miejsca wkłucia4. Celowanie w odpowiednie miejsce na policzku zapewnia odpowiedni przepływ krwi przy minimalnym stres...

Wydajne, powtarzalne i minimalnie inwazyjne pobieranie krwi jest niezbędne w wielu badaniach na myszych, szczególnie tych wymagających wielokrotnego pobierania próbek. Protokół ten zapewnia uprościoną metodę pobierania niewielkich ilości krwi za pomocą nakłucia żył na twarzy, a następnie lizy czerwonych krwinek, barwienia przeciwciał oraz analizy cytometrycznej przepływu. Ten workflow jest dobrze przystosowany do aplikacji o wysokiej przepustowości, minimalizując jednocześnie złożoność techniczną.
Wiele metod pobierania krwi, takich jak krwawienie retroorbitalne czy nacięcie żyły ogonowej, może wymagać zabiegów z użyciem ciepła, znieczulenia1 oraz długiego czasu manipulacji, co może powodować znaczny stres u zwierzęcia2. Dla porównania, nakłucie żył twarzy lancetą oferuje prostą i szybką alternatywę, która wspiera etyczne i powtarzalne eksperymenty. Metoda ta została potwierdzona w wcześniejszych badaniach jako humanitarna alternatywa dla pobierania krwi w małych objętościach u myszy3.
Ilustrujemy tę metodę, fenotypując komórki odpornościowe myszy transgenicznych i raportujących, w tym myszy TdTomato reporter oraz myszy MD4-IgHEL. Ten ostatni wymaga barwienia przeciwciałami przeciwko CD19 i IgMa, czyli alotypowi IgM.
Chociaż protokół ten został opracowany do profilowania komórek krwi, można go łatwo dostosować do innych zastosowań, takich jak analiza cytokiny w surowicy, wykrywanie przeciwciał specyficznych czy pomiary glukozy, pomijając etap lizy czerwonych krwinek. Ogólnie rzecz biorąc, technika ta podnosi jakość danych i efektywność eksperymentów, powodując minimalny stres u zwierząt, co sprawia, że jest szeroko użyteczna w różnorodnych zastosowaniach badawczych.

<table><tbody><tr><td>Przeciwciało APC przeciwmysie CD19</td><td>Biolegenda</td><td>152410</td><td>CD19 APC</td></tr><tr><td>Wirówka 5810 R, bez wirnika, 120 V, 50/60 Hz</td><td>Eppendorf</td><td>22625501</td><td>Wirówka</td></tr><tr><td>Gąbki do gazy dermacea 8 warstw 2" x 2"</td><td>Covidien</td><td>441211</td><td>Guaze Ponges</td></tr><tr><td>Jednorazowe pipety transferowe z gradacją</td><td>Fisherbrand</td><td>13-711-91</td><td>Pipet transferowy</td></tr><tr><td>ErgoOne pipeta jednokanałowa (200 &; L)</td><td>USA Scientific</td><td>7100-2200</td><td>Pipeta</td></tr><tr><td>Kwas etylendiaminetetraoctowy (roztwór 0,5 m/pH 8,0)</td><td>Fisherbrand</td><td>BP2482-100</td><td>EDTA 5 M&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>FACSymphony A3 Analizator Komórek</td><td>BD Biosciences</td><td>660937</td><td>Cytometr przepływowy</td></tr><tr><td>Fisherbrand&nbsp; Analogowy mikser wirów</td><td>Fisherbrand</td><td>02-215-414</td><td>Wir</td></tr><tr><td>Goldenrod Animal Lancet 3 mm Sterile 5 tac po 200</td><td>Nawłoć</td><td>GR 3MM</td><td>Lancet 3 mm</td></tr><tr><td>Kleszcze Graefe</td><td>Narzędzia Nauki Ścisłej</td><td>11051-10</td><td>Kleszcze</td></tr><tr><td>Hank' Zrównoważony roztwór soli, 1x bez wapnia i magnezu</td><td>Corning</td><td>21-021-CVR</td><td>HBSS</td></tr><tr><td>PerCP/Cyjanina 5.5 anty-myszy IgMa&nbsp; Przeciwciała</td><td>Biolegenda</td><td>408612</td><td>IgMa PerCP cy-5.5</td></tr><tr><td>Bufor lizy RBC (10x)</td><td>Biolegenda</td><td>420301</td><td>Bufor lizyczny RBC</td></tr><tr><td>Probówki polistyrenowe z okrągłym dnem bez korek</td><td>Fisherbrand</td><td>FB1496110</td><td>Probówki hodowlane</td></tr><tr><td>Markery permanentne markery Marker, końcówka dłuta</td><td>Sharpie</td><td>38254PP</td><td>Markery markery&nbsp;</td></tr><tr><td>Testowano pod kątem USP Sterile Water&nbsp;</td><td>Corning</td><td>25-055-CI</td><td>Woda jakości do hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Wkłady TipOne do końcówek pipetowych (200 i mikro; L naturalnie fazowany)</td><td>USA Scientific</td><td>1111-1730</td><td>Końcówki pipety</td></tr></tbody></table>

nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy

Facial Vein Venipuncture for Murine Blood Collection

Niniejszy artykuł przedstawia zoptymalizowany protokół pobierania krwi myszy za pomocą nakłucia żył twarzy za pomocą lanceta, oferując szybką, minimalnie inwazyjną i opłacalną alternatywę dla innych powszechnych technik, takich jak pobieranie próbek żył ogonowych czy retrooczodołu. Technika ta jest szczególnie korzystna w badaniach wymagających powtarzanego pobierania próbek, takich jak fenotypowanie myszy, analiza cytokin w surowicy czy badania nad cukrzycą. Protokół jest wydajny, wymaga minimalnego specjalistycznego sprzętu i doskonale nadaje się do wysokoprzepustowych analiz komórkowych u myszy. Naszym głównym zastosowaniem jest fenotypowanie myszy transgenicznych, kongenicznych i raportujących za pomocą cytometrii przepływowej, co zostało tutaj zademonstrowane na barwieniu przeciwciał oraz myszach raportujących tdTomat. Artykuł opisuje cały proces, od przygotowania zwierząt po analizę próbek. Kluczowe kroki obejmują pobieranie krwi za pomocą lanceta 3 mm, lizę komórek, barwienie oraz profilowanie cytometryczne przepływu. Nakłucie żył twarzy zwiększa efektywność pobierania i wspiera etyczne praktyki badawcze. Ta praktyczna i adaptowalna metoda jest odpowiednia dla szerokiego zakresu protokołów eksperymentalnych obejmujących pobieranie pobierania pobierania krwi myszy oraz analizę komórkową.

Korzystając z cytometrii przepływowej, Rysunek 2 pokazuje lizowaną krew myszy reporterów typu dzikiego (WT) i PF4-Cre TdTomat, przygotowaną według opisanego powyżej protokołu. Pierwszy zestaw wykresów przepływu pokazuje rozpraszanie boczne (SSC), które odzwierciedla granularność komórek, w przeciwieństwie do rozpraszania w kierunku przodu (FSC), które wskazuje rozmiar komórki. W pobliżu początku osii obserwuje się zanieczyszczenia komórkowe i płytki krwi, pod...

Przedstawiamy protokół optymalizowanej techniki pobierania krwi u myszych osób poprzez nakłucie żył twarzy za pomocą lanceta. Stosujemy tę technikę wraz z oceną cytometryczną przepływową do charakteryzowania fenotypów komórkowych szczepów transgenicznych, kongenicznych i raportowych. Nadaje się także do analizy cytokiny w surowicy oraz badań nad cukrzycą.

Nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy

This paper presents an optimized protocol for murine blood collection via facial vein venipuncture using a lancet, offering a rapid, minimally invasive, ...

Celem tych badań jest przedstawienie zoptymalizowanej metody pobierania krwi dla osób myszych. Ta metoda zmniejsza czas i umiejętności potrzebne do pobierania krwi w małych objętościach u myszy, ale nadal stawia na etyczne i minimalnie inwazyjne praktyki. Metody pobierania krwi są często zbyt skomplikowane.Chcieliśmy to wszystko uprościć i pokazać, że można osiągnąć czystą lizę przy minimalnym czasie, wysiłku i minimalnych materiałach. Główną zaletą tego protokołu w porównaniu z innymi technikami jest umożliwienie badaczom odzyskania czasu. Ta metoda jest bardzo szybka i wymaga bardzo niewielu materiałów lub specjalistycznych umiejętności do jej realizacji.Na początek oznacz każdą kartę klatki i mysz identyfikatorem fenotypu, który odpowiada odpowiednim etykietom na probówkach. Oznacz ogony myszy markerem trwałym, aby odpowiadał oznaczeniam na tubkach. Otwórz wszystkie lancety i gąbki gazy potrzebne do zabiegu i dodaj od jednego do dwóch mililitrów buforu lizycznego do każdej oznaczonej rurki.Teraz, używając dominującej ręki, chwyć mysz za ogon i połóż ją na stojaku do podawania drutu lub na płaskiej powierzchni. Palcem wskazującym i kciukiem niedominującym pokręć mysz, manewrując od ogona w kierunku okolicy szyjnej. Następnie używając pozostałych palców, zabezpiecz ogon, aby zminimalizować ruchy myszy.Następnie użyj ręki dominującej, aby wyjąć otwarty lancet o średnicy trzech milimetrów. Znajdź małe, bezwłose miejsce tuż za pyskiem i wyznacz prostą linię w kierunku ucha. Zatrzymaj się tam, gdzie linia przecina się z zewnętrznym rogiem oka.Następnie włóż lancet na to skrzyżowanie, aby zapewnić odpowiedni dopływ krwi, a płaską boczną krawędzią lanceta pobierz pojedynczą kroplę krwi. Następnie umieść całą lancetę z pobraną krwią do oznaczonej rurki zawierającej bufor lizy czerwonych krwinek i delikatnie pomieszaj rurkę, aby całkowicie wymieszać krew z buforem. Używając gąbki z gazy, delikatnie naciskaj miejsce nakłucia przez 5 do 10 sekund, a następnie wróć mysz do klatki.Dodaj około dwóch mililitrów zrównoważonego roztworu soli Hanksa o stężeniu 0,5 milimolarnego EDTA do każdej probówki. Włóż probówki do wirówki i obracaj w 400 G przez pięć minut. W tym czasie przygotuj koktajle przeciwciał.Po wirowaniu usuń supernatant z każdej probówki. Następnie za pomocą kleszczy wyjmuj lancety z probówek i dodaj 30 mikrolitrów koktajlu przeciwciał do każdej próbki. Przeprowadz próbki przez dwie do trzech sekund, aby ponownie zawiesić komórki i inkubuj je w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 25 do 30 minut.Następnie włącz cytometr przepływowy i skonfiguruj wykresy przepływu zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi. Za pomocą pipety transferowej dodaj do każdej próbki od 150 do 250 mikrolitrów zrównoważonego roztworu soli Hanksa lub innego nośnika. W razie potrzeby należy dodać DAPI w końcowym stężeniu jednego mikrograma na mililitr, używając 100 mikrolitrów nośnika zawierającego DAPI.Przed pozyskaniem przeprowadź każdą próbkę przez dwie do trzech sekund. Na koniec sprawdź odczynniki oraz ustawienia przepływu cytometru przepływowego w celu pozyskiwania danych. Cytometria przepływowa myszy typu dzikiego nie wykazała sygnału tdTomato w płytkach krwi, podczas gdy myszy zgłaszające Pf4-Cre wykazały wyraźne populacje płytek tdTomato dodatnich oraz większe komórki związane z płytkami tdTomato dodatnie.Wykresy rozpraszania bocznego i przodziejącego zarówno myszy typu dzikiego, jak i Pf4-Cre wykazały wyraźne rozdzielenie między resztkami komórkowymi, limfocytami i granulocytami, co wskazuje na skuteczną lizę czerwonych krwinek i zachowaną strukturę próbki. Komórki B z dodatnim wynikiem CD19 IGMA wykryto u myszy MD4Ighel, podczas gdy myszy typu dzikiego nie miały sygnału IGMA mimo pozytywności CD19.

facial-vein-venipuncture-for-murine-blood-collection

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Ten film opisuje technikę wstrzykiwania oznaczonych komórek rakowych za pomocą iniekcji żyły ogonowej do modelu mysiego. Ponadto monitorujemy powstawanie i wzrost przerzutów raka piersi za pomocą obrazowania żywych zwierząt w czasie rzeczywistym.

Wstrzyknięcie żyły ogonowej: metoda podawania komórek rakowych do badań przerzutowych w modelu mysim

Próbki krwi są przydatne do oceny biomarkerów stanów fizjologicznych lub chorób in vivo. Tutaj opisujemy metodologię pobierania krwi z bocznej żyły ogonowej u szczura. Ta metoda zapewnia szybkie pobieranie próbek przy minimalnym bólu i inwazyjności.

Pobieranie próbek krwi z bocznej żyły ogonowej szczura

To badanie informuje o próbkach krwi z żyły ogonowej u myszy przy użyciu systemu probówek do ekstrakcji próżniowej z lupą okularową. Nasza metoda jest łatwa do przećwiczenia i może być stosowana do powtórnego pobierania próbek krwi u myszy.

Zmodyfikowane pobieranie krwi z żył ogonowych myszy nieznieczulonych za pomocą próżniowego systemu pobierania krwi i lupy okularowej

Tutaj prezentujemy protokół pobierania próbek krwi z żyły podobojczykowej myszy.

Pobieranie krwi przez nakłucie żyły podobojczykowej u myszy

Tutaj prezentujemy skuteczną i efektywną metodę wstrzykiwania żył ogonowych gryzoni za pomocą unikalnie zaprojektowanego urządzenia rozgrzewającego/krępującego. Usprawniając inicjację procesów rozszerzania naczyń krwionośnych i ograniczania, protokół ten umożliwia dokładne i terminowe wstrzyknięcia dożylne dużym grupom zwierząt przy minimalnym stresie.

Nowoczesne urządzenie rozgrzewające/ograniczające do skutecznych iniekcji żył ogonowych w mysim modelu sepsy grzybiczej

Szczegółowe techniki mikrochirurgiczne zostały zademonstrowane w celu stworzenia długoterminowego modelu kaniulacji żyły szyjnej dla sekwencyjnego pobierania krwi u tego samego zwierzęcia. Parametry fizjologiczne i hematologiczne były monitorowane w fazie rekonwalescencji szczura. Model ten został zastosowany do badania farmakokinetyki polifenoli podawanych doustnie bez wywoływania stresu u zwierząt.

Umiejętności mikrochirurgiczne w zakresie zakładania stałej kaniulacji żyły szyjnej u szczurów w celu seryjnego pobierania krwi z leku podawanego doustnie

Tutaj prezentujemy protokół oferujący szybkie, łatwe i niezawodne alternatywy pobierania krwi dla modelu szczurzego. Opisujemy trzy różne metody pobierania krwi w zależności od kontekstu: nakłucie żyły ogonowej w znieczuleniu lub na przytomnym zwierzęciu oraz nakłucie żyły grzbietowej prącia w znieczuleniu.

Zmodyfikowane nakłucie żyły ogonowej i żyły prącia do pobierania krwi w modelu szczurzym

Protokół demonstruje metodę sekwencyjnego pobierania krwi z żył wrotnych i żyły głównej dolnej od myszy w celu oceny produkcji i absorpcji metabolitów mikrobiologicznych jelit.

Sekwencyjne pobieranie krwi z żyły głównej dolnej, a następnie żyły wrotnej w celu oceny metabolitów drobnoustrojów jelitowych u myszy

Aby skutecznie badać funkcje populacji komórek odpornościowych, często konieczna jest ich puryfikacja. Usuwanie dopełniacza jest szybką i niedrogą techniką izolacji populacji komórek odpornościowych o wysokiej czystości.

Deplecja specyficznych populacji komórek poprzez deplecję dopełniacza

Jama otrzewnowa u ssaków zawiera różne populacje komórek odpornościowych, które są kluczowe dla wrodzonych odpowiedzi immunologicznych. Do biochemicznych i funkcjonalnych analiz tych komórek niezbędna jest wydajna metoda izolacji. W niniejszej pracy przedstawiamy kompleksową metodę izolacji komórek jamy otrzewnowej u myszy.

Izolacja komórek z jamy otrzewnej myszy

Naucz się techniki nakłucia żył twarzy u myszy do pobierania małych próbek krwi. Ta metoda jest szybka, etyczna i minimalnie inwazyjna, idealna do badań cytokin surowiczych i cukrzycy.

Nakłucie żył twarzy do pobierania krwi myszy

Przeglądaj więcej filmów