Name: Ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-10T13:05:00.000+00:00
Duration: 10 min 31 s
Description: Poznaj metody oceny biocharu z odpadów pod kątem wpływu na zdrowie gleby, aktywność mikroorganizmów i rozwój roślin. Badania pokazują zależność efektów od surowca.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Prezentowane prace zostały sfinansowane przez projekt BIOCIRKL (reg. nr. TN02000044), wspierany przez Czech Recovery Plan oraz Agencję Technologiczną Republiki Czeskiej w ramach Narodowego Programu Centrów Kompetencji w latach 2023-2028.

1. Przygotowanie biocharu
UWAGA: Zobacz Tabelę materiałów , aby poznać szczegóły dotyczące biocharów używanych tutaj jako materiałów testowych. Warunki pirolizy, skład pierwiastkowy oraz dane analizy bezpośredniej zostały dostarczone przez producentów (Tabela 1).
UWAGA: Zawsze wykonuj pirolizę w laboratorium dobrze wentylowanym i wyposażonym w odpowiedni system wyciągów lub oparów. Noś rękawiczki odporne na wysoką temperaturę, fartuch laboratoryjny, okulary ochronne oraz przyłbicę, jeśli jest to konieczne.
Tabela 1: Podstawowe cechy badanych biocharów. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_1.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
2. Charakterystyka chemiczna biocharu
<ol>
	<li>Analizować skład pierwiastkowy wszystkich biocharów (wykonany przy użyciu indukcyjnie sprzężonej plazmowej spektroskopii atomowej (ICP OES) lub indukcyjnie sprzężonej plazmowej spektrometrii masowej (ICP MS), na podstawie stężeń, po dekompozycji wspomaganej mikrofalami (Tabela 2).</li>
</ol>
3. Przygotowanie mieszanin glebowo-biocharowych
<ol>
	<li>Zbieranie gleby i przygotowanie eksperymentów<ol>
		<li>Zbierz wierzchnią warstwę gleby z pola eksperymentalnego.</li>
		<li>Usuwaj powierzchniowe zanieczyszczenia ręcznie. Przesiej glebę do wielkości cząstek mniejszej niż 5 mm, aby usunąć zanieczyszczenia.</li>
		<li>Zważ 100 g przesietej ziemi i dodaj do pojemników testowych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Poprawka i inkubacja biocharu<ol>
		<li>Dodaj 1 g, 5 g lub 10 g każdego typu biocharu na 100 g gleby, aby uzyskać 1%, 5% i 10% (baza w/w) poprawkę do gleby-biochar.</li>
		<li>Dodaj wodę destylowaną, aby osiągnąć 60% maksymalnej pojemności zatrzymywania wody (WHC).</li>
		<li>Dokładnie wymieszaj za pomocą szpatułki.</li>
		<li>Waż każdy pojemnik i przykryj parafilmem, aby zminimalizować parowanie.</li>
		<li>Inkubuj mieszanki w temperaturze 27 °C przez 10 dni. UWAGA: Ta mieszanina będzie używana do pomiaru utraty wody, zmiany pH, fitotoksyczności oraz analiz ilościowych bakterii. Użyta gleba powinna być zbierana i utylizowana zgodnie z lokalnymi protokołami biosolidnymi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Pomiar pH mieszanin glebowo-biocharowych
<ol>
	<li>Waż 10 g każdej mieszaniny glebowo-biocharowej w stożkowych probówkach o pojemności 50 mL.</li>
	<li>Do rurek dodaj 25 ml wody destylowanej.</li>
	<li>Potrząsaj lampami ręcznie przez 30 sekund lub użyj mieszacza wirowego na średniej prędkości. Przefiltruj mieszankę za pomocą papieru filtrującego Whatman No. 1 do czystej zlewki 100 mL.</li>
	<li>Zmierz pH filtratu w temperaturze pokojowej (20-25 °C) za pomocą skalibrowanego miernika pH.</li>
</ol>
5. Test toksyczności Enchytraeus albidus
<ol>
	<li>Przeprowadz test zgodnie z Organizacją Współpracy Gospodarczej i Rozwoju (OECD) 2016, Testem nr 22016.</li>
	<li>Przygotowanie gleby do testu<ol>
		<li>Do tego testu użyj sztucznej gleby OECD.</li>
		<li>Zmierz pH gleby zgodnie z krokami wymienionymi w sekcji 4.</li>
		<li>Dostosuj pH do 6,0 ± 0,5, stopniowo dodając do gleby węglan wapnia o jakości analitycznej (CaCO3) i dokładnie wymieszaj.</li>
		<li>Dostosuj zawartość wilgoci do 40-60% maksymalnego WHC, dodając wodę destylowaną lub dejonizowaną. UWAGA: Sprawdzaj spójność ręcznie; Gleba powinna być wilgotna, ale nie grudkowata.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aklimatyzacja i selekcja robaków<ol>
		<li>Delikatnie przepłucz robaki wodą destylowaną, aby usunąć roztwór soli fizjologicznej z transportu.</li>
		<li>Umieść robaki w przygotowanej glebie OECD i aklimatyzuj się w temperaturze 20 °C przez 24 godziny w cyklu 16 godzin światła i 8 godzin ciemności przy 6 000 luksów.</li>
		<li>Wybierz 15 zdrowych dorosłych robaków w każdym zestawie, używając stereomikroskopu na podstawie obecności klitelu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie testów i inkubacja<ol>
		<li>Wymieszaj 100 g przygotowanej gleby OECD z 5 g każdego rodzaju biocharu w czystych pojemnikach.</li>
		<li>Przygotować środki kontrolne przy użyciu 100 g niezmienionej gleby OECD.</li>
		<li>Potwierdź, że pH i zawartość wilgoci mieszczą się w wymaganym zakresie (pH - 6,0 ± 0,5; wilgotność - 40-60% maksymalnego WHC).</li>
		<li>Wprowadź 15 dorosłych robaków do każdego pojemnika testowego i kontrolnego, używając kleszczy z miękkim końcówką.</li>
		<li>Dodaj 25 mg drobno mielonych płatków owsianych jako źródło pożywienia na powierzchni gleby.</li>
		<li>Okryj pojemniki perforowaną folią aluminiową, aby umożliwić wymianę powietrza.</li>
		<li>Inkubuj pojemniki w temperaturze 20 °C przez 5 dni w cyklu światła trwającym 16 godzin i 8 godzin ciemności w temperaturze 6 000 luksów.</li>
		<li>Waż pojemniki codziennie i uzupełniaj utratę wagi, dodając odpowiednią ilość wody destylowanej lub dejonizowanej, aby utrzymać stałą wilgotność.</li>
		<li>Monitoruj aktywność robaków i rejestruj wszelkie widoczne śmiertelności podczas testu.</li>
		<li>Po zakończeniu testu oblicz efekt śmiertelny (%) według wzoru: 
		<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq1.jpg" style="margin: auto;"> Gdzie: Wi – początkowa liczba robaków na początku testu Wf – ostateczna liczba robaków na końcu testu UWAGA: Aby test był ważny, śmiertelność dorosłych w grupie kontrolnej nie powinna przekraczać 20% na koniec testu.</li>
		<li>Po teście wysusz glebę testową w temperaturze 105 °C, aby ją inaktywować, i utylizować zgodnie z lokalnymi protokołami biosolidnymi.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Test fitotoksyczności
<ol>
	<li>Przeprowadz test zgodnie z Międzynarodową Organizacją Normalizacyjną (ISO) 18763:201617.</li>
	<li>Ustawienie na szalkę Petriego<ol>
		<li>Dodaj 20 g inkubowanych mieszanek glebowo-biocharowych do czystych szalek Petriego o średnicy 9 cm. Delikatnie spłaszcz powierzchnię czystą szpatułką.</li>
		<li>Przygotuj trzy repliki dla każdego stężenia biocharu i uwzględnij dwie niezmienione kontrole.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sadzenie nasion i inkubacja<ol>
		<li>Umieść 10 nasion Sinapis alba równomiernie rozmieszczonych w każdej misce na powierzchni gleby. UWAGA: Nie wciskaj nasion w ziemię; pozwól im naturalnie zastygnąć z wilgocią.</li>
		<li>Przykryj naczynia pokrywkami i umieść je w inkubatorze w temperaturze 25 °C ± 2 °C na 5 dni bez bezpośredniego światła.</li>
		<li>Po wysiadaniu zmierz długość korzenia od krawędzi nasion do końca korzenia, używając plastikowej linijki. Zgłoś to w cm lub mm. Jeśli nasiono jest tylko popękane, podaj go jako 0,1 cm lub 1 mm.</li>
		<li>Oblicz efekt hamowania (%) według wzoru: 
		<img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq2.jpg" style="margin: auto;"> Gdzie: RLc – średnia długość korzeni nasion w misce kontrolnej RLt – średnia długość korzenia nasion w misce testowej UWAGA: Aby test był ważny, ważne jest, aby sprawdzić, czy kiełkowanie nasion w kontrolowanej kategorii wynosi co najmniej 80% (8 wykiełkowanych z 10 nasion).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. Ilościowa ilościowa kolonia bakteryjna
<ol>
	<li>Zawiesina i rozcieńczanie gleby<ol>
		<li>Waż 5 g każdej inkubowanej mieszanki glebowo-biocharowej w 50 mL sterylnych stożkowych probówek.</li>
		<li>Dodaj 25 ml sterylnej wody destylowanej i dokładnie wstrząśnij przez 30 sekund.</li>
		<li>Pozwól zawieszeniu ujednolicić się w temperaturze pokojowej przez 2 godziny.</li>
		<li>Przefiltruj zawiesinę za pomocą sterylnej gazy lub siatki i przygotowuj rozcieńczenia seryjne tym roztworem zapasowym.</li>
		<li>Przygotuj pięć probówek, każda zawierająca 9 ml sterylnej wody destylowanej.</li>
		<li>Wykonaj 10-krotne rozcieńczenia szeregowe za pomocą pipetek sterylnych, na przykład przelej 1 mL z roztworu podstawowego do pierwszej rurki = 10-1, następnie 1 mL do następnej = 10-2 itd.)</li>
		<li>Stosuj rozcieńczenie 10-2 do nakładania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Oklejanie i liczenie kolonii<ol>
		<li>Pipeta 0,2 mL rozcieńczenia 10-2 na sterylnych płytkach agarowych z odżywkami.</li>
		<li>Rozprowadz próbkę równomiernie za pomocą sterylnego rozprowadzacza.</li>
		<li>Inkubuj płytki w pozycji odwróconej w temperaturze 27 °C przez 24 godziny.</li>
		<li>Licz kolonie za pomocą licznika kolonii.</li>
		<li>Oblicz jednostki tworzące kolonię (CFU) mL-1 mieszaniny według wzoru: 
		<img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq3.jpg" style="margin: auto;"> UWAGA: Pracuj pod szafą bezpieczeństwa biologicznego, jeśli jest dostępna. Sterylizuj narzędzia ogniem między próbkami, aby uniknąć skażenia. Dezynfekuj wszystkie talerze 70% etanolem lub autoklawem przed wyrzuceniem płyty.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
8. Określenie suchej materii (DM)
UWAGA: Używaj rękawic odpornych na wysoką temperaturę podczas obsługi gorących misek.
<ol>
	<li>Zważ 10 g ziemi do odpornej na wysoką temperaturę szklanej lub porcelanowej miski.</li>
	<li>Włóż miskę do suszącego piekarnika podgrzanego do 105 °C i susz przez 2 godziny.</li>
	<li>Po wyschnięciu przełóż miskę do suszarki i pozwól jej ostygnąć przez 10 minut, aby zapobiec wchłanianiu wilgoci z powietrza.</li>
	<li>Ponownie zważ schłodzoną miskę za pomocą wagi analitycznej.</li>
	<li>Powtórz procedurę dla co najmniej trzech próbek, aby zapewnić dokładność.</li>
	<li>Oblicz zawartość suchej materii (DM) według wzoru: 
	<img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq4.jpg" style="margin: auto;"> Gdzie: DM - zawartość suchej materii (%) Md – sucha masa próbki w g Mw – niesuszona (oryginalna) masa próbki w g</li>
</ol>
9. Test aktywności dehydrogenazy (DHA)
<ol>
	<li>Przeprowadz test zgodnie ze standardowym protokołem (ISO 23753-1:2019)18.</li>
	<li>Przygotowanie odczynników<ol>
		<li>Roztwór buforowy TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).<ol>
			<li>Rozpuścić 12,12 g tris(hydroksymetylo)aminometanu (TRIS) w 800 mL wody destylowanej.</li>
			<li>Reguluj pH do 7,6 za pomocą 1 M kwasu solnego (HCl).</li>
			<li>Reguluj całkowitą objętość do 1 L z wodą destylowaną.</li>
			<li>Przechowuj w temperaturze 4 °C i używaj w ciągu tygodnia.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Roztwór podłoża TTC (300 mmol/L)<ol>
			<li>Rozpuść 1 g TTC w 10 ml przygotowanego roztworu buforu Tris.</li>
			<li>Przechowuj w ciemności w temperaturze 4 °C i użyj w ciągu tygodnia.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przygotuj standardowy roztwór TPF do krzywej kalibracji:<ol>
			<li>Dodaj 100 mg TPF do 10 mL etanolu 96% i mieszaj aż do całkowitego rozpuszczenia, aby uzyskać roztwór TPF (33 mmol/L).</li>
			<li>Rozcieńcz 0,5 mL przygotowanego roztworu TPF 50 mL etanolu, aby uzyskać roztwór roboczy TPF (330 nmol/mL).</li>
			<li>Przygotuj normy robocze 0, 0,1, 0,2, 0,5 i 1,0 mL z roztworu roboczego, rozcieńczonego etanolem do stałej końcowej objętości 3 mL.</li>
			<li>Zmierz absorpcję na 485 nm, aby wygenerować krzywą kalibracyjną.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie próbki<ol>
		<li>Dodaj 5 g każdej mieszaniny glebowo-biocharowej do stożkowych rurek o pojemności 50 mL.</li>
		<li>Dodaj 4 mL buforu Tris (100 mmol/L, pH 7,6) oraz 1 mL roztworu TTC do zestawów testowych.</li>
		<li>Dodaj tylko 4 mL bufora Tris do ustawień sterowania.</li>
		<li>Ręcznie mieszaj rurki przez delikatną inwersję i inkubuj w temperaturze 25 °C przez 6 godzin w ciemności.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wydobycie formazanu<ol>
		<li>Po inkubacji dodaj 25 ml etanolu do każdej probówki.</li>
		<li>Umieść próbki w atmosferze orbitalnej w ciemności przez godzinę (250 min-1, w temperaturze 25 °C).</li>
		<li>Po mieszaniu dodaj 1 ml TTC do rurek sterujących.</li>
		<li>Wszystkie rurki wiruj w 2000 × g przez 5 minut w 25 °C, aby oddzielić supernatant.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Pomiar i obliczenia<ol>
		<li>Przenieś supernatanty do czystych cuwettes.</li>
		<li>Odczytał absorpcję przy 485 nm za pomocą spektrofotometru.</li>
		<li>Wykorzystanie krzywej kalibracyjnej do określenia stężenia TPF w próbkach (nmol/L).</li>
		<li>Oblicz aktywność dehydrogenazy według następującego wzoru: 
		<img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq5.jpg" style="margin: auto;"> Gdzie: A - aktywność enzymatyczna w mU g-1 (lub nmol min-1 g-1) suchej gleby Cs – stężenie TPF w próbkach testowych w nmol mL-1 Cb – stężenie TPF w próbce kontrolnej w nmol mL-1 V - całkowita objętość reakcji (suma substratu, roztworu buforowego i objętości etanolu, w mL) RT – czas trwania reakcji w minutach M - masa gruntu na rurkę w g DM - zawartość suchej materii w glebie (%) UWAGA: Obchodz się z TTC i TPF w rękawiczkach, ponieważ mogą być potencjalnymi mutagenami. Używaj okapu do parów podczas przygotowywania odczynników na bazie etanolu. Po teście utylizować odpady zawierające etanol i TTC w wyznaczonych pojemnikach na odpady chemiczne.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig1.jpg"> 
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie eksperymentalnego przepływu pracy. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.</a>

<ol><li>Pradhan, S., Parthasarathy, P., Mackey, H. R., Al-Ansari, T., McKay, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Food+waste+biochar%3A+A+sustainable+solution+for+agriculture+application+and+soil-water+remediation%5BTitle%5D)+AND+%22Carbon+Res%22%5BJournal%5D)">Food waste biochar: A sustainable solution for agriculture application and soil-water remediation.</a> Carbon Res. 3 (1), 41(2024).</li>
<li>D'Hose, T., Debode, J., De Tender, C., Ruysschaert, G., Vandecasteele, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Has+compost+with+biochar+applied+during+the+process+added+value+over+biochar+or+compost+for+increasing+soil+quality+in+an+arable+cropping+system%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Soil+Ecol%22%5BJournal%5D)">Has compost with biochar applied during the process added value over biochar or compost for increasing soil quality in an arable cropping system.</a> Appl Soil Ecol. 156, 103706(2020).</li>
<li>Wang, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+improves+soil+quality+and+wheat+yield+in+saline-alkali+soils+beyond+organic+fertilizer+in+a+3-year+field+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Sci+Pollut+Res%22%5BJournal%5D)">Biochar improves soil quality and wheat yield in saline-alkali soils beyond organic fertilizer in a 3-year field trial.</a> Environ Sci Pollut Res. 30 (7), 19097-19110 (2023).</li>
<li>Smith, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+carbon+sequestration+and+biochar+as+negative+emission+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Glob+Change+Biol%22%5BJournal%5D)">Soil carbon sequestration and biochar as negative emission technologies.</a> Glob Change Biol. 22 (3), 1315-1324 (2016).</li>
<li>Jin, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+on+the+effects+of+biochar+amendment+on+soil+microorganisms+and+enzyme+activity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Soils+Sediments%22%5BJournal%5D)">Review on the effects of biochar amendment on soil microorganisms and enzyme activity.</a> J Soils Sediments. 24 (7), 2599-2612 (2024).</li>
<li>Melo, L. C. A., Lehmann, J., Carneiro, J. S. daS., Camps-Arbestain, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar-based+fertilizer+effects+on+crop+productivity%3A+A+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Soil%22%5BJournal%5D)">Biochar-based fertilizer effects on crop productivity: A meta-analysis.</a> Plant Soil. 472 (1), 45-58 (2022).</li>
<li>Blanco-Canqui, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+and+soil+physical+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Sci+Soc+Am+J%22%5BJournal%5D)">Biochar and soil physical properties.</a> Soil Sci Soc Am J. 81 (4), 687-711 (2017).</li>
<li>Geng, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+mitigation+of+soil+acidification+and+carbon+sequestration+is+influenced+by+materials+and+temperature%5BTitle%5D)+AND+%22Ecotoxicol+Environ+Saf%22%5BJournal%5D)">Biochar mitigation of soil acidification and carbon sequestration is influenced by materials and temperature.</a> Ecotoxicol Environ Saf. 232, 113241(2022).</li>
<li>Ippolito, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feedstock+choice%2C+pyrolysis+temperature+and+type+influence+biochar+characteristics%3A+A+comprehensive+meta-data+analysis+review%5BTitle%5D)+AND+%22Biochar%22%5BJournal%5D)">Feedstock choice, pyrolysis temperature and type influence biochar characteristics: A comprehensive meta-data analysis review.</a> Biochar. 2 (4), 421-438 (2020).</li>
<li>Wei, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+pyrolysis+temperature+and+feedstock+on+carbon+fractions+of+biochar+produced+from+pyrolysis+of+rice+straw%2C+pine+wood%2C+pig+manure+and+sewage+sludge%5BTitle%5D)+AND+%22Chemosphere%22%5BJournal%5D)">Influence of pyrolysis temperature and feedstock on carbon fractions of biochar produced from pyrolysis of rice straw, pine wood, pig manure and sewage sludge.</a> Chemosphere. 218, 624-631 (2019).</li>
<li>Oleszczuk, P., Jośko, I., Kuśmierz, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+properties+regarding+to+contaminants+content+and+ecotoxicological+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hazard+Mater%22%5BJournal%5D)">Biochar properties regarding to contaminants content and ecotoxicological assessment.</a> J Hazard Mater. 260, 375-382 (2013).</li>
<li>Bolan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+modulating+soil+biological+health%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Total+Environ%22%5BJournal%5D)">Biochar modulating soil biological health: A review.</a> Sci Total Environ. 914, 169585(2024).</li>
<li>Baran, A., Tarnawski, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phytotoxkit%2FPhytotestkit+and+Microtox%C2%AE+as+tools+for+toxicity+assessment+of+sediments%5BTitle%5D)+AND+%22Ecotoxicol+Environ+Saf%22%5BJournal%5D)">Phytotoxkit/Phytotestkit and Microtox® as tools for toxicity assessment of sediments.</a> Ecotoxicol Environ Saf. 98, 19-27 (2013).</li>
<li>Novais, S. C., Gomes, N. C., Soares, A. M. V. M., Amorim, M. J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antioxidant+and+neurotoxicity+markers+in+the+model+organism+Enchytraeus+albidus+%28Oligochaeta%29%3A+Mechanisms+of+response+to+atrazine%2C+dimethoate+and+carbendazim%5BTitle%5D)+AND+%22Ecotoxicology%22%5BJournal%5D)">Antioxidant and neurotoxicity markers in the model organism Enchytraeus albidus (Oligochaeta): Mechanisms of response to atrazine, dimethoate and carbendazim.</a> Ecotoxicology. 23 (7), 1220-1233 (2014).</li>
<li>Kaczyńska, G., Borowik, A., Wyszkowska, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soil+dehydrogenases+as+an+indicator+of+contamination+of+the+environment+with+petroleum+products%5BTitle%5D)+AND+%22Water+Air+Soil+Pollut%22%5BJournal%5D)">Soil dehydrogenases as an indicator of contamination of the environment with petroleum products.</a> Water Air Soil Pollut. 226 (11), 372(2015).</li>
<li>Organisation for Economic Co-operation and Development. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Test+No.+220%3A+Enchytraeid+reproduction+test%22">Test No. 220: Enchytraeid reproduction test</a>. , (2016).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22ISO+18763%3A2016+-+Soil+quality+-+Determination+of+the+toxic+effects+of+pollutants+on+germination+and+early+growth+of+higher+plants%22">ISO 18763:2016 - Soil quality - Determination of the toxic effects of pollutants on germination and early growth of higher plants</a>. , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/63317.html (2016).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22ISO+23753-1%3A2019+-+Soil+quality+-+Determination+of+dehydrogenase+activity+in+soils+-+Part+1%3A+Method+using+triphenyltetrazolium+chloride+%28TTC%29%22">ISO 23753-1:2019 - Soil quality - Determination of dehydrogenase activity in soils - Part 1: Method using triphenyltetrazolium chloride (TTC)</a>. , International Organization for Standardization. https://www.iso.org/standard/70145.html (2019).</li>
<li>Carnier, R., Coscione, A. R., Delaqua, D., de Abreu, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coffee+industry+waste-derived+biochar%3A+Characterization+and+agricultural+use+evaluation+according+to+Brazilian+legislation%5BTitle%5D)+AND+%22Bragantia%22%5BJournal%5D)">Coffee industry waste-derived biochar: Characterization and agricultural use evaluation according to Brazilian legislation.</a> Bragantia. 80, e5721(2021).</li>
<li>Jin, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-performance+spent+coffee+grounds-based+3D+microporous+biochar+for+the+efficient+capture+of+Cd2%2B+via+a+multi-pathway+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Eng+J%22%5BJournal%5D)">High-performance spent coffee grounds-based 3D microporous biochar for the efficient capture of Cd2+ via a multi-pathway mechanism.</a> Chem Eng J. 485, 149537(2024).</li>
<li>Batista, E. M. C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+surface+and+porosity+of+biochar+on+water+holding+capacity+aiming+indirectly+at+preservation+of+the+Amazon+biome%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Effect of surface and porosity of biochar on water holding capacity aiming indirectly at preservation of the Amazon biome.</a> Sci Rep. 8 (1), 10677(2018).</li>
<li>de Souza, L. Z. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ecotoxicological+effects+of+biochar+obtained+from+spent+coffee+grounds%5BTitle%5D)+AND+%22Mater+Res%22%5BJournal%5D)">Ecotoxicological effects of biochar obtained from spent coffee grounds.</a> Mater Res. 25, e20220013(2022).</li>
<li>Ahmad, A., Liu, Y., Ge, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+environmental+thresholds+in+relation+to+plant+structure+and+nutritional+value+for+improved+maize+calendar+ensuring+food+security%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Total+Environ%22%5BJournal%5D)">Assessing environmental thresholds in relation to plant structure and nutritional value for improved maize calendar ensuring food security.</a> Sci Total Environ. 834, 155120(2022).</li>
<li>Martins Filho, A. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+coffee+biochar+on+carbon%2C+microbial+biomass+and+enzyme+activities+of+a+sandy+soil+cultivated+with+bean%5BTitle%5D)+AND+%22An+Acad+Bras+Cienc%22%5BJournal%5D)">Impact of coffee biochar on carbon, microbial biomass and enzyme activities of a sandy soil cultivated with bean.</a> An Acad Bras Cienc. 93, e20200096(2021).</li>
<li>Giachino, A., Waldron, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Copper+tolerance+in+bacteria+requires+the+activation+of+multiple+accessory+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Copper tolerance in bacteria requires the activation of multiple accessory pathways.</a> Mol Microbiol. 114 (3), 377-390 (2020).</li>
<li>Sardans, J., Peñuelas, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potassium+control+of+plant+functions%3A+Ecological+and+agricultural+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Plants%22%5BJournal%5D)">Potassium control of plant functions: Ecological and agricultural implications.</a> Plants. 10 (2), 419(2021).</li>
<li>Sorrenti, G., Masiello, C. A., Toselli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+interferes+with+kiwifruit+Fe-nutrition+in+calcareous+soil%5BTitle%5D)+AND+%22Geoderma%22%5BJournal%5D)">Biochar interferes with kiwifruit Fe-nutrition in calcareous soil.</a> Geoderma. 272, 10-19 (2016).</li>
<li>Jin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigations+of+the+effect+of+the+amount+of+biochar+on+soil+porosity+and+aggregation+and+crop+yields+on+fertilized+black+soil+in+northern+China%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Investigations of the effect of the amount of biochar on soil porosity and aggregation and crop yields on fertilized black soil in northern China.</a> PLoS One. 15 (11), e0238883(2020).</li>
<li>Gezahegn, S., Sain, M., Thomas, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variation+in+feedstock+wood+chemistry+strongly+influences+biochar+liming+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+Syst%22%5BJournal%5D)">Variation in feedstock wood chemistry strongly influences biochar liming potential.</a> Soil Syst. 3 (2), 26(2019).</li>
<li>Yadav, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heavy+metal+toxicity+in+earthworms+and+its+environmental+implications%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Adv%22%5BJournal%5D)">Heavy metal toxicity in earthworms and its environmental implications: A review.</a> Environ Adv. 12, 100374(2023).</li>
<li>Dzul-Caamal, R., Vega-López, A., Osten, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+of+heavy+metals+in+crop+soils+from+an+agricultural+region+of+the+Yucatan+Peninsula+and+biochemical+changes+in+earthworm+Eisenia+foetida+exposed+experimentally%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Monit+Assess%22%5BJournal%5D)">Distribution of heavy metals in crop soils from an agricultural region of the Yucatan Peninsula and biochemical changes in earthworm Eisenia foetida exposed experimentally.</a> Environ Monit Assess. 192 (6), 338(2020).</li>
<li>Lehmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochar+in+climate+change+mitigation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Geosci%22%5BJournal%5D)">Biochar in climate change mitigation.</a> Nat Geosci. 14 (12), 883-892 (2021).</li>
</ol>

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konfliktów interesów.

Mieszanka gleby i zużytego fusu kawowego wykazała wysoką zasadowość, z pH 8,94, co jest zgodne z wcześniej zgłaszanym pH 9,419. Biochar wykazał również największy wzrost utraty masy ciała w porównaniu z próbką kontrolną, co wskazuje na niską zdolność zatrzymywania wilgoci, prawdopodobnie wynikającą z niskiej powierzchni, ograniczającej tendencję adsorpcyjną wody20,21. Te właściwości fizyczne stworzyły niekorzystne warunki dla E. albidus, powodując 20% hamowanie przetrwania i rozmnażania robaków.
W testach fitotokowości S. alba wykazała stymulację na poziomie 79,16% przy stężeniu 1% w/w, podczas gdy przy wyższych stężeniach, np. 5% w/w, biochar hamował wydłużenie korzenia o 47,08%. Jest to zgodne z raportami22 , że fitotoksyczne działanie biocharu z fusów kawowych na Lactuca sativa było spowodowane kwasami karboksylowymi. Ponadto badania wykazały, że rozpuszczalne fenole i kwasy karboksylowe również zakłócają transport auxiny, co skutkuje progiem fitotoksycznym23.
Liczba kolonii bakteryjnych wzrosła wraz ze wzrostem stężenia biocharu kawowego (1,50 × 10-5 CFU/mL przy stężeniu 10% w/w), co wskazuje, że ten biochar stwarzał sprzyjające warunki dla bakterii uprawnych. Biochar kawowy wykazywał również najwyższą aktywność DHA (3,53 × 10-3 mU/g), co sugeruje, że stymulował zarówno populacje mikrobiologiczne nadające się do uprawy, jak i nie. Potwierdzają to również badania24 , które obserwowały korzystny wpływ biowęgla kawowego na aktywność enzymatyczną gleby.
Biochar chmielowy spowodował wzrost zasadowości gleby i umiarkowaną średnią utratę masy ciała (10%). W testach fitotokoksiczności biochar był korzystny dla stymulacji wydłużania korzenia, zwłaszcza przy wyższych stężeniach (162,96% stymulacji). Jeśli chodzi o aktywność mikroorganizmów, biochar chmielowy nie wykazał znaczących zmian w liczbie bakterii (do 1,00 × 10-5 CFU/mL), co może wynikać z równowagi w składzie chemicznym. Chociaż chmiel zawierał najwięcej miedzi (Cu), która może być toksyczna dla mikroorganizmów, ponieważ hamuje układy enzymów bakteryjnych25, zawierał także wyższe poziomy pierwiastków, takich jak potas (K) i fosfor (P), które powinny wspierać wzrost mikroorganizmów poprzez poprawę syntezy chlorofilu w siewkach26. Aktywność DHA również odzwierciedlała ten neutralny efekt, wskazując na stabilną odpowiedź o ograniczonym wpływie biologicznym.
Biochar niedopałków spowodował wzrost zasadowości gleby z czasem (do pH 9,48). Był produkowany w wyższej temperaturze pirolizy (700 °C), co skutkowało bardziej zasadowym biocharem wspierającym wzrost bakterii. Ta obserwacja jest zgodna z wcześniejszymi badaniami27, które wykazały, że biochar poprawia pH gleby, a tym samym poprawę warunków siedliskowych. Spośród wszystkich zabiegów biochar niedopałków papierosów zachowywał najwyższą zawartość wilgoci (do 94%), co może również tłumaczyć efekt stymulujący na przeżywalność i rozmnażanie E. albidus . Wysokie zatrzymanie wilgoci można powiązać ze zmianami mikrostrukturalnymi w temperaturze 700 °C, co powoduje powstanie mikroporów zatrzymujących warstwy wody28. Inną przyczyną efektu stymulującego może być wysoka zawartość wapnia (Ca), fosforu i K w biocharu niedopałków, które są korzystnymi elementami dla przetrwania i rozmnażania robaków.
W badaniach mikrobiologicznych biochar niedopałków papierosów wykazywał najwyższą stymulację bakteryjną przy wyższych stężeniach, sięgając około 1,00 × 10-6 CFU/mL, w przeciwieństwie do aktywności DHA, która nie wykazywała takiego samego poziomu wzrostu. To odkrycie sugeruje selektywną stymulację bakterii hodowalnych, a nie całej społeczności mikroorganizmów.
Mieszanka biocharu gleby i drewna świerkowego spowodowała jedynie niewielki wzrost pH, co również odnotowały badania29, które wykazały pH 7,87 dla biocharu pochodzącego z iglastych. Temperatura produkcji była najniższa (600 °C) spośród wszystkich biocharów użytych w tym badaniu. Zdolność biocharu do zatrzymywania wody była umiarkowana w porównaniu z innymi typami biowęgla, ponieważ nie wykazywał on ekstremalnej utraty masy ciała.
Jednak w przypadku przeżycia i rozrodu Eisenia foetida , biochar z drewna świerkowego wykazywał najwyższą toksyczność (53% efekt śmiertelny). Jedną z prawdopodobnych przyczyn mogą być podwyższone poziomy pierwiastków takich jak aluminium (Al), żelazo (Fe) i mangan (Mn), które są znane z toksyczności dla dżdżownic, ponieważ zakłócają regulację pH ich jelit i powodują stres oksydacyjny30. Podobne wyniki odnotowano w badaniach, w których Eisenia foetida doświadczyła znacznego spadku biomasy z powodu toksyczności metali ciężkich w glebie spowodowanej nadmiernym użyciem agrochemikaliów31.
Biochar świerka spowodował największą stymulację wydłużania korzenia w teście fitotoksyczności (do 206% stymulacji). Sugeruje to, że w przeciwieństwie do wrażliwości na robaki, wysokie stężenia metali mogą stanowić niezbędne mikroelementy dla gatunków roślin, takich jak S. alba. Niskie stężenia tego biowęgla stymulowały kolonie bakterii; jednak liczba kolonii malała wraz ze wzrostem koncentracji. Efekt ten wskazuje na wrażliwość bakterii na niskie poziomy K i P oraz wysoką zawartość pierwiastków toksycznych (Al, Fe, Mn). Ta obserwacja jest zgodna z zmierzoną aktywnością DHA, która była niższa niż w glebie kontrolnej, prawdopodobnie z powodu niskiego stosunku wodoru do węgla (H/C), co czyniło węgiel niedostępnym32. Wyniki te sugerują, że biochar ze świerka nie wspiera wzrostu mikroorganizmów ze względu na niską zawartość składników odżywczych lub związki hamujące.
Biochary pozyskiwano jako materiały testowe z zewnętrznych laboratoriów i produkowano w warunkach rutynowo stosowanych przez każdego dostawcę, w tym w różnych temperaturach pirolizy. Naszym celem było ocenenie reprezentatywnych biocharów pochodzących z odpadów w miarę dostarczania, zamiast izolować wpływ temperatury na różne surowce; dlatego w tym badaniu nie można w pełni oddzielić wpływu temperatury od wpływu na surowce. Szczegółowe parametry produkcji, takie jak szybkość ogrzewania, atmosfera gazowa i czas pobytu, nie były dostępne od dostawców; podawano jedynie podane temperatury i cechy pierwiastkowe (zob. Tabela 1 i Tabela 2).
Biorąc pod uwagę wyniki tego badania, można stwierdzić, że biochar chmielowy miał ogólnie zrównoważony efekt z umiarkowanymi skutkami ubocznymi środowiskowymi. Wspierał wzrost roślin we wszystkich stężeniach, wykazywał umiarkowane zmiany pH i zdolność do zatrzymywania wody, a ponadto nie miał drastycznego wpływu na drobnoustroje i robaki w glebie w porównaniu z innymi testowanymi biocharami.
Wyniki te pokazują, jak ważne jest dobór odpowiedniego typu biowęgla wraz z jego odpowiednimi stężeniami do poprawek gleby, aby zapewnić rzeczywistą poprawę jakości gleby i wzrostu roślin, bez wywoływania negatywnych skutków ubocznych.
Kilka etapów protokołu, w tym temperatura pirolizy i tempo stosowania biowęgla, miało zauważalny wpływ na wyniki tego badania. Wyższe temperatury pirolizy skutkowały wyższą zasadowością biowęgla i wpływały na stymulację rozmnażania się robaków oraz wzrostu bakterii, co widać w przypadku biowęgla niedopałka. Natomiast niższe temperatury pirolizy skutkowały mniejszą ilością zasadowego biocharu i wiązały się z najwyższą toksycznością robaków oraz zmniejszoną aktywnością mikroorganizmów, jak w przypadku biocharu drewna świerkowego. Wpływ szybkości aplikacji zależał od rodzaju biocharu oraz badanego organizmu. Niższe stężenia biocharu z fusów kawowych powodowały efekt stymulujący wydłużanie korzeni i wysoką aktywność DHA, podczas gdy wysokie stężenia biocharu z niedopałków papierosów powodowały najwyższy możliwy wzrost bakterii możliwych do uprawy.
W metodzie badania wprowadzono pewne korekty, aby rozwiązać typowe problemy, takie jak niespójne liczebności rodzin. Obejmuje to pozwolenie na 2-godzinną homogenizację zawiesin glebowych oraz wykorzystanie rozcieńczenia seryjnego 10-2 do uzyskania optymalnej i porównywalnej liczby kolonii. Dodatkowo, wytyczne OECD, test nr 220, mają na celu ocenę wpływu chemikaliów testowych na robaki Enchytraeid. Sugeruje on obliczenie stężenia śmiertelnego 50 (LC50) uzyskanego na podstawie zakresu stężeń chemicznych testowanych w teście pomiarowym. W tym badaniu celem było ocenenie ogólnego toksycznego wpływu biocharów pochodzących z odpadów na przeżywalność i rozmnażanie robaków; dlatego śmiertelny efekt został określony na podstawie procentowej zmiany liczby robaków od początku do końca testu i zgłoszono jako śmiertelny efekt procentowy.
Protokół ten jest powtarzalny w warunkach laboratoryjnych i na niewielką skalę (np. próbki 100 g). Jednak skalowanie na większą objętość gleby może powodować różnice w wynikach. Można to kontrolować poprzez właściwe mechaniczne mieszanie gleby i użytego biowęgla oraz kontrolowany system nawadniania, aby utrzymać stały poziom wilgoci. Dodatkowo efekty biowęgla znacznie się różniły w zależności od rodzaju surowca i temperatury pirolizy, co sugeruje przyszłe badania mające na celu indywidualną charakterystykę każdego materiału przed zastosowaniem.
Protokół różni się od innych technik oceny zdrowia gleby tym, że oferuje połączenie parametrów fizykochemicznych, takich jak pH i zatrzymanie wilgoci, oraz biologicznych reakcji na uzupełnianie gleby różnymi rodzajami biocharu. Uwzględnienie analizy aktywności enzymów wraz z tradycyjnymi liczbami kolonii mikroorganizmów daje wgląd w funkcjonowanie mikroorganizmów nieuprawianych. Ponadto badanie opierało się na różnych surowcach biocharu w różnych stężeniach, co dodaje praktycznego znaczenia dla rzeczywistych strategii poprawy gleby.
Przyszłe badania mogą obejmować testowanie dodatkowych surowców, takich jak obornik, łuski ryżu czy osad ściekowy, aby porównać ich wpływ na ekosystemy glebowe. Długoterminowe próby terenowe mogą być również dostosowane do oceny efektów sezonowych i wyników plonów. Badanie to pokazuje wpływ biocharu pochodzącego z odpadów zależny od surowców i stężenia na zdrowie gleby. Niektóre biochary stymulowały aktywność mikroorganizmów i wzrost roślin, podczas gdy inne wywoływały hamujące lub toksyczne reakcje u organizmów glebowych. Wybór odpowiednich rodzajów biowęgla i dawki aplikacji jest niezbędny, aby zmaksymalizować korzyści i minimalizować ryzyko związane z zarządzaniem glebą.

W ostatnich latach biochar stał się wielofunkcyjnym i przyjaznym dla środowiska środkiem poprawczym do gleby, stosowanym w rolnictwie,1 oraz środkiem łagodzenia globalnego ocieplenia2. W miarę jak świat zmaga się z degradacją gleby, spadkiem wydajności upraw i wzrostem emisji dwutlenku węgla, biochar stał się zieloną alternatywą dla konwencjonalnych nawozów3 , a sekwestracja węgla zbliża się do4. W przeciwieństwie do nawozów syntetycznych, biochar z natury zwiększa żyzność gleby5, zmniejsza utratę składników odżywczych6 oraz zwiększa zatrzymanie wody7, co czyni go bardzo użytecznym w regionach z glebami zdegradowanymi lub o niskiej żyzności. Dodatkowo biochar wzmacnia funkcjonowanie mikroorganizmów, zapewniając stabilne siedlisko i źródło węgla dla korzystnych mikroorganizmów glebowych, które są ważne dla rozkładu materii organicznej i obiegu składników odżywczych8.
Poza rolnictwem, biochar pełni także rolę zielonego rozwiązania w zakresie utylizacji odpadów, ponieważ przekształca pozostałości biomasy, takie jak pozostałości rolnicze, leśne i odpady spożywcze, w długoterminowy materiał węglowy9. To nie tylko ogranicza gromadzenie odpadów, ale także kompensuje gazy cieplarniane poprzez wychwytywanie węgla, który w przeciwnym razie uciekałby jako dwutlenek węgla (CO2) lub metan (CH4). W porównaniu z innymi mechanizmami sekwestracji węgla, biochar oferuje długoterminową, zintegrowaną strategię glebową, która łagodzi atmosferycznyCO2 oraz wspiera zdrowe gleby orazwysokie plony.
Pomimo uznanych korzyści — takich jak zwiększenie żyzności gleby, zdolność do zatrzymywania wody oraz właściwości stymulujące mikroorganizmy — istnieją ciągłe obawy dotyczące potencjalnych efektów ekotoksykologicznych dla bioty glebowej11. Chociaż biochar jest zazwyczaj korzystny dla aktywności mikroorganizmów i różnorodności, niektóre surowce lub warunki przetwarzania mogą wytwarzać toksyczne związki szkodliwe dla mikroorganizmów glebowych i ich funkcji ekologicznej12.
Aby ocenić potencjalne ryzyko związane z biocharami, konieczne są oceny etotoksykologiczne. Bakterie (rozkładacze), rośliny (producenci) oraz bezkręgowce (konsumenci) należą do grup taksonomicznych wykorzystywanych w badaniach nad ekotoksycznością gleby i osadów. Te taksony reprezentują zarówno środowiska lądowe, jak i wodne13.
Komplementarna funkcja enchytraeidów z dżdżownicami w funkcjonowaniu ekosystemu glebowego stanowi podstawę rozwoju bioanaliz dla tych organizmów. W biotestach enchytraeidy służą jako lądowe modele biologiczne do badania skutków chemikaliów takich jak pestycydy (np. dimetoan, atrazyna, karbendazym) oraz metali śladowe (np. ołów,, miedź, kadm)14.
Oprócz testów opartych na organizmach, aktywność enzymów mikroorganizmów jest kolejnym sposobem oceny zdrowia gleby. Aktywność dehydrogenazy gleby jest wskaźnikiem aktywności oksydacyjnej mikroorganizmów15. Testy dehydrogenazy w mieszaninach glebowo-biocharowych są skuteczne w ilościowym określaniu aktywności mikroorganizmów i ogólnego zdrowia gleby. Ponieważ enzymy dehydrogenazy biorą udział w oddychaniu mikroorganizmów, ich aktywność odzwierciedla biologiczną aktywność gleby. Jest to przydatne do oceny jakości gleby, żyzności oraz wpływu biocharu na mikroorganizmy. Test mierzy redukcję chlorku trifenyltetrazolu (TTC) do tryfenylformazonu (TPF), który jest określany spektrofotometrycznie. Wyższa produkcja TPF jest wskaźnikiem wyższej aktywności mikroorganizmów.
Spodziewamy się, że biochar produkowany z różnych surowców będzie miał unikalny wpływ na zdrowie gleby. Efekty te zależą od ich cech chemicznych i fizycznych, które mogą zmieniać parametry fizykochemiczne gleby, wpływając tym samym na aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz toksyczność organizmów glebowych.
W niniejszym badaniu oceniamy wpływ biocharów pochodzących z odpadów na wiele wskaźników zdrowia gleby, w tym pH, aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz przeżywalność bezkręgowców (Rysunek 1). Trzy stężenia (1%, 5%, 10% św/w) czterech różnych biocharów pochodzących z odpadów zostały zmieszane z glebą ogrodową i ocenione pod kątem wymienionych powyżej efektów. Zawartość wilgoci, pH oraz dobór organizmów testowych były starannie kontrolowane, aby zapewnić ekologiczne znaczenie badania.

<table><tbody><tr><td>1,3,5- Trifenyltetrazolium formaz</td><td>Sigma-Aldrich, Czechy</td><td>93145</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5- chlorek trifenyltetrazolu &nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Czechy</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>autoklawowy CertoClav Classic</td><td>CertoClav, Austria</td><td>8510174</td><td></td></tr><tr><td>Węglan wapnia&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Czechy</td><td>239216</td><td></td></tr><tr><td>wirówka MPW-251</td><td>MPW Med. Instrument, Polska</td><td>10251</td><td></td></tr><tr><td>Biochar niedopałki papierosów</td><td>Uniwersytet w Hohenheim, Niemcy</td><td></td><td>Produkowano w kątach 700 i stopień; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Licznik kolonii CC-200</td><td>Cole-Parmer</td><td>14212-04</td><td></td></tr><tr><td>Enchytraeus albidus&nbsp; </td><td>INVITAL Aqua s.r.o.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol &nbsp;</td><td>Penta, Czechy</td><td>70390-11003</td><td></td></tr><tr><td>Biochar biomasy chmielu</td><td>Laboratorium Akademii Nauk Republiki Czeskiej</td><td></td><td>Produkowany w kątach 650 i stopień; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Komórka Q inkubatora</td><td>Pol-Lab, Polska</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kuchenka mikrofalowa</td><td>Anton Paar, Multiwave PRO</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Notebook PC DELL Latitude 3510</td><td>Dell Products, Irlandia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nośnik Agar Media&nbsp;</td><td>OXOID, Czechy</td><td>CM0003B</td><td></td></tr><tr><td>OECD gleba&nbsp;</td><td>Microbiotest, Belgia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pH WTW inoLab pH 7110&nbsp;</td><td>Xylem Analytics, Niemcy</td><td>1AA112</td><td></td></tr><tr><td>Sinapis alba nasion &nbsp;</td><td>Microbiotest, Belgia</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spektrofotometr M4 UV-Spektrometr widzialny</td><td>VWR</td><td>76520-716</td><td></td></tr><tr><td>Biochar z wykorzystanych fusów kawowych</td><td>Laboratorium Akademii Nauk Republiki Czeskiej</td><td></td><td>Produkowany w kątach 650 i stopień; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Biochar ze świerku</td><td>Olesnice, Czechy</td><td></td><td>Produkowany w kątach 600 i stopień; C&nbsp;</td></tr><tr><td>Stereomikroskop MSZ5000-T-IL-TL</td><td>A.Kruss Optronic, Niemcy</td><td>MSZ5000-T-IL-TL</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, Czechy</td><td>252859</td><td></td></tr><tr><td>wideo okular VOPC93 USB 2.0</td><td>A.Kruss Optronic, Niemcy</td><td>&nbsp; VOPC93</td><td></td></tr><tr><td>Waga KERN EMB&nbsp;</td><td>KERN, Niemcy</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby

Assessment of Waste-Derived Biochars on the Health and Biological Activity of Soil

Biochar to produkt uzyskiwany poprzez podgrzewanie biomasy przez pirolizę w wysokich temperaturach i stał się powszechnym uzupełnieniem gleby, opartym na swoim potencjale do poprawy właściwości gleby, takich jak zatrzymanie wody, pH i dostępność składników odżywczych. Jednak biochar przygotowany z niektórych odpadów może wywierać negatywne ekotoksykologiczne skutki dla bioty glebowej. Głównym celem tego badania było ocenenie wpływu wybranych biocharów pochodzących z fusów kawy, zużytego chmielu, drewna świerkowego i niedopałków papierosów na zdrowie gleby, ze szczególnym uwzględnieniem aktywności mikroorganizmów, wzrostu roślin oraz potencjalnej ekotoksyczności. Gleby wzbogacone biocharem były inkubowane łącznie przez 15 dni, a następnie przeprowadzono szereg testów, w tym aktywność dehydrogenazy, ilościową ilościową analizę bakteryjną, test biotoksyczności fitotoksyczności z użyciem nasion Sinapis alba oraz test ekotoksyczności z użyciem Enchytraeus albidus. Dodatki do biowęgla mogą zmieniać pH gleby i wpływać na zatrzymanie wody. Biochar z niedopałków papierosów wykazał najwyższą stymulację kolonii bakteryjnych, z wartościami sięgającą do 1,00 ×10,6 CFU/mL w porównaniu do 8,47 × 10,4 CFU/mL w kontrolnych replikacjach, podczas gdy biochar z fusów kawowych zwiększał aktywność dehydrogenazy (3,53 × 10-3 mU/g), co sugeruje wyższą pojemność metaboliczną mikroorganizmów. Testy fitotoksyczności wykazały, że wzrost roślin wspomagały chmiel (162,96%) oraz biochar świerkowo-drewniany (206,66%), podczas gdy wyższe wskaźniki stosowania biocharu z niedopałków papierosów hamowały wzrost siewek (hamowanie 62,36%). Test ekotoksyczności z użyciem Enchytraeus albidus wykazał, że wszystkie biochary miały szkodliwy wpływ z wyjątkiem biocharu z niedopałków papierosów (33% stymulacji). Wyniki tego badania podkreślają, że wpływ biocharu na zdrowie gleby zależy od źródła, co ma istotne znaczenie dla zarządzania glebą. Badanie wskazuje na potrzebę dostosowania stosowania biowęgla w zależności od stężenia i rodzaju, aby zmaksymalizować jego korzyści przy jednoczesnym minimalizowaniu potencjalnych zagrożeń dla systemów glebowych.

Charakterystyka chemiczna Biochary wykazały istotne różnice w składzie pierwiastkowym (Tabela 2). Wapń (Ca) i potas (K) były najwyższe w biocharach z niedopałków papierosów i zużytych chmielów. Biochar świerkowego drewna miał najwięcej aluminium (Al) i żelaza (Fe). Miedź (Cu) i magnez (Mg) były silnie wzbogacone w biochar z wykorzystanego chmielu. Ołów (Pb), kadm (Cd) i inne metale śladowe występowały w niewielkich ilościach we wszystkich próbkach.
Tabela 2: Skład chemiczny biowęgla. Główne składniki pierwiastkowe różnych biocharów użytych w badaniu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%202.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Zmiany pH w okresie inkubacji We wszystkich zabiegach pH mieszanin glebowo-biocharowych miało tendencję do niewielkiego wzrostu z czasem (Rysunek 2). Najwyższą wartość pH odnotowano dla mieszaniny z biocharem z niedopałków papierosów na poziomie 10% objętej węglem i osiągnięciem 9,48 w 15. dniu; To leczenie wykazało największy wzrost w czasie. Biochar z fusów kawowych również powodował stopniowy wzrost, z maksymalnym pH 8,94 przy 10% w/w 15 dnia. Biochar chmielowy podniósł pH o 16,57%, z maksymalną wartością 9,20 przy 10% powierzchni mét/t. Dla porównania, mieszanka biocharu świerka i drewna osiągnęła pH 8,56 przy 10% masy masowej i średniej. Grupa kontrolna wykazała najniższe pH, w zakresie od 6,57 do 7,66 z minimalnymi zmianami w czasie.
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig2.jpg"> 
Rysunek 2: Zmiany pH w czasie w mieszaninach glebowo-biocharowych. pH gleby zmierzone w dniach 0, 10 i 15 dla każdej poprawki biocharu wynosiło 1%, 5% i 10% objętości węgla i tłuszczu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig2largev2.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego wykresu.</a>
Zatrzymanie wody i utrata wagi Zdolność zatrzymywania wody we wszystkich typach biocharu była niższa niż w glebie kontrolnej bez biocharu (Rysunek 3). Grupa kontrolna straciła 3,67% masy masy w ciągu 15 dni, co wskazuje na najwyższe zatrzymanie wody. Wśród biocharów oczyszczanie niedopałków papierosów miało najmniejszą utratę wody, zmniejszając się o 5,89% w trakcie inkubacji, a tym samym największe zatrzymanie wśród biocharów. Podobny, lecz bardziej umiarkowany wzorzec zaobserwowano w biocharze chmielowym (9,22% całkowita utrata masy, przy większych stratach przy wyższych stężeniach). Biochar z fusów kawowych wykazał największą utratę masy ciała (do 16,56%), co wskazuje na najniższe zatrzymanie wody. Mieszanka świerku i drewna straciła średnio 10,22%.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig3.jpg"> 
Rysunek 3: Utrata masy mieszanin glebowo-biocharowych podczas inkubacji. Zmiana wagi jako wskaźnik zatrzymania wody przez 15 dni dla wszystkich biocharów i stężeń. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig3largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
 Test toksyczności i rozrodu E. albidus Rozmnażanie E. albidus przy stężeniu 5% biocharu w/w wykazało wyraźną zależność od surowca. W kontroli gleby OECD populacja wzrosła z 15 do 24 (wzrost o 60%, Rysunek 4). Biochar świerkowo-drewniany dał jedynie 7 ocalałych osobników (53% hamowanie, Rysunek 5). Chmiel i fusy z kawy dały po 12 ocalałych egzemplarzy (20% hamowanie, Rysunek 5). Biochar z niedopałków papierosów stymulował rozmnażanie o 33%, z łącznie 20 robakami, w tym potomstwami.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig4.jpg"> 
Rysunek 4: Zmiana populacji netto E. albidus w glebie poddawanej biocharowi. Początkowa i ostateczna liczba robaków po 5 dniach. Zbadano stężenie mieszane 5% w każdym biocharu. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig4largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig5.jpg"> 
Rysunek 5: Toksyczne lub stymulujące działanie na E. albidus. Efekt netto na robaki w porównaniu do kontroli kontrolnej. Wartości dodatnie wykazują hamowanie; wartości ujemne wskazują na stymulację. Dane reprezentują średnią ± odchylenie standardowe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig5largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Fitotoksyczność Wydłużenie korzenia u S. alba zmierzono po 10-dniowej inkubacji przy 1%, 5% i 10% masy masowej (Rysunek 6). W glebie niezmienionej średnia długość korzenia wynosiła 237 mm. Biochar z fusów kawowych w stosunku 1% w/w dawał 79,16% stymulacji; wyższe stężenia powodowały hamowanie, do 47,08% przy 5% śnieczki i tłuszczu. Biochar świerkowo-drewniany stymulował wzrost we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt 206,66% przy 10% w/w. Biochar z niedopałków papierosów dawał 41,01% stymulacji przy 1% w/w, ale hamował wzrost przy 5% i 10% w/w, osiągając hamowanie 62,36% przy 10% w/w. Biochar chmielowy stymulował wzrost we wszystkich wskaźnikach (38,97%, 31,75% i 162,96% odpowiednio 1%, 5% i 10% tygodniowo).
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig6.jpg"> 
Rysunek 6: Fitotoksyczność na Sinapis alba. Hamowanie lub stymulacja wzrostu korzeni w porównaniu do kontroli po 10 dniach wzrostu we wszystkich terapiach biowęglem. Wartości dodatnie wykazują hamowanie; wartości ujemne wskazują na stymulację. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig6largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Ilościowa ilościowa kolonia bakteryjna Liczenie kolonii bakteryjnej oceniano po 10 dniach (Rysunek 7). Średnia kontrola wynosiła 8,47 × 104 CFU/mL. Biochar kawowy przyniósł 7,33 × 104 CFU/mL przy poziomie 1% tygodniowo, a następnie wzrósł do 1,18 × 10 5i 1,50 × 105 CFU/mL odpowiednio 5% i 10% tygodniowo. Biochar świerkowo-drewniany dawał 1,97 × 105 CFU/mL przy 1% tew/mL, spadając do 9,73 × 104 i 4,93 × 104 CFU/mL przy 5% i 10% w/mL (5%) i 10% w/w. Biochar z niedopałków papierosów generował 5,40 × 10,4 CFU/mL przy 1% teście/w, a najwyższą stymulację przy 10% w/w (1,00 × 10,6 CFU/mL). Biochar chmielowy wykazywał niewielką stymulację we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt na poziomie 1,07 × 105 CFU/mL przy 5% w/w.
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig7.jpg"> 
Rysunek 7: Wzrost bakterii w glebie impregnowanej biowęglem. Bakteryjne CFU/mL po 10 dniach inkubacji dla wszystkich terapii i stężeni. Do porównania dołączono kontrolę. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig7largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Aktywność dehydrogenazy Biochar z fusów kawowych wywoływał najwyższą aktywność dehydrogenazy we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt na poziomie 1% w/w (3,53 × 10-3 mU/g) i pozostając porównywalny na poziomie 5% i 10% w/w (2,38 × 10-3 i 2,62 × 10-3 mU/g) (patrz Rysunek 8). Biochar chmielu zwiększył aktywność o 1% w/w (2,39 × 10-3 mU/g), ale spadł o 5% (6,34 × 10-4 mU/g) i stał się ujemny przy 10% w/w (−8,30 × 10-4 mU/g). Biochar z niedopałków papierosów był dodatni na poziomie 1% średnicy tygodniowej (1,29 × 10-3 mU/g) i spadł do −7,26 × 10-4 oraz −8,53 × 10-4 mU/g przy 5% i 10% mU/g. Biochar świerkowo-drewniany był ujemny we wszystkich stężeniach (−5,53 × 10-4 oraz −5,19 × 10-4 mU/g przy 1% i 5% w/w; −3,11 × 10-4 mU/g przy 10% w/w), pozostając niższy niż u grupy kontrolnej.
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/68994/68994fig8.jpg"> 
Rysunek 8: Aktywność dehydrogenazy w glebie wzbogaconej o biochar. Aktywność enzymów mikrobiologicznych we wszystkich typach i stężeniach biocharu. Wartości są względne do gleby kontrolnej bez dodatku biowęgla. Wartości dodatnie wskazują na wyższą aktywność enzymów w porównaniu do grupy kontrolnej, a wartości ujemne na niższą aktywność enzymów niż u grupy kontrolnej. Dane reprezentują średnią ± odchylenia standardowego (n = 3). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994fig8largev2.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć większą wersję tej figurki.</a>
Zobacz Tabelę 3 i Tabelę 4 , aby uzyskać podsumowanie wyników.
Tabela 3: Wpływ biowęgla na pH gleby i zatrzymanie wody. Pokazuje początkowe i końcowe wartości pH, ΔpH oraz % utraty wody podczas inkubacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table_3.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
Tabela 4: Podsumowanie biologicznych skutków i wyników DHA. Połączone dane dotyczące rozmnażania robaków, fitotoksyczności, liczby mikroorganizmów oraz aktywności enzymów dla wszystkich terapii. <img alt="Equation 6" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq6.jpg" style="margin: auto;"> oznacza stymulację i <img alt="Equation 7" src="/files/ftp_upload/68994/68994eq7.jpg" style="margin: auto;"> hamowanie. W przypadku wyników DHA wartości pozytywne wskazują na wyższą aktywność enzymów w porównaniu do grupy kontrolnej, a wartości ujemne na niższą aktywność enzymów niż u grupy kontrolnej. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/68994/68994_Table%204.xlsx" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.</a>
DOSTĘPNOŚĆ DANYCH: Dane będą przesyłane do publicznego repozytorium: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Tutaj oceniamy wpływ biocharów pochodzących z odpadów z fusów kawy, zużytego chmielu, drewna świerku i niedopałków papierosów na zdrowie gleby, oceniając aktywność mikroorganizmów, wzrost roślin oraz potencjalną ekotoksyczność bezkręgowców.

Ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby

Biochar is the product obtained by heating biomass through pyrolysis at high temperatures and has emerged as a common soil amendment based on its ...

Badamy, jak różne biochary wpływają na glebę. Testujemy wpływ na mikroorganizmy, rośliny, bezkręgowce, aby zrozumieć korzyści i potencjalne ryzyka. Badania koncentrowały się teraz na biowęglu z różnych źródeł, długoterminowych eksperymentach terenowych wykraczających poza standardowe testy laboratoryjne.Istnieje wiele technologii, takich jak sekwencjonowanie DNA dla mikroorganizmów, obrazowanie struktury gleby, a także niektóre czujniki do monitorowania gazów, wilgoci i składników odżywczych obecnych w glebie. Biochar nigdy nie jest taki sam. Ich właściwości zmieniają się w zależności od rodzaju surowca, temperatury, więc często trudno jest standaryzować eksperymenty lub powiązać je z rzeczywistymi warunkami polowymi.Nasze badanie pokazuje, że efekty biocharu w dużej mierze zależą od rodzaju surowca oraz od organizmu poddawanego badaniu. Niektóre stymulują mikroorganizmy i rośliny, podczas gdy inne były toksyczne dla organizmów glebowych. Na początek należy pozyskać wierzchnią glebę zebraną z pola eksperymentalnego.Rękawiczkami ręcznie usuwaj widoczne zanieczyszczenia powierzchniowe, takie jak rośliny czy kamienie, i przesiewaj glebę do rozmiaru cząstek mniejszych niż pięć milimetrów, aby wyeliminować drobniejsze zanieczyszczenia. Teraz zważ 100 gramów przesietej gleby za pomocą wagi cyfrowej i przelej ją do oznaczonych pojemników testowych. Dodaj jeden gram, pięć gramów lub 10 gramów każdego typu biocharu na 100 gramów gleby, aby przygotować jedną poprawkę biocharu o 5 i 10% w glebie na zasadzie wagi do masy.Następnie dodaj wodę destylowaną do każdego pojemnika, aby osiągnąć 60% maksymalnej pojemności gleby do zatrzymywania wody, i wymieszaj zawartość każdego pojemnika szpatułką, aby zapewnić równomierne rozłożenie gleby, biowęgla i wody. Po wymieszaniu zważ każdy pojemnik i zapisz wagę. Przykryj pojemniki parafilmem, aby zminimalizować parowanie.Następnie umieść pojemniki w inkubatorze ustawionym na 27 stopni Celsjusza na 10 dni. Do pomiaru pH zważ 10 gramów mieszanki biocharu glebowego w stożkowej rurce o pojemności 50 mililitrów za pomocą wagi i dodaj 25 mililitrów wody destylowanej do rurki. Potrząśnij rurką mieszaczem wirowym ze średnią prędkością i przefiltruj zawartość papierem filtracyjnym Whatman numer jeden do czystej zlewki o pojemności 100 mililitrów.Teraz zmierz pH filtratu w temperaturze pokojowej między 20 a 25 stopniami Celsjusza za pomocą skalibrowanego miernika pH. Dodaj 20 gramów mieszanki biocharu z inkubowanej gleby do czystej dziewięciocentymetrowej miski Petriego. Używając czystej szpatułki, delikatnie wypłaszcz powierzchnię gleby, aby uzyskać równomierną warstwę.Przygotuj trzy repliki dla każdego stężenia biowęgla i ustaw dwie niezmienione naczynia kontrolne. W szalce Petriego umieść 10 nasion sinapis alba równomiernie rozmieszczonych na powierzchni ziemi i pozwól im naturalnie spoczywać na powierzchni, nie wciskając ich w ziemię. Przykryj miskę Petriego pokrywką i umieść ją w inkubatorze.Ustaw ją na około 25 stopni Celsjusza przez pięć dni, unikając bezpośredniego światła. Po okresie inkubacji zmierz długość korzenia każdego kiełkującego nasion od krawędzi nasion do końca korzenia, używając plastikowej linijki. Dla popękanych nasion bez wydłużenia należy zapisać długość korzenia jako 0,1 centymetra.Oblicz procent efektu hamowania za pomocą wzoru. Zważ 10 gramów ziemi do odpornej na ciepło szklanej lub porcelanowej miski za pomocą wagi analitycznej i umieść ją w suszarni podgrzanej do 105 stopni Celsjusza na dwie godziny. Po wyschnięciu przełóż miskę do suszarki i pozwól jej ostygnąć przez 10 minut, aby zapobiec wchłanianiu wilgoci z powietrza.Po ostygnięciu ponownie zważ miskę za pomocą wagi analitycznej. Oblicz procent suchej materii według wzoru. W teście DHA rozpuścić 12,12 grama tris w 800 mililitrach wody destylowanej w celu przygotowania roztworu buforowego o pojemności 100 milimolów, dostosuj pH do 7,6 przy użyciu jednego molowego kwasu solnego.Zwiększ całkowitą objętość do jednego litra wodą destylowaną i przechowuj roztwór w temperaturze czterech stopni Celsjusza, aby użyć go w ciągu tygodnia. Następnie rozpuść jeden gram TTC w 10 mililitrach przygotowanego buforu tris, aby uzyskać 300-milimolarowy roztwór podłoża TTC. Przechowuj ją w ciemności w temperaturze czterech stopni Celsjusza i zużywaj w ciągu tygodnia.Dodaj 100 miligramów TPF do 10 mililitrów etanolu 96% i mieszaj aż do pełnego rozpuszczenia, aby uzyskać 33-milimolowy roztwór TPF w formie 33 milimolarów. Rozcieńcz 0,5 mililitra zapasu 50 mililitrami etanolu, aby przygotować roztwór roboczy 330 nanomolów na mililitr, następnie przygotuj standardy robocze 0,1, 0,2, 0,5 oraz jeden mililitr z roztworu TPF i rozcieńcz każdy do stałej objętości trzech mililitrów z etanolem. Zmierz absorpcję tych standardów na 485 nanometrach, aby wygenerować krzywą kalibracyjną.Teraz zważ pięć gramów mieszanki biowęgla glebowego w stożkowej rurce o pojemności 50 mililitrów, dodaj cztery mililitry buforu tris i jeden mililitr roztworu TTC. Do każdej próbki testowej. Do próbki kontrolnej dodaj tylko cztery mililitry buforu tris.Delikatnie mieszaj probówkę ręcznie odwracając i inkubuj w temperaturze 25 stopni Celsjusza w ciemności przez sześć godzin. Po inkubacji należy dodać 25 mililitrów etanolu do rury i umieścić ją na orbitalnym shakerze z prędkością 250 obrotów na minutę w ciemności, przy 25 stopniach Celsjusza przez godzinę. Po wstrząsaniu dodaj jeden mililitr TTC do rurki sterującej i wiruj wszystkie probówki z ciśnieniem 2000 G przez pięć minut w temperaturze 25 stopni Celsjusza.Przenieś powstałe supernatanty do czystych łokciów do analizy i zmierzyć absorpcję na 485 nanometrów za pomocą spektrofotometru. Na koniec użyj krzywej kalibracyjnej do określenia stężenia TPF w każdej próbce testowej i kontrolnej w nanomolach na mililitr oraz oblicz aktywność dehydrogenazy za pomocą wzoru. Zawartość wapnia i potasu była najwyższa w biocharach z niedopałków papierosów i zużytych chmielu, podczas gdy biochar drewna świerkowego wykazywał najwyższe poziomy aluminium i żelaza.Miedź i magnez były również silnie wzbogacone w biochar z wykorzystanego chmielu. pH gleby wzrastało z czasem dla wszystkich zabiegów, przy czym biochar z niedopałka papierosa osiągał 10% wagi masowej, osiągając najwyższe pH 9,48 w dniu 15, a biochar chmielu wykazał wzrost o 16,57%, maksymalnie 9,2 przy 10% masy masowej. Najwyższe zatrzymanie wody było u grupy kontrolnej, która straciła tylko 3,67% swojej masy masy w ciągu 15 dni.Wśród biocharów niedopałek papierosowy wykazał najmniejszą utratę masy ciała – 5,89%, podczas gdy biochar z fusów kawowych wykazał największą stratę – 16,56%. Populacja Enchytraeus albidus wzrosła o 60% w glebie kontrolnej, ale wykazała 53% hamowanie dzięki biocharowi świerkowego. Fusy z kawy i biochar chmielowy powodowały 20% hamowanie, podczas gdy biochar z niedźwiedzi papierosów zwiększył rozmnażanie robaków o 33%. Wydłużenie korzeni w Sinapis alba było stymulowane przez biochar z fusów kawowych o 1% masy masowej o 79,16%, podczas gdy ten sam biochar hamował wzrost o 47,08% przy 5% biochar świerkowego sprzyjał wzrostowi korzeni we wszystkich stężeniach, osiągając szczyt 206,66% przy 10%. Liczba kolonii bakteryjnych była najwyższa dla biocharu z niedopałków papierosów – 10%, a następnie biochar świerkowy z 1% wagą według masy.Fusy z kawy i biochar chmielowy wykazywały umiarkowaną stymulację przy wyższych stężeniach. Aktywność dehydrogenazy w biowęglu z fusów kawowych była najwyższa przy 1% masy masowej, z około 3,53 razy 10 do mocy minus 3 milionów jednostek na gram. Podczas gdy biochar ze świerku wykazywał wartości ujemne we wszystkich stężeniach.Chmiel i biochary z niedopałków papierosów wykazywały spadek aktywności wraz ze wzrostem stężenia.

assessment-waste-derived-biochars-on-health-biological-activity

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Biowęgiel to bogaty w węgiel materiał używany jako dodatek do gleby, który ma zdolność do zrównoważonej sekwestracji węgla, poprawy jakości substratu i sorpcji zanieczyszczeń. Protokół ten opisuje 17 metod analitycznych stosowanych do charakterystyki biowęgla, która jest wymagana przed wdrożeniem tych zmian na dużą skalę w środowisku.

Charakterystyka fizyczna, chemiczna i biologiczna sześciu biowęgla produkowanego do remediacji skażonych terenów

Przedstawiono protokół hydrotermalnej karbonizacji odpadów spożywczych roślinnych w autoklawie, z późniejszą suchą obróbką termiczną w temperaturze 275 °C w reaktorze o ciągłym przepływie, desorbującym lotne substancje organiczne. Celem jest wyprodukowanie materiału węglowego nadającego się jako produkt poprawiający glebę lub składnik podłoża.

Przekształcanie organicznych resztek z gospodarstw domowych w substytut torfu

Grupa Zasobów Biomasy w Utah (UBRG) rozbudowała proste piece do wypalania biowęgla w innowacyjnym podejściu do redukcji niebezpiecznych paliw i produkcji biowęgla za pomocą metalowych skrzynek, zwanych piecami Big Box, które pozwalają na produkcję biowęgla w drewnie.  W tym artykule przedstawiono działanie pieca do wypalania biowęgla Big Box i najlepsze praktyki.

Obsługa pieca do biowęgla Big Box i najlepsze praktyki

Nowe metody usuwania stosów leśnych wytwarzają węgiel pirogeniczny do przywracania zdrowia gleby leśnej oraz do usuwania i sekwestracji węgla. W tym miejscu prezentujemy metodę produkcji biowęgla łączącą nową metodologię rozliczania usuwania dwutlenku węgla i aplikację cyfrową.

Produkcja, charakterystyka i oznaczanie ilościowe biowęgla w lasach przy użyciu przenośnych pieców płomieniowych

Ta metoda wyjaśnia, jak zbudować i obsługiwać ciągłą komorę do znakowania izotopów 13C i 15N do jednolitego lub zróżnicowanego etykietowania tkanek roślinnych. Omówiono reprezentatywne wyniki znakowania metabolicznego i strukturalnego Andropogon gerardii.

Konstrukcja i działanie komory do ciągłego znakowania izotopami 13C i 15N do jednorodnego lub różnicowego, metabolicznego i strukturalnego znakowania izotopów roślinnych

Ten artykuł opisuje projekt, budowę i funkcję obiektu o powierzchni 1 000m2 zawierającego 24 indywidualne działki polowe o powierzchni 33,6m2 wyposażone do pomiaru całkowitej objętości spływu z czasem i pobierania podpróbek spływu w wybranych odstępach czasu w celu ilościowego określenia składników chemicznych w wodzie spływającej z symulowanych trawników domowych.

Projekt i budowa Zakładu Badań Spływów Miejskich

Lizymetr Gradientu Dwutlenku Węgla tworzy liniowy gradient dwutlenku węgla L-1 o objętości od 250 do 500 μl w komorach o kontrolowanej temperaturze, w których znajdują się zbiorowiska roślinne na monolitach gliniastych, pylastych i piaszczystych. Obiekt służy do określenia, w jaki sposób przeszły i przyszły poziom dwutlenku węgla wpływa na obieg węgla na użytkach zielonych.

Instalacja do pomiaru gradientu stężenia CO2 do badania wzbogacenia w CO2 i wpływu gleby na funkcjonowanie ekosystemu użytków zielonych

Przedstawiono protokół dotyczący charakterystyki i zastosowania pięciu różnych pasywnych urządzeń do próbkowania.

Charakterystyka i zastosowanie próbników pasywnych do monitorowania pestycydów w wodzie

Labilny węgiel organiczny (LOC) i potencjalny wskaźnik obrotu węgla są czułymi wskaźnikami zmian w procesach obiegu składników odżywczych w glebie. Podano szczegółowe informacje na temat metody opartej na fumigacji i inkubacji gleby w serii cykli oraz wykorzystaniu CO2 nagromadzonego w okresach inkubacji w celu oszacowania tych parametrów.

Ocena labilnego węgla organicznego w glebie za pomocą sekwencyjnych procedur inkubacji fumigacji

Powszechną praktyką jest ocenianie szkód spowodowanych przez Dryocosmus kuriphilus na podstawie obfitości samych galasów, a nie na podstawie powiązanego uszkodzenia gałęzi. Proponujemy złożony indeks uszkodzeń, który uwzględnia najważniejsze cechy gałęzi, umożliwiając tym samym bardziej realistyczną ocenę szkód.

Ocena uszkodzeń wywołanych przez Dryocosmus Kuriphilus na Castanea Sativa

Poznaj metody oceny biocharu z odpadów pod kątem wpływu na zdrowie gleby, aktywność mikroorganizmów i rozwój roślin. Badania pokazują zależność efektów od surowca.

Ocena biocharu pochodzącego z odpadów pod kątem zdrowia i aktywności biologicznej gleby

Przeglądaj więcej filmów