ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało wspierane przez Medical College of Wisconsin Neuroscience Research Center, Fundację Ritę Allen oraz Fundację Chirurgii Plastycznej. Autorzy dziękują Jednostce Medycyny Porównawczej za opiekę i wsparcie w zakresie opieki nad zwierzętami.

Wszystkie procedury dotyczące zwierząt muszą zostać zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Instytucjonalnymi (IACUC) i mieć zgodę z Przewodnikiem Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH) ds. Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
UWAGA: Użyto samców i samic szczurów Sprague-Dawley (Charles River Laboratories), w wieku 8–10 tygodni i ważących 250–300 g.
<ol>
	<li>Włączyć podgrzewaną poduszeczkę i przygotować sterylne pole operacyjne. Umieścić sterylną poduszeczkę prostopadle do ciała szczura, aby zapewnić optymalne ułożenie.</li>
	<li>Ułóż wszystkie narzędzia chirurgiczne i materiały: sterylny roztwór słony (0,9% chlorku sodu), sterylny roztwór antyseptyczny powidenu jodowego, meloksikam, żarnik, 10-0 mikroszwy, 4-0 ściągalne szwę warstwiasto-splotową, linijkę i klej do skóry. 
	​UWAGA: Wszystkie instrumenty chirurgiczne powinny być sterylizowane metodą autoklawu lub sterylizacją gorącym ziarnem.</li>
	<li>Wprowadzić znieczulenie, umieszczając szczura w komorze indukcyjnej z 4% izofluanem, tlenem w ilości 10 L/min i powietrzem w 60%. Po 4 min lub gdy szczur staje się niereaktywny, przełączyć się na maskę i dostosować izofluanum do 1,5–2,0%, w zależności od wielkości szczura.</li>
	<li>Ogolić miejsce operacji od dolnej części grzbietu przez cały tylny kończyn. Wykonać potrójne przygotowanie z przemianowywaniem się roztworu antyseptycznego powidenu jodowego i alkoholowych wacików, kończąc na alkoholu.</li>
	<li>Podać 1 mg/kg meloksikamus podskórnie za pomocą strzykawy tuberkulinowej (zwykle 0,2 ml dla 200 g szczura). 
	UWAGA: Przez cały czas trwania zabiegu zwierzę jest monitorowane pod kątem reakcji na szczypięcie palców i ogona oraz częstości oddechów. W razie potrzeby dostosowuje się szybkość przepływu izofluanu lub zabieg jest wstrzymany, aby wmieszać się.</li>
</ol>
2. Amputacji poniżej kolana (Rysunek 1)
<ol>
	<li>Użyć linijki do zaznaczenia linii stawu kolanowego i wykonania dwóch dodatkowych znaków 2 cm i 3 cm poniżej kolana.</li>
	<li>Wykonać okrągłą incję skóry 3 cm poniżej kolana za pomocą skalpela.</li>
	<li>Użyć tępej i ostrej dysekcji, aby oddzielić skórę okrężnie od tkanki mięśniowej, aż się swobodnie cofnie.</li>
	<li>Powtórzyć ten proces podminowania z podlegającymi mięśniami, starannie dysekując aż do kości, zachowując płaszczyzny tkanek. Zaznaczyć kości piszczelową/strzałkową 1 cm powyżej okrężnego nacięcia za pomocą sterylnego żarnika lub znacznika.</li>
	<li>Użyć małych nożyczek kości do przecięcia kości piszczelowej i strzałkowej w zaznaczonym miejscu. Użyć żarnika, aby osiągnąć hemostazę. Sprawdzić krawędź kości pod kątem ostrych krawędzi i zaokrąglić lub przyciąć w razie potrzeby.</li>
	<li>Używając 4-0 ściągalnej szwę warstwiasto-splotową, zamknąć przednie i tylne przedziały mięśniowe razem nad kością, aby stworzyć poduszeczkę mięśniową. Zacząć od przedniej krawędzi nad kością piszczelową, która jest głównym punktem nacisku. Zazwyczaj stosuje się 4–6 przerywanych szwów.</li>
	<li>Zamknij skórę bocznie za pomocą przerywanych 4-0 ściągalnych szwów warstwiasto-splotowych, unikając umieszczania bezpośrednio na kończynie nośnej. Nałożyć klej skórny wzdłuż linii nacięcia.</li>
</ol>
3. Operacja interwencji TMR (Rysunek 1)
<ol>
	<li>Wykonać 1,5–2 cm podłużne nacięcie rozdzielające pośladki około 5 mm poniżej ud.</li>
	<li>Użyć tępej dysekcji, aby oddzielić mięśnie pośladkowe i ścięgna udawe, eksponując nerw kulszowy tuż powyżej jego rozgałęzienia na nerw piszczelowy, wspólny nerw małodziążkowy (CP) i nerw strzałkowy.</li>
	<li>Zidentyfikować proksymalne gałęzie motoryczne: jedna duża gałąź przebiega pod mięśniem pośladkowym udawy (CFM), dając początek gałęzi CFM, mięśniowi półbłoniastemu (SM) i dwugłowemu uda (BF).</li>
	<li>Podnieść CFM wacikiem z wacikiem i podzielić go. Neurolizuj gałęzie SM i BF starannie za pomocą tępej dysekcji pod mikroskopem chirurgicznym za pomocą drobnych kleszczyków Dumonta.
	<ol>
		<li>Użyć kleszczyków do chwycenia epineurium i, za pomocą drobnych zakrzywionych sprężynowych nożyczek, otworzyć epineurium i podzielić je wzdłużnie oraz oddzielić różne gałęzie od siebie.</li>
		<li>Zachować gałąź CFM i podzielić pozostałe w pobliżu pnia kulszowego. Zakrzywić gałęzie motoryczne ku dołowi, aby ułatwić koaptację.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Neurolizuj rozgałęzienie kulszowe, otwierając epineurium i dzieląc je za pomocą drobnych zakrzywionych sprężynowych nożyczek. Delikatnie rozd

<ol><li>Balakhanlou, E., Webster, J., Borgia, M., Resnik, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Frequency+and+severity+of+phantom+limb+pain+in+veterans+with+major+upper+limb+amputation%3A+results+of+a+national+survey%5BTitle%5D)+AND+%22PM+R%22%5BJournal%5D)">Frequency and severity of phantom limb pain in veterans with major upper limb amputation: results of a national survey.</a> PM R. 13 (8), 827-835 (2021).</li>
<li>Resnik, L., Ekerholm, S., Borgia, M., Clark, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+national+study+of+veterans+with+major+upper+limb+amputation%3A+survey+methods%2C+participants%2C+and+summary+findings%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A national study of veterans with major upper limb amputation: survey methods, participants, and summary findings.</a> PLoS One. 14 (3), e0213578(2019).</li>
<li>Ephraim, P. L., Wegener, S. T., MacKenzie, E. J., Dillingham, T. R., Pezzin, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phantom+pain%2C+residual+limb+pain%2C+and+back+pain+in+amputees%3A+results+of+a+national+survey%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Phys+Med+Rehabil%22%5BJournal%5D)">Phantom pain, residual limb pain, and back pain in amputees: results of a national survey.</a> Arch Phys Med Rehabil. 86 (10), 1910-1919 (2005).</li>
<li>R, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prosthesis+satisfaction+in+a+national+sample+of+veterans+with+upper+limb+amputation%5BTitle%5D)+AND+%22Prosthet+Orthot+Int%22%5BJournal%5D)">Prosthesis satisfaction in a national sample of veterans with upper limb amputation.</a> Prosthet Orthot Int. 44 (2), 81-91 (2020).</li>
<li>Kuiken, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+muscle+reinnervation+for+real-time+myoelectric+control+of+multifunction+artificial+arms%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Targeted muscle reinnervation for real-time myoelectric control of multifunction artificial arms.</a> JAMA. 301 (6), 619-628 (2009).</li>
<li>Valerio, I. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preemptive+treatment+of+phantom+and+residual+limb+pain+with+targeted+muscle+reinnervation+at+the+time+of+major+limb+amputation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Surg%22%5BJournal%5D)">Preemptive treatment of phantom and residual limb pain with targeted muscle reinnervation at the time of major limb amputation.</a> J Am Coll Surg. 228 (3), 217-226 (2019).</li>
<li>Chang, B., Mondshine, J., Attinger, C., Kleiber, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+muscle+reinnervation+improves+pain+and+ambulation+outcomes+in+highly+comorbid+amputees%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Targeted muscle reinnervation improves pain and ambulation outcomes in highly comorbid amputees.</a> Plast Reconstr Surg. 148 (2), 376-386 (2021).</li>
<li>Dumanian, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+muscle+reinnervation+treats+neuroma+and+phantom+pain+in+major+limb+amputees%3A+a+randomized+clinical+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Targeted muscle reinnervation treats neuroma and phantom pain in major limb amputees: a randomized clinical trial.</a> Ann Surg. 270 (2), 238-246 (2019).</li>
<li>Woo, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+peripheral+nerve+interfaces+for+the+treatment+of+postamputation+neuroma+pain%3A+a+pilot+study%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg+Glob+Open%22%5BJournal%5D)">Regenerative peripheral nerve interfaces for the treatment of postamputation neuroma pain: a pilot study.</a> Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (12), e1038(2016).</li>
<li>Dehdashtian, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sexually+dimorphic+pattern+of+pain+mitigation+following+prophylactic+regenerative+peripheral+nerve+interface+%28RPNI%29+in+a+rat+neuroma+model%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Sexually dimorphic pattern of pain mitigation following prophylactic regenerative peripheral nerve interface (RPNI) in a rat neuroma model.</a> Neurosurgery. 93 (5), 1192-1201 (2023).</li>
<li>Senger, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+direct+comparison+of+targeted+muscle+reinnervation+and+regenerative+peripheral+nerve+interfaces+to+prevent+neuroma+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A direct comparison of targeted muscle reinnervation and regenerative peripheral nerve interfaces to prevent neuroma pain.</a> Neurosurgery. 93 (5), 1180-1191 (2023).</li>
<li>Kuniak, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prophylactic+regenerative+peripheral+nerve+interfaces+to+prevent+postamputation+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Prophylactic regenerative peripheral nerve interfaces to prevent postamputation pain.</a> Plast Reconstr Surg. 144 (3), 421e-430e (2019).</li>
<li>Decosterd, I., Woolf, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spared+nerve+injury%3A+an+animal+model+of+persistent+peripheral+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.</a> Pain. 87 (2), 149-158 (2000).</li>
<li>Hu, P., McLachlan, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+reactions+of+cutaneous+and+muscle+afferent+neurons+to+peripheral+nerve+transection+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Selective reactions of cutaneous and muscle afferent neurons to peripheral nerve transection in rats.</a> J Neurosci. 23 (33), 10559-10567 (2003).</li>
<li>Welin, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+and+regeneration+of+cutaneous+and+muscular+afferent+neurons+after+peripheral+nerve+injury+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Survival and regeneration of cutaneous and muscular afferent neurons after peripheral nerve injury in adult rats.</a> Exp Brain Res. 186 (2), 315-323 (2008).</li>
<li>Jivan, S., Novikova, L. N., Wiberg, M., Novikov, L. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+delayed+nerve+repair+on+neuronal+survival+and+axonal+regeneration+after+seventh+cervical+spinal+nerve+axotomy+in+adult+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Brain+Res%22%5BJournal%5D)">The effects of delayed nerve repair on neuronal survival and axonal regeneration after seventh cervical spinal nerve axotomy in adult rats.</a> Exp Brain Res. 170 (2), 245-254 (2006).</li>
<li>Garg, R., Uygur, S., Cwykiel, J., Siemionow, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+targeted+muscle+reinnervation+model+in+hind+limb+amputated+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Reconstr+Microsurg%22%5BJournal%5D)">Development of targeted muscle reinnervation model in hind limb amputated rats.</a> J Reconstr Microsurg. 34 (7), 509-513 (2018).</li>
<li>Lago, N., Navarro, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+the+long-term+regenerative+potential+in+an+experimental+nerve+amputee+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Peripher+Nerv+Syst%22%5BJournal%5D)">Evaluation of the long-term regenerative potential in an experimental nerve amputee model.</a> J Peripher Nerv Syst. 12 (2), 108-120 (2007).</li>
<li>Hogan, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+pain+models%5BTitle%5D)+AND+%22Reg+Anesth+Pain+Med%22%5BJournal%5D)">Animal pain models.</a> Reg Anesth Pain Med. 27 (4), 385-401 (2002).</li>
<li>Sadler, K. E., Mogil, J. S., Stucky, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovations+and+advances+in+modelling+and+measuring+pain+in+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Innovations and advances in modelling and measuring pain in animals.</a> Nat Rev Neurosci. 23 (2), 70-85 (2022).</li>
<li>Svientek, S. R., Ursu, D. C., Cederna, P. S., Kemp, S. W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fabrication+of+the+composite+regenerative+peripheral+nerve+interface+%28C-RPNI%29+in+the+adult+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Fabrication of the composite regenerative peripheral nerve interface (C-RPNI) in the adult rat.</a> J Vis Exp. (156), e60841(2020).</li>
<li>Zepeda, J. L., Mraz, G., Roth, E., Weihrauch, D., Hoben, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+hindlimb+amputation+model+shows+analgesia+and+sexually+dimorphic+cold+hypersensitivity+with+immediate+targeted+muscle+reinnervation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pain%22%5BJournal%5D)">Rat hindlimb amputation model shows analgesia and sexually dimorphic cold hypersensitivity with immediate targeted muscle reinnervation.</a> J Pain. 33, 105460(2025).</li>
<li>Roth, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+muscle+reinnervation+prevents+and+reverses+rat+pain+behaviors+after+nerve+transection%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Targeted muscle reinnervation prevents and reverses rat pain behaviors after nerve transection.</a> Pain. 164 (2), 316-324 (2023).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktów interesów.

Ten protokół szczegółowo opisuje kluczowe kroki chirurgiczne, które zapewniają odtwarzalność modelu amputacji kończyny dolnej i wykazuje zachowanie zdolności do poruszania się i zaangażowania behawioralnego w badaniach po amputacji. Kluczowe zasady chirurgiczne, w tym staranna identyfikacja anatomiczna, minimalne manipulowanie nerwami i bez napięcia prowadzenie przeciętych nerwów, są podkreślane, aby zapewnić spójność i odtwarzalność wśród chirurgów. Te techniczne zagadnienia są kluczowe dla niezawodnego wywołania patolo...

Ból przewlekły jest jednym z najbardziej uniemożliwiających życie komplikacji po amputacjach kończyn, dotyczących do 70% pacjentów1,2,3. Konwencjonalne strategie zarządzania bólem, takie jak interwencje farmakologiczne, fizjoterapia, blokady nerwowe i terapie psychologiczne, często zapewniają ograniczoną lub przejściową ulgę4. Dlatego nadal istnieje znaczne kliniczne zapotrzebowanie na skuteczne strategie długoterminowego zarządzania bólem.
Celowa reinnerwacja mięśni (TMR), początkowo opracowana w celu poprawy kontroli protez miyoelektrycznych, stała się obiecującym podejściem do łagodzenia bólu po amputacjach kończyn5. Technika chirurgiczna polega na przekierowywaniu przeciętych mieszanych nerwów ruchowo-czuciowych do pobliskich gałęzi ruchowych. Klinicznie TMR wykazało znaczne zmniejszenie bólu ciała pozornego, bólu resztkowego członu i objawów związanych z neuromą6,7,8. Regeneracyjne obwodowe interfejsy nerwowe (RPNI) to kolejne chirurgiczne zabiegi stosowane w bólu związanym z uszkodzeniem nerwu i amputacjami9. Wycięte końce nerwów są wszyte i następnie owinięte wolnym (denerwowanym, bezkrwiennym) przeszczepem mięśniowym9. Wycięte aksony innerwują denerwowane złącza nerwowo-mięśniowe, aby stworzyć skurcz mięśni w przeszczepie, który może być wykorzystany do stworzenia sygnału do kontroli mioproztez. W przeciwieństwie do TMR, RPNI było szeroko badane w modelu na gryzoniach. Podobnie jak TMR, RPNI wykazano, że zapobiega tworzeniu się neurom i zmniejsza ból związany z uszkodzeniem przecięcia nerwów10,11. Klinicznie wykazano, że RPNI zmniejsza zarówno ból ciała pozornego, jak i ból resztkowy kończyny u amputowanych12.
Mimo stosowania klinicznego, biologiczne mechanizmy leżące u podstaw działania przeciwbólowego TMR i RPNI pozostają słabo poznane. Modele przedkliniczne są niezwykle ważne dla wyjaśnienia tych mechanizmów. Poprzednie prace wykorzystywały modele przecięcia nerwów z modyfikacją w celu bezpośredniego testowania bólu neuromowego10,11. Modele te mogą sprecyzować ból neuromatowy poprzez bezpośrednie stymulację i ból neuropatyczny poprzez ocenę zachowań odruchów rdzeniowych w całym zasięgu zachowanego nerwu pozostającego w stopie. Na przykład uszkodzenie szczęki utrzymuje nerw stępkowy, a nerwy piszczelowy i stępkowy wspólny są przecięte. Testowanie zachowań bólowych przeprowadza się na bocznej części stopy13. Model amputacja tylnej kończyny reprezentuje najcięższą możliwą kontuzję kończyny. Jako taki, występuje rozległa utrata neuronów i znaczne zapotrzebowanie na stany zapalne i gojenie związane z obrażeniem tego rodzaju. Gdy występuje uszkodzenie nerwu, zdrowe neurony w DRG pomagają utrzymać uszkodzone neurony. W przypadku amputacji, populacja dostępnych zdrowych neuronów jest znacznie zmniejszona, a dla każdego uszkodzonego nerwu występuje większa utrata neuronów niż gdyby tylko jeden nerw był uszkodzony14,15,16. Wcześniejsze raporty na temat operacji przetrwania po amputacjach tylnych kończyn u gryzoni są rzadkie17,18. Jednakże, istnieją zalety w porównaniu z amputacjami górnych kończyn, takie jak obfitość danych historycznych badających ból i regenerację związaną z nerwem kulszowy, a także wiele testów behawioralnych ambulatoryjnych19,20.
Aby wypełnić tę lukę, niedawno opracowałeśmy model amputacja tylnej kończyny u szczurów z natychmiastową TMR (Rysunek 1). Technika stworzenia RPNI została wcześniej opublikowana i może być dostosowana do modelu amputacja tylnej kończyny21. Ten model w bliski sposób odbija procedury kliniczne, pozwalając nam na ocenę różnych zachowań bólowych, tworzenia się neurom i zachowania neuronów (Rysunek 2)22. Nasze badania wykazały znaczące korzyści przeciwbólowe TMR w porównaniu ze standardową amputacją, zapobieganie tworzeniu się neurom i wykazano seksualnie dymorficzne odpowiedzi w wrażliwości na zimno22,23.
Prezentowany tu protokół zapewnia szczegółowe, standaryzowane wizualne przedstawienie techniki chirurgicznej, zapewniające reproduktywalność i spójność w podejściach eksperymentalnych. Wyraźne przedstawienie kluczowych kroków, w tym izolację nerwu, precyzyjne przecięcie i bez naprężenia koaptację nerwu, protokół ten oferuje badaczom solidną ramę do badania mechanizmów leżących u podstaw działania przeciwbólowego TMR i zapobiegania tworzeniu się

<table><tbody><tr><td>10-0 nylon microsuture (Arosurgical)</td><td>AROSurgical</td><td>T04A10N07-13</td><td>Fine nerve coaptation suture. 10-0 micro suture. </td></tr><tr><td>4-0 polyglycolic acid suture</td><td>Ethicon</td><td>AQ1268</td><td>Closure suture for muscle and skin. Absorbable 4-0 suture. </td></tr><tr><td>5-0 silk surgical suture</td><td>Generic</td><td>Generic</td><td>Nerve ligation suture</td></tr><tr><td>Adult Sprague-Dawley rats</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Generic</td><td>Eksperymentalne zwierzę</td></tr><tr><td>Alcohol prep pads</td><td>Dukal Corporation</td><td>Generic</td><td>Skóra antyseptyk</td></tr><tr><td>Betadine 10%</td><td>Avrio Health LP</td><td>Generic</td><td>Antiseptyk</td></tr><tr><td>Bone scissors</td><td>FST</td><td>16030</td><td>Instrument do cięcia kości</td></tr><tr><td>Cautery device</td><td>FST</td><td>18010-00</td><td>Urządzenie do hemostaty</td></tr><tr><td>Cotton tip applicator (ProAdvantage)</td><td>ProAdvantage</td><td>Ref 76100</td><td>Narzędzie do manipulacji tkankami</td></tr><tr><td>Curved microdissector scissors</td><td>FST</td><td>15019-10</td><td>Drążki do nerwobólu</td></tr><tr><td>Forceps (fine Dumont)</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td>Narzędzie do manipulacji nerwami</td></tr><tr><td>Forceps (suture tying Dumont)</td><td>FST</td><td>11063-07</td><td>Narzędzie do manipulacji szwami</td></tr><tr><td>Gauze USP type VII (Cardinal Health)</td><td>Cardinal Health</td><td>Ref 2146</td><td>Utrzymuje sterylne pole</td></tr><tr><td>Heating pad warmer (TC1000 temperature controller)</td><td>Generic</td><td>TC1000</td><td>Urządzenie do kontroli temperatury</td></tr><tr><td>Induction chamber (Braintree Scientific)</td><td>Braintree Scientific Inc.</td><td>Generic</td><td>Do indukcji znieczulenia</td></tr><tr><td>Isoflurane (Isospire)</td><td>Phoenix</td><td>Generic</td><td>Środek znieczulający</td></tr><tr><td>Meloxicam (Ostilox)</td><td>VetONE</td><td>5 mg/mL</td><td>Środek przeciwbólowy</td></tr><tr><td>Ruler</td><td>Generic</td><td>Generic</td><td>Narzędzie do pomiaru punktów anatomicznych</td></tr><tr><td>Sterile saline</td><td>Baxter</td><td>0.9 Sodium Lot Y425131</td><td>Roztwór do irygacyjny</td></tr><tr><td>Surgical blade 15 </td><td>FST</td><td>10015-00</td><td>Narzędzie do nacięcia skóry</td></tr><tr><td>Tuberculin syringe</td><td>Generic</td><td>Generic</td><td>Podawanie leku</td></tr><tr><td>Vaporizer (Surgivet model 100)</td><td>Surgivet</td><td>Model 100 S/N W2211123</td><td>Do utrzymania znieczulenia</td></tr><tr><td>Vetbond tissue adhesive</td><td>World Precision Instruments</td><td>Generic</td><td>Klej do skóry</td></tr></tbody></table>

model ćwiczeniowy amputacji kończyny dolnej szczura poniżej kolana i natychmiastowa ingerencja mięśniowa

Rat Hindlimb Below-Knee Amputation Model and Immediate Targeted Muscle Reinnervation

Ból związany z amputacją obniża jakość życia pacjentów, przyczynia się do używania opioidów i może zmniejszyć rehabilitację funkcjonalną i używanie protez. Modele przedkliniczne, które niezawodnie wywołują ból pooperacyjny po amputacji, zachowując jednocześnie ruchliwość, są niezbędne do badania mechanizmów biologicznych leżących u podstaw tych wyników. Przedstawiamy szczegółowy, możliwy do powtórzenia protokół chirurgiczny u gryzoni z wykorzystaniem szczurów Sprague-Dawley do modelowania amputacji kończyny dolnej poniżej kolana. Procedura polega na izolowaniu i przecięciu gałęzi nerwu udowego, w tym nerwu piszczelowego, wspólnego nerwu małego okrążającego i nerwu podkolanowego, co powoduje trwałe patologie nerwowe po amputacji i zachowania związane z bólem. Szczury dobrze regenerują się po tej procedurze i mogą natychmiast poruszać się po operacji bez żadnych trudności z jedzeniem lub piciem. Zwierzęta mogą następnie być oceniane za pomocą odruchowych i spontanicznych miar bólu. Zachowania związane z bólem, wynikające z tej procedury, są trwałe w czasie, a standardowe odruchowe zachowania związane z bólem można uzyskać z kończyny. Co ważne, zachowana ruchliwość umożliwia przeprowadzanie testów behawioralnych w czasie bez wpływu upośledzenia motorycznego. Chociaż ten protokół koncentruje się na amputacji, można go łatwo dostosować, aby włączyć ukierunkowaną reinnerwację mięśni (TMR) jako interwencję pooperacyjną poprzez połączenie przeciętych nerwów z pobliskimi gałęziami nerwowymi mięśnia dwugłowego uda i mięśnia półbłoniastego, co umożliwia badanie interwencji reinnerwacyjnych i ich wpływu na ból pooperacyjny. Wcześniej z powodzeniem wykorzystaliśmy ten model do oceny różnic płci w zachowaniach związanych z bólem po amputacji oraz do badania wpływu TMR. Ten protokół zapewnia solidną i elastyczną platformę do badania bólu związanego z amputacją, tworzenia neurom i wyników funkcjonalnych, z zastosowaniem do badań translacyjnych mających na celu poprawę bólu pooperacyjnego.

Ten model amputacji kończyny tylnej niezawodnie wywoływał zachowania związane z bólem neuropatycznym, zachowując jednocześnie zdolność szczurów do poruszania się i eksploracji. Jak pokazano na Rysunku 2, przecięcie nerwu obwodowego podczas amputacji bez dystalnego celu prowadzi do niezorganizowanego wzrostu aksonów i powstania neuromy w miejscu podwiązania, co zobrazowano za pomocą immunobarwienia na β-tubulinę i peptyd związany z genem kalcytoniny (CGRP). Z kolei nerwy po amputacji poddane ...

Ten protokół pokazuje, jak wykonać amputację poniżej kolana u szczurów i natychmiast przeprowadzić ukierunkowaną reinnerwację mięśni (iTMR), aby zbadać strategie leczenia i zapobiegania bólowi związanemu z amputacją oraz lepiej zrozumieć mechanizmy bólu związane z amputacją.

Model ćwiczeniowy amputacji kończyny dolnej szczura poniżej kolana i natychmiastowa ingerencja mięśniowa

Amputation-related pain reduces patient quality of life, contributes to opioid use, and can reduce functional rehabilitation and prosthesis use. ...

Badanie analizuje ból związany z uszkodzeniem nerwów i amputacją oraz wpływ przekierowania nerwów na ten ból. Amputacja ogranicza możliwość stosowania standardowych ocen bólu. Niniejszy protokół wykorzystuje zmodyfikowane i alternatywne testy do pomiaru zachowań bólowych po amputacji.Na początek należy przygotować szczura rasy Sprague Dawley w wieku od 8 do 10 tygodni o masie od 250 do 300 g. Włącz podkładkę grzewczą i przygotuj sterylne pole operacyjne. Ułóż wszystkie sterylne narzędzia i materiały niezbędne do przeprowadzenia zabiegu.Po znieczuleniu szczura izofluranem w dawce indukcyjnej 4% i dawce podtrzymującej od 1 do 2%, ogolić obszar zaczynając od dolnej części pleców i kontynuując wzdłuż całej długości kończyny tylnej. Oczyścić miejsce operacyjne antyseptycznym roztworem jodyny povidone, a następnie przetrzeć je gazikiem nasączonym alkoholem. Powtórzyć tę procedurę jeszcze dwa razy.Za pomocą strzykawki tuberkulinowej podaj podskórnie meloksykam w dawce 1 mg/kg. Użyj linijki, aby zaznaczyć linię stawu kolanowego. Następnie zrób dwa dodatkowe oznaczenia, 2 cm i 3 cm dystalnie względem kolana.Za pomocą skalpela wykonaj okalające nacięcie skóry trzy centymetry dystalnie w stosunku do kolana. Przeprowadź tępe i ostre rozwarstwienie, aby okalająco oddzielić skórę od leżących poniżej mięśni, aż do momentu swobodnego odsunięcia skóry. Powtórz proces podcinania w głębszych warstwach mięśniowych, aby przeprowadzić preparację aż do kości, zachowując przy tym płaszczyzny tkankowe.Użyj markera, aby zaznaczyć piszczel i strzałkę jeden centymetr proksymalnie od ncięcia okalającego. Użyj małych nożyczek do kości, aby przeciąć piszczel i strzałkę w zaznaczonym miejscu. Użyj kauteryzacji, aby opanować krwawienie i uzyskać hemostazę.Obejrzyj koniec kości i w razie potrzeby stępi lub przytnij ostre krawędzie. Użyj wchłanialnej plecionej nici chirurgicznej 4-O do zbliżenia przednich krawędzi przedziałów mięśniowych nad kością piszczelową i zabezpiecz je za pomocą czterech do sześciu równomiernie rozmieszczonych szwów przerywanych. Wyrównaj i zamknij przedni i tylny przedział mięśniowy razem nad kością, aby utworzyć poduszkę mięśniową.Zamknąć skórę bocznie za pomocą przerywanych szwów z chłonnego splotu 4-O, unikając ich umieszczenia w miejscu obciążenia kikuta. Nanieść klej tkankowy wzdłuż linii nacięcia. Wykonać podłużne nacięcie wzdłuż bruzdy pośladkowej o długości od 1,5 do dwóch centymetrów, około pięciu milimetrów za kością udową.Wykonaj rozczepianie tępym narzędziem, aby oddzielić mięśnie pośladkowe i kulszowo-goleniowe, a następnie odsłoń nerw kulszowy proksymalnie względem jego trifurkacji. Zidentyfikuj proksymalne gałęzie ruchowe, w tym dużą gałąź przebiegającą pod tętnicą udowąstogową (CFM) oraz jej odgałęzienia. Unieś CFM pęsetą i przetnij go.Za pomocą precyzyjnych pęsety mikrochirurgicznej Dumont należy wyizolować gałęzie przeznaczone dla mięśnia półbłoniastego i mięśnia dwugłowego uda poprzez rozczepianie tępym sposobem. Chwyć epineurium i rozetnij je wzdłuż, używając zakrzywionych nożyczek sprężynowych. Następnie oddziel poszczególne gałęzie nerwowe.Zachowaj gałąź mięśnia odcniowego uda i przetnij pozostałe gałęzie w pobliżu pnia nerwu kulszowego. Zegnij gałęzie ruchowe w dół, aby ułatwić koaptację. Użyj zakrzywionych nożyczek sprężynowych do otwarcia epineurium i jego przecięcia w celu neutralizacji trifurkacji nerwu kulszowego.Za pomocą precyzyjnych pęset delikatnie rozdziel gałęzie nerwowe. Użyj pęsety, aby uchwycić każdą z trzech gałęzi – wspólną strzałkową, piszczelową i łydkową – w odległości od 5 do 10 mm dystalnie od trifurkacji. Podczas przykładania napięcia przetnij każdy nerw dystalnie i wycięj segment o długości od 5 do 10 mm.Użyj szwów nylonowych 10-0 do wykonania koaptacji, łącząc w pierwszej kolejności wspólny nerw krocza z mięśniem półblonastym. Na każdy szew załóż co najmniej trzy węzły. Zapewnij rozmieszczenie bez napięć, unikając nadmiernego zaciskania i marszczenia nerwu, a koaptacje ułóż bez ostrych kątów.Następnie połącz nerw piszczelowy z dużym odgałęzieniem mięśnia dwugłowego uda, a nerw skórny łydki z małym odgałęzieniem mięśnia dwugłowego uda. W przypadku amputacji bez reinerwacji mięśnia docelowego, po odsłonięciu odgałęzień nerwu kulszowego, użyj szwu jedwabnego 5-O i pęsety, aby podwiązać wspólny nerw strzałkowy, nerw piszczelowy oraz nerw skórny łydki, upewniając się, że podwiązka zaciska nerw i jest zabezpieczona czterema węzłami prostymi. Delikatnie pociągnij każdy nerw proksymalnie, wykorzystując węzeł, a następnie przetnij go jeden do dwóch milimetrów dystalnie od miejsca podwiązania.Usuń 10 milimetrów dystalnego odcinka nerwu, a następnie przeprowadź amputację zgodnie z wcześniejszą demonstracją. Po zamknięciu nacięcia nałóż klej do skóry wzdłuż linii cięcia. Monitoruj szczura codziennie przez siedem dni pod kątem integralności rany, objawów infekcji, bólu lub stresu i interweniuj w razie potrzeby zgodnie z wytycznymi IACUC.Progi wycofania mechanicznego mierzone testem Von Frey zostały znacząco obniżone w stosunku do wartości wyjściowych i pozostawały obniżone we wszystkich punktach czasowych po amputacji. Testy z użyciem szpili wykazały tendencję do wzrostu reakcji nocyceptywnych w czasie w porównaniu z wartościami wyjściowymi. Nadwrażliwość na zimno w obrębie kikuta była wyraźna i utrzymywała się w stosunku do wartości wyjściowych we wszystkich punktach czasowych.Niniejszy protokół pozwala na ocenę różnych strategii zarządzania nerwami w kontekście amputacji. Największym wyzwaniem podczas realizacji tego protokołu jest atraumatyczne manipulowanie nerwami o szerokości mniejszej niż jeden milimetr. Przyszłe badania mogą rozwinąć te prace w celu ulepszenia modeli i opracowania bardziej wiarygodnych metod badania bólu fantomowego.

rat-hindlimb-below-knee-amputation-model-immediate-targeted-muscle

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszej pracy opisujemy procedurę ortotopowego przeszczepienia kończyny tylnej szczura, która wydaje się być złotym standardem modelu in vivo w badaniach nad allotransplantacją tkanek złożonych.

Ortotopowe przeszczepianie kończyny tylnej u szczurów

Źródło: Brakkee, E. M.,  i wsp. Chirurgia i testy behawioralne w modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego u szczurów. J. Vis. Exp. (2023). Ten film przedstawia procedurę generowania modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego szczura (TNT). Po odsłonięciu nerwu piszczelowego w tylnej nodze znieczulonego szczura, przeciąć nerw. Następnie utwórz tunel podskórny, przeciągnij przecięty nerw przez tunel i zszyj go na miejscu. W przypadku braku celu do reinerwacji, zdezorganizowane wyrostki...

Generowanie szczurzego modelu transpozycji nerwiaka piszczelowego

Model przecięcia nerwu piszczelowego jest dobrze tolerowanym, sprawdzonym i powtarzalnym modelem zaniku mięśni szkieletowych. Modelowy protokół chirurgiczny został opisany i zademonstrowany na myszach C57Black6.

Przecięcie nerwu piszczelowego - standaryzowany model atrofii mięśni szkieletowych wywołanej denerwacją u myszy

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.

Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura

Ten artykuł przedstawia częściowy protokół heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego u szczurów i jego potencjalne wyniki w obserwacji średnioterminowej.

Częściowy heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych u szczurów

Ta praca przedstawia protokół poprawy funkcji protetycznych po selektywnej operacji transferu nerwów. Interwencje rehabilitacyjne obejmują informowanie i selekcję pacjenta, wspomaganie gojenia się ran, reaktywację korową obszarów czuciowo-motorycznych kończyny górnej, trening selektywnej aktywacji mięśni, obsługę protez w życiu codziennym oraz regularne oceny kontrolne.

Interwencje terapeutyczne dla osób po amputacji kończyny górnej poddawanych selektywnym transferom nerwów

Ten manuskrypt dostarcza innowacyjnej metody rozwoju biologicznego interfejsu nerwów obwodowych, zwanego Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI).  Ten konstrukt chirurgiczny może wzmacniać sygnały odprowadzające motoryczne nerwu obwodowego, aby ułatwić dokładne wykrywanie intencji motorycznej i potencjalną kontrolę urządzeń egzoszkieletowych.

Regeneracyjny interfejs nerwów obwodowych mankietu mięśniowego do wzmacniania nienaruszonych sygnałów nerwów obwodowych

Protokół przedstawia procedurę chirurgiczną leczenia bólu po amputacji za pomocą Ukierunkowanego Unerwienia Mięśni (TMR). TMR zostanie porównany z dwiema innymi technikami chirurgicznymi, w szczególności z regeneracyjnym interfejsem nerwów obwodowych (RPNI) i wycięciem nerwiaka, a następnie natychmiastowym zakopaniem w mięśniach w kontekście międzynarodowego, randomizowanego, kontrolowanego badania.

Ukierunkowane unerwienie mięśni: protokół chirurgiczny dla randomizowanego kontrolowanego badania w bólu po amputacji

Protokół ten przedstawia powtarzalny model szczura wykorzystujący nerwy czuciowe do naśladowania bólu neuromimy u człowieka oraz oceny zabiegów chirurgicznych, oferując cenne narzędzie do badań nad neuromią translacyjną.

Nowy chirurgiczny model gryzonia do badania opcji leczenia bólu nerwiaka z wykorzystaniem ukierunkowanej renerwacji mięśni przez nerw odpiszczelowy

Medical College of Wisconsin.  This protocol demonstrates how to perform a below-knee amputation in rats and to immediately perform targeted muscle reinnervation (iTMR) to investigate strategies to treat and prevent amputation-related pain and to better understand pain mechanisms associated with amputation.

Model ćwiczeniowy amputacji kończyny dolnej szczura poniżej kolana i natychmiastowa ingerencja mięśniowa

Przeglądaj więcej filmów