Name: Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2025-10-10T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 47 s
Description: Poznaj protokół EEG dla swobodnie poruszających się myszy, który zapewnia stabilne, długoterminowe nagrywanie aktywności neuronalnej. Ta opłacalna metoda minimalnie inwazyjna wykorzystuje drut platynowo-irydowy i wtyczkę USB, eliminując problem niestabilności implantów oraz degradacji sygnału w badaniach przedklinicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

DTB jest wspierany przez granty NEI R01EY036089 oraz NIA grant RF1AG060754. XF był wspierany grantami z James Fickel Alzheimer's Disease Research Fund, EY028158 i EY032488.

Protokół ten uzyskał zgodę Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Augusta. Na każdym etapie eksperymentu stosowano Przewodnik Narodowego Instytutu Zdrowia dotyczący opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Wprowadzono wszystkie możliwe środki, aby zminimalizować liczbę zwierząt zaangażowanych w to badanie. Myszy użyte do tego badania to dwumiesięczne dzikie typy C57Bl6J. Czas potrzebny na wykonanie każdego kroku jest uwzględniony w odpowiednich etapach.
1. Przygotowanie pinów wtyczek za pomocą elektrod (5 min)
<ol>
	<li>Użyj żeńskich pinów USB typu B z 5 pinami, aby lutować przewód platynowo-irydowy o średnicy 0,003". Usuń warstwę z przewodu przed lutowaniem go pinem. Czwarty pin spośród pięciu to piny uziemiający; nie używaj go do podłączania do elektrod (Rysunek 1A). Użyj pozostałych 4 pinów do połączenia elektród.</li>
	<li>Zgnij piny pod kątem około 45° i owiń przewody wokół każdego pinu dwukrotnie, aby upewnić się, że przewody pozostają prawidłowo połączone i nie odpadają (rysunek 1A).</li>
	<li>Dodaj trochę pasty topnika lutowniczego na każdy pin, aby wyczyścić powierzchnię pinu i skutecznie go lutować.</li>
	<li>Dodaj mały kawałek cyny do każdego pina, użyj lutownicy, aby stopić drut lutowniczy, i na stałe przymocuj ten pin do drutu platynowo-irydowego (rysunek 1B-D). UWAGA: Użyj kleszczy o kącie 45° do przytrzymania przewodu, a inną owiń się wokół pina. Cały zabieg przeprowadź pod mikroskopem jasnego pola. Po owijaniu i lutowaniu przetnij pozostały przewód, a drugi koniec trzymaj przymocowany do elektrod. Przed operacją sterylizuj złącze za pomocą drutu platynowo-rodowego oraz elektrod.</li>
</ol>
2. Implantacja elektrod (30 min)
<ol>
	<li>Znieczulaj mysz w komorze znieczulonej i montuj ją na scenie stereotaksyjnej. Upewnij się, że mysz nie jest zbyt mocno zaniedowana, zanim zamontujesz ją na scenie, szczypając tylną nogę i czekając, aż przestanie reagować na szczypnięcie. Szybko zacznij podawać parownik izofluran/tlen na nosie z częstotliwością 1,5% v/v.</li>
	<li>Wstrzyknij myszy karprofen (5 mg/kg), aby zmniejszyć reakcje zapalne i ból, oraz deksametazon (0,1 mg/kg domięśniowo), aby zmniejszyć stan zapalny i obrzęk mózgu. Używaj maści do oczu, aby utrzymać wilgotność oczu, ponieważ długotrwałe działanie znieczulenia może je wysuszyć i uszkodzić.</li>
	<li>Użyj debelka do włosów lub ogol górę czaszki, aby odsłonić skórę. Stosuj technikę aseptyczną, aby oczyścić miejsce nacięcia przy użyciu 70% etanolu i jodu.</li>
	<li>Wykonaj wyraźne, pojedyncze nacięcie skalpelem na środku głowy. Przetnij wokół nacięcia, aby odsłonić miejsce implantacji elektrody. Upewnij się, że mięśnie nie są odsłonięte (rysunek 2A).</li>
	<li>Przemyj roztworem 0,9% NaCl i wysusz powierzchnię. Szoruj powierzchnię patyczkami namoczonymi lub zanurzonymi w nadtlenku wodoru. Tkanka łączna na kości, która jest trwała, może być usunięta skalpelem. Odczekaj co najmniej minutę po szorowaniu.</li>
	<li>Przemyj roztworem 0,9% NaCl i wysusz powierzchnię przed rozpoczęciem wiercenia.</li>
	<li>Użyj wiertarki dentystki, aby powierzchnia czaszki była szorstka, co ułatwia przyczepność akrylową.</li>
	<li>Zmierz i wyznacz miejsca wszczepienia elektrody (AP: +2, -4, ML: ±1.5)20 (Rysunek 2B).</li>
	<li>Wywierć powierzchnię wiertarkami o średnicy 1,4 mm i wkręć 4 śruby kostne (1,5 mm) precyzyjnymi śrubokrętami. Upewnij się, że wiercenie nie robi dziur w kości. Śruby nie powinny robić otworu w mózgu, lecz dotykać powierzchni (rysunek 2C).</li>
	<li>Jeśli jest krew, myj roztworem 0,9% NaCl i czekaj, aż wyschnie. Użyj odkurzacza, jeśli trzeba.</li>
	<li>Owiń przewody podłączone do złącza USB 2-4 razy wokół każdej ze śrub i przetnij pozostałe przewody (rysunek 2D).</li>
	<li>Na wierzch każdej śruby nałóż małą kroplę superglue (Loctite) i pozwól wyschnąć, aby połączenie było mocne. Upewnij się, że złącze jest umieszczone na środku czaszki i nie dotyka czaszki ani żadnych elektrod (Rysunek 2E).</li>
	<li>Użyj cyjanoakrylanu, aby stopniowo budować głowicę, stopniowo. Unikaj nakładania zbyt grubej warstwy, bo może to nagrzać kość. Przymocuj dużą śrubę na płaskiej powierzchni złącza, która nie styka się z kością ani zwierzęciem, używając cementu dentystycznego, aby ułatwić podłączenie kabla USB (rysunek 2F).</li>
	<li>Pozwól głowicy wyschnąć co najmniej 2 minuty, zanim odłączysz mysz od etapu stereotaksyjnego. Obserwuj mysz przez następne 24 godziny na podkładce grzewczej.</li>
	<li>Lecz mysz karprofenem przez następne 7 dni dawką 5 mg/kg co 12 godzin. Mysz będzie gotowa do rejestracji EEG po 2 tygodniach oczekiwania, aby pobudzić wzrost kości na styku akrylowym. UWAGA: Staraj się trzymać złącze jak najbliżej czaszki. Upewnij się, że nie dotyka czaszki ani śrub kościanych. Upewnij się, że przewody nie są połączone ze sobą na żadnym ze końców. Uważaj, żeby cyjanoakrylan nie dostał się do złącza USB i oczu.</li>
</ol>
3. Nagrywanie EEG (65 min)
<ol>
	<li>Rejestruj EEG każdej myszy przez 1 godzinę, 30 minut przed leczeniem pentylenetytrerazolem (PTZ) oraz 30 minut po leczeniu 20 mg/kg PTZ.</li>
	<li>Podłącz kabel USB do złącza. Podłącz kabel USB do wzmacniacza różnicowego prądu przemiennego (AC) za pomocą klipsów aligatorowych, z wzmocnieniem ustawionym na 10k i filtrowanym między 0,1 Hz a 250 Hz21. Próbkowanie sygnału EEG przy częstotliwości 1000 Hz (Rysunek 3).</li>
	<li>Nagrywaj sygnały wyjściowe ze wzmacniacza jednocześnie na komputerze i wyświetlaj je na oscyloskopie do monitorowania w czasie rzeczywistym. Podłącz wyjścia wzmacniacza do urządzenia USB do akwizycji i kondycjonowania sygnału (np. NIDAQ) podłączonego do komputera (Rysunek 3).</li>
	<li>Użyj kodu Pythona do nagrania sygnału EEG (dostępnego w https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Kod cyfrowo filtruje sygnał w zakresie 0,1 Hz i 250 Hz. UWAGA: Nagrywanie EEG w pomieszczeniu bez zakłóceń elektrycznych poprawia jakość danych i zapisów.</li>
</ol>
4. Interpretacja danych
<ol>
	<li>Użyj kodu Pythona do wizualizacji danych (dostępny na https://github.com/schrodi159/blakelabeeg). Zidentyfikuj wyładowania międzykratyczne z każdego nagrania (rysunek 4A). UWAGA: Rozładowanie międzykroczowe rozważano, jeśli przebieg fali jest dwukrotnie bliższy bazowej i trwa mniej niż 200 ms22 i spełnia co najmniej 4 z następujących 5 kryteriów – fala di- lub trójfazowa z ostrym szczytem, inną długość niż tło, asymetria przebiegu fali, aktywność tła zakłócona przez obecność, a następnie po przejściu wolnej fali8, 20, 22.</li>
</ol>

<ol><li>Smith, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+in+the+diagnosis%2C+classification%2C+and+management+of+patients+with+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurol+Neurosurg+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">EEG in the diagnosis, classification, and management of patients with epilepsy.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 76 (Suppl 2), ii2-ii7 (2005).</li>
<li>Buzsaki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+oscillations+in+cortical+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li>
<li>Fisher, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ILAE+official+report%3A+A+practical+clinical+definition+of+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">ILAE official report: A practical clinical definition of epilepsy.</a> Epilepsia. 55 (4), 475-482 (2014).</li>
<li>Fisher, R. S., Scharfman, H. E., deCurtis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+can+we+identify+ictal+and+interictal+abnormal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Exp+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">How can we identify ictal and interictal abnormal activity.</a> Adv Exp Med Biol. 813, 3-23 (2014).</li>
<li>Vyazovskiy, V. V., Harris, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+and+the+single+neuron%3A+The+role+of+global+slow+oscillations+in+individual+cell+rest%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Sleep and the single neuron: The role of global slow oscillations in individual cell rest.</a> Nat Rev Neurosci. 14 (6), 443-451 (2013).</li>
<li>Wykes, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+and+potassium+channel+gene+therapy+in+a+rodent+model+of+focal+neocortical+epilepsy%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Optogenetic and potassium channel gene therapy in a rodent model of focal neocortical epilepsy.</a> Sci Transl Med. 4 (161), 161ra152(2012).</li>
<li>Lundt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+radiotelemetry+in+small+laboratory+rodents%3A+A+powerful+state-of-the-art+approach+in+neuropsychiatric%2C+neurodegenerative%2C+and+epilepsy+research%5BTitle%5D)+AND+%22Neural+Plast%22%5BJournal%5D)">EEG radiotelemetry in small laboratory rodents: A powerful state-of-the-art approach in neuropsychiatric, neurodegenerative, and epilepsy research.</a> Neural Plast. 2016, 8213878(2016).</li>
<li>Kyle, J. J., Sharma, S., Tiarks, G., Rodriguez, S., Bassuk, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast+detection+and+quantification+of+interictal+spikes+and+seizures+in+a+rodent+model+of+epilepsy+using+an+automated+algorithm%5BTitle%5D)+AND+%22Bio+Protoc%22%5BJournal%5D)">Fast detection and quantification of interictal spikes and seizures in a rodent model of epilepsy using an automated algorithm.</a> Bio Protoc. 13 (6), e4632(2023).</li>
<li>Petrucci, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-ictal+generalized+EEG+suppression+is+reduced+by+enhancing+dorsal+raphe+serotonergic+neurotransmission%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Post-ictal generalized EEG suppression is reduced by enhancing dorsal raphe serotonergic neurotransmission.</a> Neuroscience. 453, 206-221 (2021).</li>
<li>Colgin, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillations+and+hippocampal-prefrontal+synchrony%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Oscillations and hippocampal-prefrontal synchrony.</a> Curr Opin Neurobiol. 21 (3), 467-474 (2011).</li>
<li>Amat-Foraster, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporally+dissociable+effects+of+ketamine+on+neuronal+discharge+and+gamma+oscillations+in+rat+thalamo-cortical+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropharmacology%22%5BJournal%5D)">Temporally dissociable effects of ketamine on neuronal discharge and gamma oscillations in rat thalamo-cortical networks.</a> Neuropharmacology. 137, 13-23 (2018).</li>
<li>Sun, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+stimulation+using+a+multiregion+brain-machine+interface+has+analgesic+effects+in+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Closed-loop stimulation using a multiregion brain-machine interface has analgesic effects in rodents.</a> Sci Transl Med. 14 (651), eabm5868(2022).</li>
<li>Kang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+direct+control+of+seizure+focus+in+a+rodent+model+of+temporal+lobe+epilepsy+via+localized+electric+fields+applied+sequentially%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Closed-loop direct control of seizure focus in a rodent model of temporal lobe epilepsy via localized electric fields applied sequentially.</a> Nat Commun. 13 (1), 7805(2022).</li>
<li>Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-loop+optogenetic+intervention+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Closed-loop optogenetic intervention in mice.</a> Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).</li>
<li>Maheshwari, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+EEG%3A+Expanding+the+spectrum+of+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsy+Curr%22%5BJournal%5D)">Rodent EEG: Expanding the spectrum of analysis.</a> Epilepsy Curr. 20 (3), 149-153 (2020).</li>
<li>Ahuis, T. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+variation+in+preclinical+electroencephalographic+spectral+power+across+multiple+laboratories+and+experiments%3A+An+EQIPD+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of variation in preclinical electroencephalographic spectral power across multiple laboratories and experiments: An EQIPD study.</a> PLoS One. 19 (10), e0309521(2024).</li>
<li>Papazoglou, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-restraining+EEG+radiotelemetry%3A+Epidural+and+deep+intracerebral+stereotaxic+EEG+electrode+placement%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Non-restraining EEG radiotelemetry: Epidural and deep intracerebral stereotaxic EEG electrode placement.</a> J Vis Exp. (112), e54216(2016).</li>
<li>Kadam, S. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methodological+standards+and+interpretation+of+video-electroencephalography+in+adult+control+rodents%3A+A+TASK1-WG1+report+of+the+AES%2FILAE+Translational+Task+Force+of+the+ILAE%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Methodological standards and interpretation of video-electroencephalography in adult control rodents: A TASK1-WG1 report of the AES/ILAE Translational Task Force of the ILAE.</a> Epilepsia. 58 (Suppl 4), 10-27 (2017).</li>
<li>Zayachkivsky, A., Lehmkuhle, M. J., Dudek, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+continuous+EEG+monitoring+in+small+rodent+models+of+human+disease+using+the+Epoch+wireless+transmitter+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Long-term continuous EEG monitoring in small rodent models of human disease using the Epoch wireless transmitter system.</a> J Vis Exp. (101), e52554(2015).</li>
<li>Kent, B. A., Strittmatter, S. M., Nygaard, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep+and+EEG+power+spectral+analysis+in+three+transgenic+mouse+models+of+Alzheimer%27s+disease+APP%2FPS1%2C+3xTgAD%2C+and+Tg2576%5BTitle%5D)+AND+%22J+Alzheimers+Dis%22%5BJournal%5D)">Sleep and EEG power spectral analysis in three transgenic mouse models of Alzheimer's disease APP/PS1, 3xTgAD, and Tg2576.</a> J Alzheimers Dis. 64 (4), 1325-1336 (2018).</li>
<li>Luttjohann, A., Schoffelen, J. M., van Luijtelaar, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peri-ictal+network+dynamics+of+spike-wave+discharges%3A+Phase+and+spectral+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Neurol%22%5BJournal%5D)">Peri-ictal network dynamics of spike-wave discharges: Phase and spectral characteristics.</a> Exp Neurol. 239, 235-247 (2013).</li>
<li>Oblak, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comprehensive+evaluation+of+the+5XFAD+mouse+model+for+preclinical+testing+applications%3A+A+MODEL-AD+study%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Aging+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Comprehensive evaluation of the 5XFAD mouse model for preclinical testing applications: A MODEL-AD study.</a> Front Aging Neurosci. 13, 713726(2021).</li>
<li>Osanai, H., Kitamura, T., Yamamoto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hybrid+microdrive+system+with+recoverable+opto-silicon+probe+and+tetrode+for+dual-site+high+density+recording+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Hybrid microdrive system with recoverable opto-silicon probe and tetrode for dual-site high density recording in freely moving mice.</a> J Vis Exp. (150), e60028(2019).</li>
<li>Schroder, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+DREAM+implant%3A+A+lightweight%2C+modular%2C+and+cost-effective+implant+system+for+chronic+electrophysiology+in+head-fixed+and+freely+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">The DREAM implant: A lightweight, modular, and cost-effective implant system for chronic electrophysiology in head-fixed and freely behaving mice.</a> J Vis Exp. (209), e66867(2024).</li>
</ol>

DTB jest płatnym konsultantem Alfred Mann Foundation. Autorzy nie mają konkurujących interesów finansowych ani innych konfliktów interesów wynikających z tej pracy.

W tym badaniu opracowaliśmy i zweryfikowaliśmy solidny, opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłego, wielomiejscowego rejestrowania EEG u swobodnie poruszających się myszy. Pomyślna implantacja elektrod śrubowych oraz specjalnie wykonanych elektrod platynowo-irydowych przylutowanych do złącza USB, wraz z obserwowanym wskaźnikiem przeżycia i jakością zapisów, świadczą o wykonalności i niezawodności tej techniki w przewlekłych nagraniach. Co istotne, protokół ten umożliwia precyzyjne zbieranie danych elektrof...

Elektroencefalografia (EEG) dostarcza bezpośredniego pomiaru aktywności elektrycznej mózgu i jest szeroko stosowana w diagnozowaniu padaczki1. W ostatnich latach techniki EEG są coraz częściej adaptowane do zastosowań w modelach małych zwierząt do badania zaburzeń neurologicznych, fizjologii snu oraz dynamiki sieci mózgowych 2,3,4. Wraz z pojawieniem się genetycznie modyfikowanych modeli myszy i znaczącym postępem w technologiach rejestracji, EEG gryzoni stało się niezbędnym narzędziem badań przedklinicznych, oferując cenne informacje na temat mechanizmów translacyjnych istotnych dla zdrowia ludzkiego mózgu 5,6.
Jednoczesne wychwytywanie i manipulowanie aktywnością neuronową jest kluczowe dla badania dynamiki mózgu zarówno na poziomie makro- jak i mikroobwodowym. To podwójne podejście umożliwia monitorowanie w czasie rzeczywistym sieci neuronowych zaangażowanych w inicjowanie i postęp napadów. Padaczka, charakteryzująca się nawracającymi i często nieprzewidywalnymi napadami, powstaje w wyniku zakłóceń w złożonych obwodach mózgowych4. Pomimo szeroko zakrojonych badań, mechanizmy regulujące rozprzestrzenianie się i jej wystąpienie pozostają niedo do końca poznane, częściowo z powodu ograniczonego wykorzystania technologii umożliwiających jednoczesne nagrywanie w wielu obszarach mózgu7.
Zapisy EEG z modeli zwierzęcych, które odtwarzają ludzkie zaburzenia neurologiczne, ujawniły skoki międzykręgowe, wyładowania falowe i wzorce napadów, które bardzo przypominają te obserwowane u pacjentów 8,9, co pogłębia naszą wiedzę o zmianach elektrofizjologicznych zachodzących w ludzkim mózgu. Podobnie nieprawidłowości EEG wykryte w modelach choroby Alzheimera, zaburzeń ze spektrum autyzmu i schizofrenii dostarczają kluczowych informacji o zaburzonej aktywności oscylacyjnej nerwowej i wskazują potencjalne cele terapeutyczne10.
Pomimo różnic w anatomii i skali mózgu, EEG myszy i człowieka wykazują uderzające podobieństwa 2,11. Oba wykazują charakterystyczne pasma częstotliwości oscylacyjnych — delta, theta, alfa, beta i gamma — z widmami mocy zazwyczaj według rozkładu 1/f 2,11. Przejścia między stanami mózgu, takie jak pojawienie się aktywności delta podczas snu o nieszybkim ruchu oczu (NREM) czy zwiększona synchronizacja gamma podczas zadań związanych z uwagą i pamięcią, są zachowane we wszystkich gatunkach. Ponadto aktywność padaczki, w tym oscylacje wysokoczęstotliwościowe (HFO) i wzorce krodłowe, wykazują porównywalne profile czasowe i spektralne zarówno u myszy, jak i ludzi7.
Zachowane cechy EEG gryzoni i ludzi sprawiają, że modele myszy są wysoce translacyjne do badania zaburzeń mózgu. EEG myszy umożliwia inwazyjne, wysokorozdzielcze nagrania, umożliwiające szczegółową analizę na poziomie obwodów12. Wspiera także testowanie strategii neuromodulacyjnych, w tym środków farmakologicznych, kontroli optogenetycznej oraz stymulacji zamkniętejpętli 13,14, które można łączyć z narzędziami behawioralnymi i molekularnymi do precyzyjnego badania dysfunkcji nerwowych.
Niemniej jednak należy zachować ostrożność przy ekstrapolacji wniosków. Mniejszy rozmiar i prostsza struktura korowa mózgu myszy mogą wpływać na propagację sygnału, a potencjały związane z wydarzeniami poznawczymi (ERP) mogą być mniej widoczne w porównaniu z ludźmi15. Zapewnienie spójności w rozmieszczeniu elektrod, referencjach sygnałowych i analizach jest kluczowe dla poprawy powtarzalności i ważności w laboratoriach16.
Rejestrowanie EEG u małych zwierząt niesie ze sobą zarówno możliwości, jak i wyzwania. EEG myszy jest zazwyczaj wykonywane za pomocą przewlekle wszczepionych elektrod umieszczonych znieczuleniem zewnątrzoponowym na powierzchni czaszki lub jako elektrody głębokie wprowadzane do struktur podkorowych17,18. Elektrody powierzchniowe, takie jak elektrody śrubowe lub druciane umieszczane na sura mater, są mało inwazyjne i nadają się do długoterminowych, podłużnych nagrań. Takie elektrody znajdują się poniżej kości, co zapewnia wysoką barierę impedancyjną podczas nagrywania. W związku z tym elektrody twardówkowe u gryzoni można uznać za bardziej porównywalne z elektrokortykografią (eCoG) niż z EEG. Elektrody głębokościowe, w przeciwieństwie do nich, oferują wyższą rozdzielczość przestrzenną i umożliwiają dostęp do głębokich obszarów mózgu, takich jak hipokamp, wzgórze czy ciało migdałowate, ułatwiając badania nad sieciami napadowymi i oscylacyjnym sprzężeniem między obszarami rozkładu 2,11.
Nowoczesne systemy EEG dla gryzoni obsługują nagrywanie wielokanałowe o wysokiej rozdzielczości czasowej i często są łączone z monitoringiem wideo w celu korelacji behawioralnej18. Dodatkowo, bezprzewodowe systemy EEG umożliwiają nieuwięzione, w czasie rzeczywistym akwizycję zwierząt zachowujących się swobodnie, minimalizując ograniczenia ruchowe i stres19. Chociaż z czasem te modernizacje stały się dostępne komercyjnie, są albo bardzo drogie, albo zbyt inwazyjne, by móc badać model gryzoni przez dłuższy czas.
Aby wypełnić tę lukę, przedstawiamy wszechstronny i opłacalny protokół wielomiejscowego pozyskiwania EEG w modelach gryzoni, odpowiedni do długoterminowych badań przy minimalnej inwazji. To podejście do rejestracji EEG jest szczególnie odpowiednie do badań wymagających wysokiej rozdzielczości oceny aktywności korowej u myszy w kontrolowanych warunkach eksperymentalnych. Najlepiej stosować je, gdy (i) zwierzę jest w stanie znieść krótką anestezję podczas implantacji elektrody i całkowicie się regeneruje, (ii) stabilne ustawienie głowy lub minimalny ruch podczas nagrań, (iii) pożądane jest długoterminowe lub powtarzane monitorowanie aktywności nerwowej oraz (iv) projekt eksperymentalny umożliwia rejestrację pojedynczego lub ograniczonego udziału wielu zwierząt, w zależności od pojemności wzmacniacza. Badacze powinni wziąć pod uwagę te ograniczenia, aby ustalić, czy metoda ta odpowiada ich celom eksperymentalnym.

<table><tbody><tr><td>Drut platynowy irydu 0,003"</td><td>Systemy AM</td><td>777000</td><td></td></tr><tr><td>Śruby kostne 1,5 mm</td><td>Specjalności Antrin Miniature</td><td></td><td>000-120X1/16 WIĄZANIE SL MS SST</td></tr><tr><td>Wzmacniacz AC&nbsp;</td><td>Systemy AM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>Covetrus</td><td>11695-6935-1</td><td></td></tr><tr><td>Akrylowa podstawa protez Coldpac</td><td>Firma Yates Motloid</td><td>https://www.yates-motloid.com/collections/coldpac/denture-base</td><td></td></tr><tr><td>Wiertarka dentystyczna 1,4 mm</td><td>Volvere GX</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Deksametazon</td><td>VEDCO</td><td>50989-437-12</td><td></td></tr><tr><td>Lubrykant do oczu</td><td>Optix Care</td><td>https://theoptixcare.com/</td><td></td></tr><tr><td>Nadtlenek wodoru</td><td>Sigma Aldrich</td><td>7722-84-1</td><td></td></tr><tr><td>NIDAQ USB&nbsp;</td><td>Instrumenty narodowe</td><td>https://www.ni.com/en/shop/data-acquisition/entry-level-usb-daq.html</td><td>Akwizycja danych i kondycjonowanie sygnału USB&nbsp;</td></tr><tr><td>Pentylenetetrazol</td><td>Caymen Chemicals</td><td>18682</td><td></td></tr><tr><td>Pasta topnika do lutowania kalafonii i inkas;</td><td>Weller</td><td>https://www.weller-tools.com/us/en/consumer/products/soldering-accessories/</td><td></td></tr><tr><td>Przewód lutowniczy 0,32"</td><td>Radio Shack</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Superglue</td><td>Loctite</td><td>Nie ma</td><td></td></tr><tr><td>Wtyczki żeńskie USB typu B</td><td>Sprzedawca QM</td><td>X00292ABU9</td><td></td></tr></tbody></table>

opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

A Cost-Effective and Minimally Invasive Protocol for Chronic Multi-Site Electroencephalography Recording in Freely Moving Mice

Elektroencefalografia (EEG) pełni rolę podstawowego narzędzia do śledzenia aktywności elektrycznej w mózgu i zyskuje coraz większe znaczenie zarówno w diagnostyce klinicznej, jak i badaniach przedklinicznych na zwierzętach. Chociaż EEG gryzoni stanowi potężną platformę do modelowania ludzkich zaburzeń neurologicznych, długoterminowe nagrania często są ograniczone przez wysokie koszty, inwazję lub złożoność techniczną istniejących systemów. Przedstawiamy tutaj niezawodny, dostępny, ekonomicznie opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłego, wielomiejscowego pobierania EEG kory u swobodnie poruszających się myszy. Technika polega na wytwarzaniu drutów platynowo-irydowych z elektrodami śrubowymi połączonymi z uniwersalnym interfejsem magistrali szeregowej (USB), które są mocowane znieczulenie zewnątrzoponowo za pomocą śrub kostnych i zabezpieczane klejem oraz cementem dentystycznym. System umożliwia stabilne przechwytywanie sygnału przez kilka miesięcy, co wykazano u myszy typu dzikiego typu C57BL/6J z 85% wskaźnikiem przeżycia po operacji (n = 20). EEG było próbkowane przy częstotliwości 1 000 Hz i filtrowane między 1 Hz a 500 Hz przy użyciu wzmacniacza różnicowego. Aby zweryfikować działanie układu, podano pentylenetetrazol (20 mg/kg), aby wywołać aktywność przypominającą napady, co doprowadziło do wyraźnego wzrostu wydzielin międzypadaczkowych – z 2-5 na początku do 20-51 zdarzeń po wstrzyknięciu – z dodatkiem zwiększonej amplitudy sygnału. Wyładowania zostały zidentyfikowane na podstawie morfologii fali i charakterystyk sygnału odpowiadających uznanym kryteriom elektrofizjologicznym. Konfiguracja jest kompatybilna z behawioralnym śledzeniem wideo oraz otwartymi analizami i wspiera integrację z badaniami farmakologicznymi, genetycznymi lub neuromodulacyjnymi. Ta metoda zapewnia stabilną i adaptowalną platformę do badania dynamiki sieci mózgowych w modelach gryzoni, z zastosowaniami w badaniach nad padaczką i poza nią.

Elektrody zostały wszczepione 20 myszom na tle C57Bl6J, w tym 5 dzikich myszy typu C57Bl6J, z utrzymywanym wskaźnikiem przeżycia pooperacyjnego na poziomie 85% do 6 miesięcy po operacji (rysunek 4B). Po 6 miesiącach nasadki głowy zaczęły się odłączać, a wszystkie myszy zostały uśpione w wieku 8 miesięcy. Średnia masa zespołu głowic, włącznie z złączem i śrubami, wynosiła 1,13 g (n = 20). Myszy odzyskały przytomność w ciągu 30 minut po operacji i wróciły do normalnego ruchu oraz wpatrywania s...

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Electroencephalography (EEG) serves as a fundamental tool for tracking electrical activity in the brain and has become increasingly important in both ...

Protokół ten umożliwia opłacalne, minimalnie inwazyjne, wysokiej jakości nagrania EEG u myszy, umożliwiając długoterminowe monitorowanie nerwowe dla badań przedklinicznych. Główne wyzwania związane z przewlekłym rejestrowaniem EEG to niestabilność implantów i długowieczność głowicy głowy, degradacja sygnału, ogromna analiza danych oraz niedostępność kosztownych, skomercjalizowanych systemów. Na początek użyj żeńskiego gniazdka USB typu B z pięcioma pinami i lutuj go 0,003-calowym przewódem platynowym irydu.Nie używaj czwartego pinu, ponieważ jest to pinem masowym, lecz użyj pozostałych czterech pinów do połączenia elektród. Zgnij piny o około 45 stopni i owiń przewody wokół każdego pinu dwa razy, aby zapewnić mocne połączenie, które nie odpadnie. Następnie nałóż niewielką ilość pasty topnika do żywicy lutowniczej na każdy pin, aby oczyścić powierzchnię i zapewnić skuteczne lutowanie.Następnie przyłóż mały kawałek lutowniczego przewodu na każdy pin. Za pomocą lutownicy stopić drut lutowy, aby trwale przymocować drut platynowo-irydowy do pinów. Po potwierdzeniu głębokiego znieczulenia rozpocznij podawanie izofluranowego wentylatora tlenowego na nosie w tempie 1,5% objętości na objętość.Teraz wstrzyknij myszy karprofen w dawce pięciu miligramów na kilogram, aby zmniejszyć stan zapalny i ból. Wstrzyknij deksametazon w dawce 0,1 miligrama na kilogram domięśniowo, aby zmniejszyć stan zapalny i obrzęk mózgu. Stosuj maść do oczu, aby zapobiec przesuszeniu oczu podczas znieczulenia.Po usunięciu sierści oczyść stronę nacięcia na czaszce 70% etanolem, a następnie zastosować podkładki jodowe i stosować technikę szamba. Następnie użyj skalpela, aby wykonać pojedyncze wyraźne nacięcie na środku głowy. Przetnij wokół nacięcia, aby odsłonić miejsce implantacji elektrody, zapewniając, że mięśnie nie są odsłonięte.Powierzchnię czaszki umyj roztworem chlorku sodu o stężeniu 0,9%. Osusz powierzchnię i wyszoruj czaszkę patyczkami zanurzonymi w nadtlenku wodoru. Użyj skalpela, aby usunąć pozostałą tkankę łączną z kości.Po minucie ponownie umyj powierzchnię roztworem chlorku sodu o stężeniu 0,9% i wysusz przed wierceniem. Użyj wiertarki dentystycznej, aby szorstkić powierzchnię czaszki i zwiększyć przyczepność akrylu. Zmierz i zaznacz miejsca implantacji elektrod w pozycjach przednich/tylnych, plus dwa i minus cztery, oraz przyśrodkowe pozycje boczne, plus minus 1,5.Wierć powierzchnię czaszki wiertarkami 1,4 milimetra i włóż cztery śruby kostne o średnicy 1,5 milimetra w wywiercone miejsca za pomocą precyzyjnych śrubokrętów. Upewnij się, że śruby dotykają tylko powierzchni i nie wchodzą do mózgu. Owiń przewody z konektora USB wokół każdej śruby dwa do czterech razy i odetnij nadmiar przewodów.Nałóż małą kroplę superglue na górę każdej śruby i pozwól wyschnąć, aby wzmocnić połączenie. Upewnij się, że łącznik jest umieszczony na środku czaszki, nie dotykając czaszki ani elektrod. Następnie powoli buduj głowicę, używając cyjanoakrylanu, nakładając cienkie warstwy, aby zapobiec przegrzaniu kości.Używając cementu dentystycznego, przymocuj dużą śrubę do płaskiej powierzchni złącza, aby ułatwić podłączenie kabla USB. Pozwól głowicy wyschnąć przez co najmniej dwie minuty przed wyjmowaniem myszy ze sceny stereotaksyjnej. Połóż mysz na poduszce grzewczej i obserwuj ją przez 24 godziny.Leć mysz karprofenem w dawce pięciu miligramów na kilogram co 12 godzin przez siedem dni. Poczekaj dwa tygodnie, aby kość mogła rosnąć na styku akrylowym, zanim przystąpisz do elektroencefalografii lub zapisu EEG. Rejestruj sygnał EEG każdej myszy przez godzinę, w tym 30 minut przed leczeniem pentylenetetrazolem i 30 minut po podaniu 20 miligramów pentylenetetrazolu na kilogram.Podłącz kabel USB do złącza myszy. Podłącz kabel USB do wzmacniacza różnicowego prądu przemiennego za pomocą klipsów aligator. Ustaw wzmocnienie na 10 000 i filtruj od 0,1 do 250 Hz.Pobierz próbkę sygnału elektroencefalografii z częstotliwością 1 000 herców. Nagrywaj wyjścia wzmacniacza jednocześnie na komputerze i wyświetlaj sygnały w czasie rzeczywistym na oscyloskopie. Podłącz wyjścia wzmacniacza do urządzenia USB do akwizycji i kondycjonowania sygnału podłączonego do komputera.Na koniec nagraj sygnał EEG za pomocą kodu Pythona i przefiltruj go między 0,1 a 250 herców i zwizualizuj dane. Elektrody zostały wszczepione 20 myszom tłem C57BL/6J, w tym pięciu myszom typu dzikiego o przeżywalności pooperacyjnej na poziomie 85%, utrzymywanej do sześciu miesięcy po operacji. Zapisy EEG uchwyciły zmiany elektrofizjologiczne wywołane pentylenetetrazolem, co potwierdza zwiększona liczba wydzielin międzywydzielowych u myszy po wstrzyknięciu pentylenetetrazolu.Amplituda wyładowań międzywyrzutowych po wstrzyknięciu pentylenetetrazolu była widocznie wyższa na trzech różnych elektrodach, co pokazują reprezentatywne ślady EEG. Nasze badanie ustanowiło prosty, stabilny system EEG u swobodnie poruszających się myszy, wykazując wiarygodne, długoterminowe zapisy przy przezroczystych wyładowach seryjnych. Protokół ten rozwija neurobiologię, zapewniając dostępne długoterminowe nagrania EEG u swobodnie poruszających się gryzoni, wspierając szersze badania nad zaburzeniami mózgu i terapiami.Przyszłe badania będą koncentrować się na udoskonalaniu projektowania elektrod, rozszerzaniu wieloregionalnych zapisów oraz integracji EEG z manipulacjami behawioralnymi, farmakologicznymi i genetycznymi.

a-cost-effective-minimally-invasive-protocol-for-chronic-multi-site

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym artykule opisano procedurę chirurgiczną oraz wskazówki dotyczące obsługi związane z implantacją ultrasciennej macierzy mikroelektrod na bazie poliimidu (PBM-array) na czaszkę myszy w celu rejestracji wysokiej gęstości encefalografii (EEG) w modelu mysim.

Rejestracja EEG o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

Zapis elektroencefalogramu (EEG) i elektromiogramu (EMG) u swobodnie zachowujących się myszy jest kluczowym krokiem do skorelowania zachowania i fizjologii ze snem i czuwaniem. Opisany w niniejszym dokumencie protokół eksperymentalny zapewnia przewodowy system do pozyskiwania zapisów EEG i EMG u myszy.

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku. W artykule opisano cały proces od wytworzenia proponowanej elektrody EEG do przetwarzania sygnałów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) mierzonych na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG.

Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Ten protokół dostarcza otwarty program MATLAB, który generuje spektrogramy wielostożkowe dla danych elektroencefalograficznych.

Komputerowy program do spektrogramu wielostożkowego do danych elektroencefalograficznych

Prezentujemy protokół EKG, który jest technicznie łatwy, tani, szybki i przystępny cenowo dla małych myszy, i może być wykonywany z większą czułością. Sugerujemy tę metodę jako podejście przesiewowe do badania czynników farmakologicznych, modyfikacji genetycznych i modeli chorób u myszy.

Zapisy elektrokardiogramu u znieczulonych myszy przy użyciu odprowadzenia II

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Protokół ten opisuje dwufazową metodę chirurgiczną mającą na celu stworzenie dużego, ponownie zamykalnego, oszczędzającego dura okno czaszkowe u myszy. Technika ta umożliwia przewlekłe, wielomodalne zapisy elektrofizjologiczne z rozproszonych, głębokich sieci mózgowych, takich jak Sieć Trybu Domyślnego, przez kilka tygodni.

Protokół chirurgiczny dla dużego, zamykalnego okna czaszkowego umożliwiającego podłużne, wielomodalne rejestrowanie elektrofizjologii sieci domyślnej myszy

Poznaj protokół EEG dla swobodnie poruszających się myszy, który zapewnia stabilne, długoterminowe nagrywanie aktywności neuronalnej. Ta opłacalna metoda minimalnie inwazyjna wykorzystuje drut platynowo-irydowy i wtyczkę USB, eliminując problem niestabilności implantów oraz degradacji sygnału w badaniach przedklinicznych.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy (Wideo) | JoVE Journal

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Przeglądaj więcej filmów