10 kwietnia 2026
Praca pokazuje innowacyjną metodę in vivo badania kurczliwości naczyń limfatycznych szyjnych i przepływu limfy u myszy w celu przetestowania różnych funkcji fizjologicznych naczyń limfatycznych szyi (cLV) oraz strategii terapeutycznych dotyczących modulacyjnych mechanizmów regulacji limfatycznej odpływu i oczyszczania mózgu.
Przedstawiamy potrzebę nowego obrazowania kurczliwości naczyń limfatycznych szyi i usuwania czerwonych krwinek przez naczynia limfatyczne u myszy. Badanie funkcji naczyń limfatycznych szyi jest wyzwaniem, szczególnie jeśli wymagana jest długotrwała obserwacja kurczliwości przepływu limfy i krążenia śladowca. Na początek umieść stalowy tor optyczny o długości 270 milimetrów i szerokości 43 milimetrów jako podstawę urządzenia.
Zainstaluj dwa uchwyty słupków na stalowym torze optycznym, zapewniając odległość 175 milimetrów między nimi. Włóż dwa słupki montażowe o średnicy 12 milimetrów do uchwytów słupków i zamocuj każdy za pomocą śruby M6. Następnie dołącz ściągacz do każdego z dwóch słupków montażowych.
Zamocuj zaciski pod kątem prostym do jednego ze słupków montażowych i mocno je zaciśnij za pomocą śruby M6. Włóż słup o średnicy 12 milimetrów do bocznego otworu zacisku pod kątem prostym. Dołącz uchwyt 3D do włożonego słupka bocznego i zamocuj go za pomocą dwóch par śrub M3.
Za pomocą kleju UV przymocuj szklankę pokrywającą o średnicy 12 milimetrów do dolnej strony ochronnej obudowy 3D. Następnie zamocuj ochronną obudowę do uchwytu 3D za pomocą pary śruby/nakrętki M4. Zainstaluj precyzyjny stół pantografu do pionowego ruchu na podstawie stalowego toru optycznego za pomocą dwóch klipsów stołowych i zestawów śrub M6, nakrętek i podkładek.
Następnie umieść 3D-drukowaną obudowę o długości 155 milimetrów i szerokości 110 milimetrów na blacie stołu. Ta obudowa służy jako zbiornik do gromadzenie roztworu soli. Pokryj punkt połączenia przewodów do elementu grzejnego jeden warstwą silikonu. Zamontuj czujnik temperatury jeden do macierzy i uszczelnij go silikonem. Przyluźnij przewody elementu grzejnego i czujników temperatury do wielowarstwowego kabla. Wypełnij punkt połączeniowy silikonem i zamknij za pomocą termokurczliwej folii.
Umieść element grzejny dwa i czujnik temperatury dwa w wałku z pianki. Zamontuj złącza do kabla zasilającego i przycisku zasilania na ścianach obudowy jednostki sterującej. Zamontuj 24-woltowe zasilanie prądu stałego, przetwornicę prądu stałego i dwa moduły MOSFET wewnątrz obudowy.
Po złożeniu obwodu i przyludzeniu wymaganych komponentów zamocuj Arduino Uno i ekran klawiatury w obudowie pokrywy. Zlokalizuj pole wyboru temperatury. Ustaw temperaturę i naciśnij uruchom.
Po znieczuleniu myszy nałóż maść okołową na obie powieki, aby zapobiec wysychaniu gałek ocznych podczas operacji. Gdy odruchy wycofania tylnej nogi i zgięcia ogona ustąpią, połóż mysz na plecach na elemencie grzejnym, aby zapewnić dostęp do okolicy brzusznej. Podłącz jednostkę sterującą do gniazdka elektrycznego o napięciu wejściowym 175 do 240 woltów prądu przemiennego.
Za pomocą taśmy medycznej zamocuj ciało zwierzęcia w pozycji równoległej do powierzchni stołu, a głowę pod kątem do osi strzałkowej, tak aby jedna strona szyi spoczywała na wałku. Owinąć wiązkę wokół górnych kłów i przymocować ją do tyłu urządzenia i użyć taśmy medycznej, aby pomóc w utrzymaniu temperatury ciała zwierzęcia. Następnie ogolić sierść z okolicy szyi.
Następnie usunąć pozostałe luźne włosy i przykryć zwierzę, aby zachować pole sterylne. W celu pierwotnej dezynfekcji wyczyść skórę szyi za pomocą wacika z alkoholem. Następnie zastosuj 0,5% roztwór chlorheksidyny lub 2% roztwór jodu w celu leczenia przeciwbakteryjnego i powtórz proces dezynfekcji jeszcze dwa razy.
Po potwierdzeniu głębokości znieczulenia za pomocą odruchu ściskania palca, wykonaj dermatotomię, wykonując podłużny nacięcie wzdłuż skóry szyi od kości żuchwowej do kości obojczykowej, o długości około dwóch centymetrów. Następnie wykonaj fasciotomicję za pomocą mikrochirurgicznych zakrzywionych nożyczek. Za pomocą zakrzywionych kleszczy delikatnie odsuń gruczoły ślinowe i powierzchowne mięśnie szyi, aby odsłonić mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy.
Upewnij się, że widoczne naczynia krwionośne nie zostały uszkodzone i ciągle nawilżaj pole operacyjne solą fizjologiczną, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek. Za pomocą mikrochirurgicznych nożyczek wykonaj miotomię mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego, zapewniając dostęp do obszaru między tchawicą a tętnicą szyjną. Kontynuuj rozciąganie mięśni i powięzi, wykonując zarówno miotomię jak i fasciotomicję.
Następnie zlokalizować głęboki węzeł limfatyczny szyjny wraz z naczyniami limfatycznymi przyprowadzającymi i wyprowadzającymi na głębokości pięciu do siedmiu milimetrów. Umieść urządzenie trzymające zwierzę na ruchomej stole mikroskopowym. I zamocuj urządzenie miejsce, mocno je mocując za pomocą śruby M6, aby zapewnić stabilność podczas obrazowania.
Zamocuj cewnik, wypełniony wstępnie solą fizjologiczną, do słupka montażowego za pomocą taśmy medycznej. Umieść
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
W niniejszym artykule przedstawiono innowacyjny protokół obrazowania dwufotonowego in vivo w celu oceny kurczliwości szyjnych naczyń limfatycznych (cLVs) u myszy. Metoda ta umożliwia długotrwałą obserwację przepływu limfy oraz usuwanie erytrocytów, zapewniając powtarzalne i fizjologicznie istotne podejście do badania mechanizmów oczyszczania mózgu z toksyn.
Powtarzalne obrazowanie dwufotonowe in vivo kurczliwości naczyń limfatycznych szyi (cLV) umożliwia wysokiej pewności badanie mechanizmów przepływu limfy istotnych dla usuwania toksyn z mózgu. Zdolność ta wspiera wczesne odkrycia oraz mechanistyczną redukcję ryzyka w programach terapeutycznych ukierunkowanych na układ naczyniowo-nerwowy i limfatyczny. Powtarzalność tej metody oraz jej kompatybilność z różnorodnymi platformami obrazowania czynią ją użytecznym narzędziem w preklinicznych procesach badawczo-rozwojowych.
Niniejszy protokół obrazowania wpisuje się w kontinuum od etapu odkrycia do badań przedklinicznych, umożliwiając rzetelną, ilościową ocenę funkcji limfatycznej w żywych modelach zwierzęcych.