Name: Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-04-10T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 15 s
Description: Poznaj metodę dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych u myszy in vivo. Protokół umożliwia pięciogodzinną obserwację przepływu limfy i usuwania erytrocytów przy zachowaniu fizjologicznych warunków.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie to zostało wsparte dotacją z Fundacji Rosyjskiej Nauki (nr 23-75-30001).

Wszystkie procedury były wykonywane zgodnie z Przewodnikiem po Opiece nad Zwierzętami Laboratorium, Dyrektywą 2010/63/UE w sprawie Ochrony Zwierząt Używanych do Celów Naukowych oraz wytycznymi Ministerstwa Nauki i Szkolnictwa Wyższego Federacji Rosyjskiej (nr 742 z 13.11.1984), które zostały zatwierdzone przez Komisję Bioetyczną Państwowego Uniwersytetu Saratowskiego (Protokół nr 7, 22.09.2022).
UWAGA: Szczegóły dotyczące wszystkich materiałów użytych w tym protokole znajdują się w Tabeli Materiałów.
1. Urządzenie techniczne do mocowania myszy
<ol>
	<li>Użyj stalowej szyny optycznej (SOR, długość 270 mm, szerokość 43 mm; Rysunek 1A) jako podstawy instalacji.</li>
	<li>Zamontuj dwa uchwyty słupków (3PH-25) na górze SOR w odległości 175 mm od siebie (Rysunek 1B). Umieść słupki montażowe (3MP, średnica 12 mm) wewnątrz 3PH-25 i następnie mocno je zamocuj za pomocą śruby M6 (Rysunek 1C).</li>
	<li>Przymocuj kołnierz słupka (3PC) do obu słupków montażowych (3MP; Rysunek 1D). Kołnierz słupka jest konieczny do późniejszego mocowania cewnika z ciągłym dostarczaniem roztworu fizjologicznego podczas optycznego monitorowania naczynia limfatycznego szyi. 
	UWAGA: Jest to konieczne, aby okresowo przemywać obszar badania, aby usunąć nagromadzony krew po zabiegach chirurgicznych, co może utrudniać monitorowanie optyczne.</li>
	<li>Przymocuj uchwyt kątowy z mocowaniem słupka (3RPC-12) do jednego z słupków montażowych 3MP i mocno go zamocuj za pomocą śruby M6 (Rysunek 1H).
	<ol>
		<li>Wsuń słup montażowy (średnica 12 mm) do bocznego otworu 3RPC-12 (Rysunek 2B). 
		UWAGA: Słup montażowy jest konieczny do późniejszego mocowania osłony ochronnej do obiektywu dwufotonowego bez zanurzania w wodzie.</li>
		<li>Przymocuj uchwyt wydrukowany na drukarce 3D do bocznego słupka montażowego i mocno go zamocuj za pomocą dwóch par śrub M3 (Rysunek 2C).</li>
		<li>Za pomocą kleju UV przymocuj szklankę pokrywkową o średnicy 12 mm do dolnej strony wydrukowanej na drukarce 3D osłony ochronnej (Rysunek 2D,F). Następnie za pomocą pary śruby-nakrętki M4 przymocuj osłonę ochronną do uchwytu (Rysunek 2).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj precyzyjny stół pantografu do ruchu pionowego 02TV004 (Rysunek 1E) na podstawie SOR za pomocą dwóch klipsów stolowych (3TC5) i zestawów śrub, nakrętek i podkładek M6 (Rysunek 1F).</li>
	<li>Na blacie stołu umieść 3D-drukowaną otoczkę (155 mm długości, 110 mm szerokości), która służy jako zbiornik do akumulacji roztworu fizjologicznego (Rysunek 1G).</li>
</ol>
2. Element grzejny
<ol>
	<li>Montaż urządzeń peryferyjnych.
	<ol>
		<li>Pokryj punkt połączenia przewodów do elementu grzejnego 1 warstwą silikonu (Rysunek 3). Zamontuj czujnik temperatury 1 na maciec i uszczelń go srebrnym (Rysunek 3B).</li>
		<li>Lutuj przewody elementu grzejnego i czujników temperatury do wielożyłowego kabla, napełnij punkt połączenia silikonem i zamknij folią termokurczliwą (Rysunek 3).</li>
		<li>Umieść element grzejny 2 i czujnik temperatury 2 w wałku piankowym (Rysunek 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Montaż jednostki sterującej 
	UWAGA: Link do pobrania plików do drukowania obudowy jednostki sterującej <https://disk.yandex.ru/d/06BURfMlQpl0Jg>.
	<ol>
		<li>Wydrukuj obudowę jednostki sterującej na drukarce 3D (Rysunek 5B).</li>
		<li>Zamocuj złącza do podłączania kabla zasilającego i przycisku zasilania na ścianach obudowy, jak pokazano na Rysunku 5C,D).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zamontuj zasilacz 24 V DC, przetwornik DC i 2 moduły MOSFET wewnątrz obudowy (Rysunek 5A,G,H,I).</li>
	<li>Aby złożyć obwód, wykonaj następujące kroki (Rysunek 6).
	<ol>
		<li>Podłącz przetwornik do źródła i ustaw napięcie na 9 V (Rysunek 6).</li>
		<li>Podłącz pin VIN na Arduino UNO do złącza OUT+ na przetworniku i GND do złącza OUT, odpowiednio (Rysunek 6).</li>
		<li>Podłącz pin V+ na zasilacz do pinów VIN+ na modułach MOSFET, a pin V do

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Badanie fizjologii naczyń limfatycznych wymaga zastosowania metod nieinwazyjnych przy jednoczesnym utrzymywaniu specjalnych warunków środowiskowych, które pozwalają na normalne skurczowość i stabilny przepływ limfy3,28,29,30,31,32,33,34,<sup clas...

Kurczliwość naczyń limfatycznych szyi (cLVs) odgrywa kluczową rolę w drenażu mózgu oraz oczyszczaniu jego tkanek z metabolitów i toksyn1,2,3. Zmniejszenie tej głównej funkcji cLVs prowadzi do zahamowania oczyszczania mózgu z toksyn, co towarzyszy wielu chorobom mózgu, w tym chorobie Alzheimera, urazowi mózgu i rakowi mózgu4,5,6,7,8,9. Dlatego badanie kurczliwości cLVs jest ważnym podejściem w opracowywaniu nowych strategii terapeutycznych do modulacji mechanizmów regulacyjnych układu limfatycznego w drenażu i oczyszczaniu mózgu10,11,12.
Niniejsze badanie przedstawia innowacyjną metodę obrazowania dwufotonowego w czasie rzeczywistym kurczliwości cLVs i przepływu limfy u myszy w różnym wieku. Ważnymi elementami zestawu są podgrzewana poduszeczka mikro i przymocowana do szyi zwierzęcia, co pozwala na dłuższy czas obrazowania do 5 godzin przy zachowaniu aktywności kurczliwej naczyń limfatycznych kolekcjonujących i stabilności przepływu limfy.
Warto zauważyć, że w przeciwieństwie do układu krążenia krwi, wypełnionego krwią poruszającą się z określoną prędkością (od 10 mm/s w tętnicach do 13 cm/s w żyle strzałkowej u ludzi) przez różne typy naczyń krwionośnych, wypełnienie naczyń limfatycznych limfą zależy od rosnącego gradientu ciśnienia między pustymi naczynami limfatycznymi a objętością płynu międzykomórkowego wytwarzanym podczas metabolizmu13,14,15,16,17,18,19. Jednocześnie przepływ limfy w naczyniach limfatycznych jest przerywany, zmieniając się od 0 do 1 mm/s20,21,22. Ostatnie badania MRI u ludzi wykazały, że przepływ limfy w naczyniach limfatycznych oponowych (MLVs) wynosi 1-3 mm23. Należy jednak zauważyć, że nawet u jednej osoby przepływ limfy w MLVs zmienia się w różnych godzinach dnia i może spaść do 0. W związku z tym przepływ limfy w naczyniach limfatycznych jest niejednoznaczny, ponieważ zależy od szybkości procesów metabolicznych, która z kolei zależy od temperatury24. Rzeczywiście, szybkość reakcji biochemicznych jest głęboko i bezpośrednio wpłynięta przez temperaturę, co dlatego może mieć znaczący wpływ na spontaniczne skurczenia naczyń limfatycznych, a tym samym zmienić drenaż i transport limfy24,25,26.
Dlatego utrzymanie temperatury ciała jest ważnym warunkiem zachowania fizjologicznego środowiska naczyń limfatycznych, aby wspierać normalne kurczenie się i przepływ limfy. Jednak użycie komercyjnie dostępnych podgrzewaczy nie zapewnia utrzymania niezbędnej temperatury w głębokich i optycznie dostępnych obszarach szyi, gdzie znajdują się cLVs. Jest to szczególnie ważne dla dwufotonowego obrazowania kurczliwości cLVs i przepływu limfy, ponieważ odbywa się to w chłodnych salach doświadczalnych o temperaturze otoczenia 19 °C, która jest wymagana dla tej techniki optycznej27.
W związku z tym, w przeważającej większości badań in vivo kurczliwość naczyń limfatycznych kolekcjonujących za pomocą komercyjnych podgrzewaczy jest ograniczona do 3-5 minut (maksymalny efekt jest zazwyczaj obserwowany w ciągu kilku sekund3,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37,38, po których następuje zmniejszenie się wypełnienia limfy i kurczliwości. Takie podejście znacznie ogranicza czas obserwacji fizjologii naczyń limfatycznych i uniemożliwia ocenę długookresowych wpływów na ich kurczliwość i przepływ limfy, co skłoniło nas do opracowania mini podgrzewaczy przystosowanego do szyi myszy w celu zwiększenia okna czasowego do 5 godzin z zachowaniem kurczliwości cLVs i stabilnego przepływu limfy.
Innym komponentem zestawu jest obudowa ochronna z kontrolą wilgotności i systemem pozycjonowania, który pozwala na utrzymanie stabilnej wizualizacji cLVs bez zanurzani

<table><tbody><tr><td>3D printer</td><td>Bambu Lab, China</td><td>P1S</td><td></td></tr><tr><td>5pin connector</td><td>Connfly electronic (Zhenqin), China</td><td>DS1110-01</td><td></td></tr><tr><td>A set of heat shrinkable tubes</td><td>Jupiter, China</td><td>JP7230-01</td><td></td></tr><tr><td>Arduino IDE</td><td>Arduino LLC</td><td>2.3.5-nightly-20241212</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c mice</td><td>"Andreevka" Branch FSBIS SCBT FMBA, Russia</td><td>3-15-16</td><td>Male, 6-month-old</td></tr><tr><td>Chlorhixedin&nbsp;</td><td>BIOPHARMACEUTICAL PLANT, Russia</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Dumont forceps&nbsp;</td><td>Stoelting, USA</td><td>52100-07&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Evans Blue dye&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Fine Forceps</td><td>Stoelting, USA</td><td>52102-02P</td><td></td></tr><tr><td>Hamilton</td><td>Hamilton Bonaduz AG, Switzerland</td><td>29 G needle</td><td></td></tr><tr><td>Heating element</td><td>China</td><td>LFH-9415sg</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle</td><td>INSUPEN, Italy</td><td>31G, 0.25mm*6mm</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine&nbsp;</td><td>MOSCOW ENDOCRINE PLANT, FSUE, Russia</td><td></td><td>General anesthesia&nbsp;</td></tr><tr><td>Keypad Shield</td><td>diymore, China</td><td>1602 LCD Keypad Shield</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine&nbsp;</td><td>ORGANICA, Russia</td><td>N/A</td><td>&nbsp;Analgesic drug</td></tr><tr><td>Lockable switch button</td><td>China</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Metal-film resistors</td><td>TZT, China</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Micro Dissecting Vannas Spring Scissors</td><td>Stoelting, USA</td><td>52130-00P</td><td></td></tr><tr><td>MOSFET Module</td><td>China</td><td>MOSFET Module D4184</td><td></td></tr><tr><td>Mounting post</td><td>Standa, Lithuania</td><td>3MP, diameter 12 mm</td><td></td></tr><tr><td>Mounting wire</td><td>AB retail, Russia</td><td>HB-1</td><td></td></tr><tr><td>Non-sharp tweezer</td><td>Stoelting, USA</td><td>52108-83P&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Plastic for 3D printer</td><td>Bambu Lab, China</td><td>A00-D0-1.75-1000-SPL.</td><td></td></tr><tr><td>Post collar&nbsp;</td><td>Standa, Lithuania</td><td>3PC</td><td></td></tr><tr><td>Post holder</td><td>Standa, Lithuania</td><td>3PH-25</td><td></td></tr><tr><td>Power connector</td><td>RUICHI, China</td><td>AC-015</td><td></td></tr><tr><td>Power supply</td><td>SANPU, China</td><td>PS200-H1V24</td><td></td></tr><tr><td>Precision pantograph table for vertical movement</td><td>"Laser components", Russia</td><td>02TV004&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Right-angle fixed post clamp&nbsp;</td><td>Standa, Lithuania</td><td>3RPC-12</td><td></td></tr><tr><td>Screw M3</td><td>Standa, Lithuania</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Screw M4</td><td>Standa, Lithuania</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Screw M6</td><td>Standa, Lithuania</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Shaving machine&nbsp;</td><td>Braun, <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/69482/69482eq1.jpg" style="margin: auto;"/></td><td>Series 3310s</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Kraspharma, Russia</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Solder&nbsp;</td><td>Production of metal powders, Russia</td><td>tin-lead solder 61</td><td></td></tr><tr><td>Soldering flux</td><td>Solins, Russia</td><td>LTI-120 22 ml with brush</td><td></td></tr><tr><td>Soldering station</td><td>AOYUE, China</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Soldering station&nbsp;</td><td>AOYUE, China</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Steel optical rails (SOR)</td><td>Standa, Lithuania</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Step-down voltage converter</td><td>RUICHI, China</td><td>EM-825</td><td></td></tr><tr><td>Straight dissecting scissors&nbsp;</td><td>Stoelting, USA</td><td>52132-10P&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Temperature sensor</td><td>Liludin, China</td><td>DS1820</td><td></td></tr><tr><td>Tetracycline</td><td>JSC Tatkhimfarmpreparaty, Russia</td><td></td><td>Eye ointment&nbsp;</td></tr><tr><td>The Controller</td><td>Arduino, China</td><td>UNO R3</td><td></td></tr><tr><td>Tweezer</td><td>Stoelting, USA</td><td>52100-03&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Two-photon&nbsp; microscop</td><td>Nikon, Japan</td><td>A1R MP</td><td></td></tr><tr><td>Wire</td><td>Partner-Electro, Russia</td><td>P020G-0305-C050</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine&nbsp;</td><td>"Alfasan International B.V.", Netherlands</td><td></td><td>Muscle relaxant</td></tr><tr><td>Catheter</td><td>Scientific Commodities Inc., USA</td><td>PE-10, 0,28 mm ID &times; 0,61 mm OD</td><td></td></tr></tbody></table>

możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy

Reproducible Setup for In vivo Two-photon Imaging of the Contractility of Cervical Lymphatic Vessels and Lymph Flow in Mice

Kurczliwość cLVs jest siłą napędową przepływu limfy i kluczowym mechanizmem leżącym u podstaw oczyszczania mózgu z toksyn. Przedstawiamy innowacyjną metodę in vivo dwufotonowego obrazu kurczliwości cLVs oraz długotrwałej obserwacji usuwania czerwonych krwinek za pomocą przepływu limfy w cLVs u myszy. Składniki zestawu obejmują mini podgrzewaną poduszeczkę dostosowaną do szyi myszy, która pozwala na zwiększenie okna do obrazu do 5 h, zachowując kurczliwość cLV i przepływ limfy; kontrolę wilgotności; osłonę ochronną oraz system pozycjonowania, który umożliwia stabilne wizualne obserwowanie cLVs. Metoda zapewnia powtarzalność i kompatybilność z innymi rodzajami mikroskopow dwufotonowych oraz szeroką gamę obiektywów, utrzymując wysokiej jakości obrazy o głębokości do 500 µm. Protokół obejmuje szczegółowe etapy przygotowania chirurgicznego cLVs w celu utrzymania fizjologicznego środowiska, zapewniając normalną kurczliwość cLV.

Zastosowanie osłony ochronnej zapewnia najważniejsze zalety dla długotrwałego monitorowania naczyń limfatycznych szyjnych in vivo, takie jak izolacja obszaru chirurgicznego od otoczenia zewnętrznego, umożliwiająca utrzymanie zanurzenia naczyna limfatycznego i otaczających tkanek w roztworze fizjologicznym z ciągłym dopływem roztworu fizjologicznego przez cewnik przymocowany do ciała. Ponadto, ze względu na jego przymocowanie do szkiełka mikroskopowego i bliski kontakt mechaniczny z tkankami otaczającymi naczyno ...

Praca pokazuje innowacyjną metodę in vivo badania kurczliwości naczyń limfatycznych szyjnych i przepływu limfy u myszy w celu przetestowania różnych funkcji fizjologicznych naczyń limfatycznych szyi (cLV) oraz strategii terapeutycznych dotyczących modulacyjnych mechanizmów regulacji limfatycznej odpływu i oczyszczania mózgu.

Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy

The contractility of cLVs is the driving force for lymph flow and a key mechanism underlying brain toxin cleansing. Here, we present an innovative method ...

Przedstawiamy potrzebę nowego obrazowania kurczliwości naczyń limfatycznych szyi i usuwania czerwonych krwinek przez naczynia limfatyczne u myszy. Badanie funkcji naczyń limfatycznych szyi jest wyzwaniem, szczególnie jeśli wymagana jest długotrwała obserwacja kurczliwości przepływu limfy i krążenia śladowca. Na początek umieść stalowy tor optyczny o długości 270 milimetrów i szerokości 43 milimetrów jako podstawę urządzenia.Zainstaluj dwa uchwyty słupków na stalowym torze optycznym, zapewniając odległość 175 milimetrów między nimi. Włóż dwa słupki montażowe o średnicy 12 milimetrów do uchwytów słupków i zamocuj każdy za pomocą śruby M6. Następnie dołącz ściągacz do każdego z dwóch słupków montażowych.Zamocuj zaciski pod kątem prostym do jednego ze słupków montażowych i mocno je zaciśnij za pomocą śruby M6. Włóż słup o średnicy 12 milimetrów do bocznego otworu zacisku pod kątem prostym. Dołącz uchwyt 3D do włożonego słupka bocznego i zamocuj go za pomocą dwóch par śrub M3.Za pomocą kleju UV przymocuj szklankę pokrywającą o średnicy 12 milimetrów do dolnej strony ochronnej obudowy 3D. Następnie zamocuj ochronną obudowę do uchwytu 3D za pomocą pary śruby/nakrętki M4. Zainstaluj precyzyjny stół pantografu do pionowego ruchu na podstawie stalowego toru optycznego za pomocą dwóch klipsów stołowych i zestawów śrub M6, nakrętek i podkładek.Następnie umieść 3D-drukowaną obudowę o długości 155 milimetrów i szerokości 110 milimetrów na blacie stołu. Ta obudowa służy jako zbiornik do gromadzenie roztworu soli. Pokryj punkt połączenia przewodów do elementu grzejnego jeden warstwą silikonu. Zamontuj czujnik temperatury jeden do macierzy i uszczelnij go silikonem. Przyluźnij przewody elementu grzejnego i czujników temperatury do wielowarstwowego kabla. Wypełnij punkt połączeniowy silikonem i zamknij za pomocą termokurczliwej folii.Umieść element grzejny dwa i czujnik temperatury dwa w wałku z pianki. Zamontuj złącza do kabla zasilającego i przycisku zasilania na ścianach obudowy jednostki sterującej. Zamontuj 24-woltowe zasilanie prądu stałego, przetwornicę prądu stałego i dwa moduły MOSFET wewnątrz obudowy.Po złożeniu obwodu i przyludzeniu wymaganych komponentów zamocuj Arduino Uno i ekran klawiatury w obudowie pokrywy. Zlokalizuj pole wyboru temperatury. Ustaw temperaturę i naciśnij uruchom.Po znieczuleniu myszy nałóż maść okołową na obie powieki, aby zapobiec wysychaniu gałek ocznych podczas operacji. Gdy odruchy wycofania tylnej nogi i zgięcia ogona ustąpią, połóż mysz na plecach na elemencie grzejnym, aby zapewnić dostęp do okolicy brzusznej. Podłącz jednostkę sterującą do gniazdka elektrycznego o napięciu wejściowym 175 do 240 woltów prądu przemiennego.Za pomocą taśmy medycznej zamocuj ciało zwierzęcia w pozycji równoległej do powierzchni stołu, a głowę pod kątem do osi strzałkowej, tak aby jedna strona szyi spoczywała na wałku. Owinąć wiązkę wokół górnych kłów i przymocować ją do tyłu urządzenia i użyć taśmy medycznej, aby pomóc w utrzymaniu temperatury ciała zwierzęcia. Następnie ogolić sierść z okolicy szyi.Następnie usunąć pozostałe luźne włosy i przykryć zwierzę, aby zachować pole sterylne. W celu pierwotnej dezynfekcji wyczyść skórę szyi za pomocą wacika z alkoholem. Następnie zastosuj 0,5% roztwór chlorheksidyny lub 2% roztwór jodu w celu leczenia przeciwbakteryjnego i powtórz proces dezynfekcji jeszcze dwa razy.Po potwierdzeniu głębokości znieczulenia za pomocą odruchu ściskania palca, wykonaj dermatotomię, wykonując podłużny nacięcie wzdłuż skóry szyi od kości żuchwowej do kości obojczykowej, o długości około dwóch centymetrów. Następnie wykonaj fasciotomicję za pomocą mikrochirurgicznych zakrzywionych nożyczek. Za pomocą zakrzywionych kleszczy delikatnie odsuń gruczoły ślinowe i powierzchowne mięśnie szyi, aby odsłonić mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy.Upewnij się, że widoczne naczynia krwionośne nie zostały uszkodzone i ciągle nawilżaj pole operacyjne solą fizjologiczną, aby zapobiec uszkodzeniu tkanek. Za pomocą mikrochirurgicznych nożyczek wykonaj miotomię mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego, zapewniając dostęp do obszaru między tchawicą a tętnicą szyjną. Kontynuuj rozciąganie mięśni i powięzi, wykonując zarówno miotomię jak i fasciotomicję.Następnie zlokalizować głęboki węzeł limfatyczny szyjny wraz z naczyniami limfatycznymi przyprowadzającymi i wyprowadzającymi na głębokości pięciu do siedmiu milimetrów. Umieść urządzenie trzymające zwierzę na ruchomej stole mikroskopowym. I zamocuj urządzenie miejsce, mocno je mocując za pomocą śruby M6, aby zapewnić stabilność podczas obrazowania.Zamocuj cewnik, wypełniony wstępnie solą fizjologiczną, do słupka montażowego za pomocą taśmy medycznej. Umieść

reproducible-setup-for-vivo-two-photon-imaging-contractility-cervical

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Obrazowanie dwufotonowe pozwoliło na odkrycie ruchomości limfocytów oraz oddziaływań komórkowych w obrębie węzła chłonnego w warunkach podstawowych oraz podczas odpowiedzi immunologicznej 1. W niniejszej pracy demonstrujemy adoptywny transfer limfocytów T, izolację węzłów chłonnych oraz obrazowanie ruchomości limfocytów T CD4+ w wypreparowanym węźle chłonnym.

Disekcja i obrazowanie dwufotonowe obwodowych węzłów chłonnych u myszy

W niniejszej pracy opisujemy nieinwazyjną metodę mikroskopii dwufotonowej (2P) służącą do badania homingu leukocytów w poduszce stopy myszy. Omówiamy aspekty techniczne przygotowania tkanki do obrazowania i przeprowadzamy czytelnika przez typowy eksperyment – od początkowej konfiguracji, przez wykonanie, aż po gromadzenie danych.

Nieinwazyjne obrazowanie homingu i migracji leukocytów in vivo

Ostatnie postępy w mikroskopii dwufotonowej umożliwiły obrazowanie in situ żywych tkanek w modelach zwierzęcych w czasie rzeczywistym, co zwiększyło nasze możliwości badania zachowania komórek zarówno w warunkach fizjologicznych, jak i patologicznych. W niniejszym materiale przedstawiamy przygotowania niezbędne do przeprowadzenia obrazowania przyżyciowego węzła chłonnego podkolanowego myszy.

Obrazowanie intravitalne węzła chłonnego podkolanowego myszy

Niedawno opracowane techniki obrazowania z wykorzystaniem fluorescencji w bliskiej podczerwieni (NIRF) mogą pomóc w wyjaśnieniu roli, jaką układ limfatyczny odgrywa w przerzutowaniu nowotworów, odpowiedzi immunologicznej, gojeniu ran oraz innych chorobach związanych z układem limfatycznym.

Nieinwazyjne obrazowanie optyczne naczyń limfatycznych myszy

Ten film demonstruje wizualizację śródnabłonkowych limfocytów γδ (IELs) u myszy transgenicznych za pomocą mikroskopii konfokalnej. Zabieg chirurgiczny polega na wytworzeniu linii perforacji i wykonaniu podłużnego nacięcia w celu odsłonięcia błony śluzowej i kosmków jelitowych. Transgeniczne myszy wyrażają białka reporterowe wyłącznie w γδ IELs, umożliwiając ich śledzenie. Obrazowanie przyżyciowe rejestruje dynamiczny ruch IEL γδ znakowanych zieloną fluorescencją wzdłuż błony podstawnej komórki...

Wizualizacja śródnabłonkowych limfocytów śródnabłonkowych gamma delta

Nowy preparat ex vivo do obrazowania rdzenia kręgowego myszy. Protokół ten pozwala na obrazowanie dwufotonowe żywych interakcji komórkowych w całym rdzeniu kręgowym.

Dwufotonowe obrazowanie dynamiki komórkowej w rdzeniu kręgowym myszy

Ten protokół opisuje technikę obrazowania różnych populacji komórek w drenujących węzłach chłonnych bez zmian w strukturze narządu.

Wizualizacja struktury węzłów chłonnych i lokalizacji komórkowej za pomocą mikroskopii konfokalnej ex-vivo

Opisujemy metodę wizualizacji IELs γδ znakowanych GFP za pomocą obrazowania przyżyciowego mysiego jelita cienkiego za pomocą mikroskopii konfokalnej z odwróconym wirującym dyskiem. Technika ta umożliwia śledzenie żywych komórek w błonie śluzowej przez okres do 4 godzin i może być wykorzystana do badania różnych interakcji jelitowych między układem odpornościowym a nabłonkiem.

Obrazowanie przyżyciowe limfocytów śródnabłonkowych w jelicie cienkim myszy

Ten protokół opisuje technikę przewlekłego wszczepiania okien czaszkowych, która może być używana do podłużnego obrazowania struktur nerwowo-glejowo-naczyniowych, interakcji i funkcji zarówno w zdrowych, jak i chorych warunkach. Służy jako alternatywa uzupełniająca dla metody obrazowania przezczaszkowego, która, choć często preferowana, ma pewne krytyczne ograniczenia.

Precyzyjne mapowanie mózgu w celu wykonywania powtarzalnych obrazowań in vivo dynamiki neuroimmunologicznej u myszy

Obrazowanie in vivo jest potężnym narzędziem do badania biologii w zdrowiu i chorobie. Protokół ten opisuje obrazowanie przezźrenicowe siatkówki myszy za pomocą standardowego mikroskopu dwufotonowego. Zademonstrowano również różne metody obrazowania in vivo, które umożliwiają fluorescencyjne znakowanie wielu kohort komórkowych siatkówki.

Przezźrenicowe dwufotonowe obrazowanie in vivo siatkówki myszy

W obecnym protokole, funkcja bariery śródbłonkowej gruczołu podżuchwowego (SMG) została oceniona poprzez wstrzyknięcie różnych molekularnych znaczników fluorescencyjnych do żył kątowych badanych modeli zwierzęcych in vivo pod dwufotonowym laserowym mikroskopem skaningowym.

In vivo (in vivo) Wykrywanie przepuszczalności naczyń krwionośnych w mysim gruczole podżuchwowym

Poznaj metodę dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych u myszy in vivo. Protokół umożliwia pięciogodzinną obserwację przepływu limfy i usuwania erytrocytów przy zachowaniu fizjologicznych warunków.

Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy (Wideo) | JoVE Journal

Możliwość odtworzenia ustawień dla in vivo dwufotonowego obrazowania kurczliwości naczyń chłonnych szyjnych i przepływu limfy u myszy

Przeglądaj więcej filmów