Name: Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-01-30T14:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Poznaj metodę odlewania rozpuszczalnika do wytwarzania rozpuszczających plastrów mikroigłowych DMAP i ich charakterystykę mechaniczną oraz biomedyczną. Protokół obejmuje ocenę właściwości mechanicznych i penetracji skóry.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta publikacja jest częścią grantu PID2020-114530GA-I00 finansowanego przez MCIN/AEI/10.13039/501100011033. Ilustracja na Rysunku 1 została stworzona przy użyciu Biorender.com na podstawie aktywnej licencji.

Odczynniki i sprzęt użyty w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Produkcja rozpuszczających się mikroigieł przez wirowanie
<ol>
	<li>Przygotuj wodną rozpraszanie koloidalną składników DMAP, rozpuszczając je w odpowiedniej ilości wody i intensywnie mieszając. W zależności od wybranych polimerów i stężenia, czas dyspersji może się różnić. W razie potrzeby warto umiarkowanie podgrzać wodę (40-45 °C), aby ułatwić rozproszenie polimeru. UWAGA: Najczęściej stosowane polimery do przygotowania DMAP to poli(winyl-pirolidon) (PVP), guma karaya, kwas hialuronowy (HA), poli(metylo-winylowy eter, alt-maleinowy) (PMVE-MA), polipoli (alkohol winylowy) (PVA), karboksymetyloloza (CMC), chitozan itp., jednak można stosować dowolne inne materiały rozpuszczalne w wodzie o optymalnych właściwościach. W większości formuł typowe stężenie robocze wynosi od 5% do 30% masy masowej. Niższe stężenia zazwyczaj dają szybko rozpuszczające się DMAP, podczas gdy wyższe stężenia dają urządzenia wolno rozpuszczające się. Jednak optymalne stężenie musi być ustalone empirycznie, przygotowując różne prototypy DMAP, ponieważ zależy od masy cząsteczkowej, lepkości oraz pożądanych właściwości mechanicznych mikroigieł polimeru.</li>
	<li>Pozwól polimerom mieszać minimalnie przez noc, aby osiągnąć pełną dyspersję, jednocześnie pozwalając usunąć pęcherzyki powietrza.</li>
	<li>Wiruj dyspersję polimerową, jeśli pęcherzyki powietrza utrzymują się (1000 x g; 5 min; 25 °C).</li>
	<li>Dodaj ładunek (lek lub nanocząstkę) w pożądanym stężeniu i mieszaj umiarkowanie, aż stanie się jednorodny, bez wprowadzania nowych pęcherzyków powietrza.</li>
	<li>Utylizuj formy PDMS w płytkach z 12 dołkami. W tym celu umieść formy w studniach za pomocą gliny modelarskiej, cementu dentystycznego lub podobnego materiału.</li>
	<li>Odlew 50 μL mieszanki polimerowej z lekami na formy PDMS i wirówkę (3000 x g; 5 min; 25 °C). Następnie obróć płyty o 180° i powtórz proces wirowania, aby zapewnić wypełnienie wszystkich jamek przypominających igły.</li>
	<li>Ostrożnie usuń nadmiar dyspersji polimerowej załadowanej lekami. Użyj pipety do przeniesienia dyspersji polimerowej, jeśli jest ona cieczą; Użyj szpatułki, jeśli jest bardzo lepka.</li>
	<li>Powtórz proces podwójnej wirowania (krok 1.6), aby ponownie włożyć do formy wszelkie polimerowe dyspersje z lekami, które mogły się przelać podczas poprzedniego etapu.</li>
	<li>Susz dyspersję polimerową wypełnioną lekami w formach pod próżnią (600 mBar; 30 min; 25 °C).</li>
	<li>Powtórz protokół co najmniej dwa razy od kroku 1.6-1.9, aby zapewnić prawidłowe wypełnienie form głównych dyspersją polimerową z lekami. UWAGA: Siła odśrodkowa może być stopniowo zmniejszana o 500 x g (25 °C) przy każdym powtórzeniu.</li>
	<li>Przygotuj wysoko skoncentrowaną dyspersję polimerową wolną od leku, aby stworzyć podstawę urządzenia DMAP. Zapewni to, że lek obecny w dyspersji wypełnionej w jamach pleśni nie wróci do płyty podstawowej.</li>
	<li>Odlew 50 μL swobodnej dyspersji polimerowej na formy PDMS i rozprowadzaj przez dwukrotne wirowanie, w tym na płytkach środkowych, o obrócie o 180° (500 x g; 5 min; 25 °C; 2x). Po wirowaniu dodaj 100 μL dyspersji do każdej formy, a po 12 godzinach dodaj dodatkowe 50 μL do płyty podstawowej.</li>
	<li>Zostaw DMAP-y w formach PDMS, aby wyschły przez 3-5 dni w temperaturze pokojowej w suchym osuszaczu.</li>
	<li>Demontuj DMAP z PDMS ostrożnie za pomocą kleszczy lub odklej je taśmą celulozową (Rysunek 1).</li>
	<li>Scharakteryzuj wyprodukowane DMAP-y (patrz krok 3).</li>
</ol>
2. Produkcja rozpuszczających się układów mikroigiełowych przez zastosowanie dodatniego ciśnienia
<ol>
	<li>Postępuj podobnie jak opisano w poprzedniej sekcji aż do kroku 1.5.</li>
	<li>Odlew 150 μL mieszanki polimerowej wypełnionej lekami na formy PDMS i umieść je w zbiorniku ciśnieniowym.</li>
	<li>Napełnij zbiornik ciśnieniowy powietrzem, aż ciśnienie osiągnie 3-4 bary przez co najmniej 15 minut.</li>
	<li>Ostrożnie usuń nadmiar dyspersji polimerowej załadowanej lekami. W takim celu, jeśli dyspersja polimerowa jest cieczą, użyj pipety, a jeśli jest znacznie lepka, usuń ją szpatułką.</li>
	<li>Powtarzaj stosowanie ciśnienia (kroki 2.2-2.3), aby ponownie wprowadzić do formy wszelkie polimerowe dyspersje z lekami, które mogły się przelać podczas poprzedniego etapu.</li>
	<li>Susz dyspersję polimerową wypełnioną lekami w formach pod próżnią (600 mbar; 30 min; 25 °C).</li>
	<li>Przygotuj wysoko skoncentrowaną dyspersję polimerową wolną od leku, aby stworzyć podstawę urządzenia DMAP. Zapewni to, że lek obecny w dyspersji wypełnionej w jamach pleśni nie wróci do płyty podstawowej.</li>
	<li>Wylej 0,2 g dyspersji polimerowej z wolnego leku na formy PDMS i zastosuj dodatnie ciśnienie, jak opisano w kroku 2.3.</li>
	<li>Postępuj podobnie jak opisano w poprzedniej sekcji od kroku 1.13.</li>
</ol>
3. Charakterystyka DMAP
UWAGA: W tym etapie zastosowano metody użycia tkanek skóry ludzkiej i/lub zwierzęcej zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Dodatkowo metody polegające na użyciu próbek skóry zwierzęcej zostały przeprowadzone zgodnie z zasadą 3R dla eksperymentów na zwierzętach.
<ol>
	<li>Wizualizuj DMAP-y za pomocą mikrokamery z odpowiednim powiększeniem, aby rozróżnić projekcje igiełkowe7. UWAGA: Jeśli zostały naładowane kolorowym lekiem lub barwnikiem, należy zachować inny kolor między końcówkami a podstawą.</li>
	<li>Przymocuj DMAP-y do urządzenia nośnego i wizualizuj morfologię oraz długość projekcji przypominających mikroigły za pomocą mikroskopii optycznej. Należy zachować strukturę ostrego końcówki. Zapisz długość projekcji przypominających mikroigły odpowiednim oprogramowaniem do mikroskopu optycznego. UWAGA: Aby zmierzyć długość mikronakłucia mikroskopem optycznym, MAP muszą być wyświetlane prostopadle do obiektywów. Pomiary długości oraz kształt mikroigłowatych wyrzutów muszą być potwierdzone za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej.</li>
	<li>Oceń właściwości mechaniczne DMAP w odniesieniu do odkształcenia mikroigieł po sprężeniu do powierzchni stałej. W tym celu umieść urządzenie DMAP w komercyjnie dostępnym aplikatorze DMAPs i spręż je na stalowej płaskiej powierzchni przez 30 sekund. Po sprężeniu zapisz długość mikroigłowych projekcji i oblicz procent odkształcenia, porównując go z długością początkową zgodnie z następującym równaniem7: 
	<img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/69923/69923eq1.jpg" style="margin: auto;" /> Gdzie ho ih f oznaczają długość microigieł odpowiednio przed i po kompresji. UWAGA: Jeśli jest to możliwe, użycie analizatora tekstur standaryzuje siłę ściskania. W takim przypadku siła 32 N/array naśladuje średnią siłę kciuka, jaką pacjenci stosują podczas samodzielnego stosowania urządzeń DMAP.</li>
	<li>Określ wstępną zdolność wprowadzania DMAP metodą zastępczej sztucznej skóry opartą na termoplastycznych arkuszach wykonanych z materiału typu olefin8. W tym celu skompresuj urządzenie DMAP na ośmiu oprawionych arkuszach, zgodnie z warunkami opisanymi w kroku 3.4. Liczba otworów powstałych w każdej warstwie jest obserwowana mikroskopią optyczną lub kamerą mikroskopową, a procent penetracji na różnych głębokościach obliczany. UWAGA: Komercyjnie dostępne arkusze termoplastyczne zazwyczaj mają grubość 127 μm.</li>
	<li>Określ zdolność wprowadzania DMAP ex vivo za pomocą wcześniej usuniętych i starannie przyciętych roślin ze skóry ludzkiej, wieprzowej lub gryzoni. Oczyść roślinę z napiętej ilości wody wodą, mocz ją na 1-2 minuty, a następnie umieść ją na piankowej warstwie aluminiowej z bokiem warstwy rogówki skierowanym do góry.<ol>
		<li>Przejdź do wstawiania w warunkach opisanych w kroku 3.4. DMAP-y zostaw włożone do skóry aż do rozpuszczenia końcówek mikronagłówek. Jeśli DMAP są naładowane barwnikami lub lekami kolorowymi, zabarwienie wewnętrznych i zewnętrznych stron skóry ujawnia pomyślne wprowadzenie DMAPs9. Ponadto mikrokanały można obserwować poprzez analizę histologiczną przekrojów skóry7. UWAGA: Ten krok, obejmujący ex vivo skórę ludzką lub zwierzęcą, został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi i zatwierdzeniem Komitetu Etyki Badań Ludzkich i Zwierząt Uniwersytetu w Walencji. Uzyskano świadomą zgodę tam, gdzie to było stosowne, a wszystkie eksperymenty były zgodne z instytucjonalnymi i europejskimi standardami etycznymi dotyczącymi wykorzystania tkanek ludzkich i zwierzęcych w badaniach biomedycznych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Określ zawartość wody pozostałej za pomocą analizy termograwimetrycznej. Utrata masy ciała obserwowana do 100-110 °C przypisuje się pozostałej wodzie10. UWAGA: W zależności od źródła literatury, maksymalna dozwolona zawartość wody pozostałej wynosi 5%-10% całkowitej masy, aby zapewnić optymalne suszenie DMAP.</li>
	<li>Ilościowo określić ładunek poprzez zanurzenie DMAP w 5-10 mL wody (lub alternatywnie w odpowiednim wodnym medium uwalniającym dla analizowanego leku) w temperaturze 32-37 °C oraz ilościowe określenie ilości ładunku za pomocą optymalnej metody analitycznej. UWAGA: Spektrofotometria UV-Vis jest powszechnie stosowana do analizy małych cząsteczek. Dla związków o niskich granicach wykrywalności i ilościowości zaleca się wysokowydajną chromatografię cieczową (HPLC) w połączeniu z detekcją UV-Vis, fluorescencją lub elektrochemiczną. HPLC w połączeniu ze spektrometrią mas może być stosowana, gdy wymagana jest wyjątkowa czułość i specyficzność. Analityczne określenie białek i przeciwciał zazwyczaj przeprowadza się za pomocą testów kwasu bicynchoninowego (BCA) oraz immunotestów, takich jak enzymatyczny immunosorbent assay (ELISA) lub Western blotting. Profile uwalniania leków uzyskuje się poprzez pobieranie próbek (0,2-1 mL) w ustalonych punktach czasowych z uwalniającego mediumwodnego 11. Po każdym punkcie próbkowania odejmowana objętość jest zastępowana tą samą objętością odpuszczonego medium uwalniającego, aby uniknąć błędów związanych z autokoncentracją próbek.</li>
	<li>Oceń stabilność DMAP, powtarzając powyższe testy charakteryzacyjne, aby upewnić się, że cechy DMAP pozostają stałe podczas okresu przechowywania w zaprojektowanych warunkach. UWAGA: Jeśli ładunek jest termostabilny, DMAP są zazwyczaj przechowywane w temperaturze pokojowej (25 °C). W przypadku termoczułych składników aktywnych DMAP przechowywane są w temperaturze 4 °C. Wilgotność względna powinna być utrzymwana poniżej 30%. Stabilność DMAP jest rutynowo monitorowana przez okres sześciu miesięcy.</li>
	<li>Określ proces nałożenia i absorpcji skóry przez lek ex vivo za pomocą układu komórek dyfuzji Franza (FDC). W tym celu przygotuj skórę zgodnie z opisaniem i włóż DMAP-y do struktury skóry na 30 sekund, zgodnie z krokiem 3.6.<ol>
		<li>Następnie przyklej komorę dawcy FDC do skóry odpowiednią ilością cyjanoakrylianu. Po wyschnięciu przymocuj kompleks komory skóra-dawca do komory receptorowej za pomocą odpowiednich zacisków12. Na koniec należy stosować protokół próbkowania opisany w podsekcji 3.5. UWAGA: Ten krok dotyczący ex vivo skóry ludzkiej lub zwierzęcej został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi i zatwierdzeniem Komitetu Etyki Badań Ludzkich i Zwierzęcych Uniwersytetu w Walencji. Uzyskano świadomą zgodę tam, gdzie to było stosowne, a wszystkie eksperymenty były zgodne z instytucjonalnymi i europejskimi standardami etycznymi dotyczącymi wykorzystania tkanek ludzkich i zwierzęcych w badaniach biomedycznych. Jeśli DMAP rozpuszczają się powoli, przymocuj je do skóry za pomocą chirurgicznych taśm klejących, aby zapobiec autowydalaniu ze struktury skóry.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ocena biokompatybilności in vitro za pomocą testów aktywności metabolicznej, takich jak testy na bazie tetrazoliu i resazurinu, lub testów proliferacji, w tym testów 5-Bromo-2'-deoksyurydyny bromodeoksyurydyny (BrdU), zgodnie z instrukcjami producenta. UWAGA: Preferowane linie komórkowe to keratynocyty, fibroblasty lub melanocyty. Komórki nienarcone na działanie DMAP są zazwyczaj stosowane jako kontrolę negatywną, podczas gdy komórki traktowane 1% siarczanem sodu dodecylowym (SDS) pełnią funkcję kontroli pozytywnej. Ocena biokompatybilności zależy od profilu rozpuszczania DMAP. W przypadku szybko rozpuszczających się DMAP (rozpuszczających się w ciągu 24 godzin) stosuje się metodę opartą na ekstrakcji, gdzie urządzenie jest rozpuszczane przed ekspozycją komórki. W przypadku wolno rozpuszczających się DMAP stosuje się metodę bezpośredniego kontaktu, a urządzenie dodaje się bezpośrednio do zasiewających otworów. Zgodnie z międzynarodowymi normami ISO 10993, wyniki żywotności komórek >70% są uznawane za nietoksyczne.</li>
</ol>

<ol><li>Bos, J. D., Meinardi, M. M. H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+500+Dalton+rule+for+the+skin+penetration+of+chemical+compounds+and+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Dermatol%22%5BJournal%5D)">The 500 Dalton rule for the skin penetration of chemical compounds and drugs.</a> Exp Dermatol. 9 (3), 165-169 (2000).</li>
<li>Guillot, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microneedle-based+delivery%3A+An+overview+of+current+applications+and+trends%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Microneedle-based delivery: An overview of current applications and trends.</a> Pharmaceutics. 12 (6), 569(2020).</li>
<li>Guillot, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exploration+of+microneedle-assisted+skin+delivery+of+cyanocobalamin+formulated+in+ultraflexible+lipid+vesicles%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharm+Biopharm%22%5BJournal%5D)">Exploration of microneedle-assisted skin delivery of cyanocobalamin formulated in ultraflexible lipid vesicles.</a> Eur J Pharm Biopharm. S0939-6411 (22), 00138-00142 (2022).</li>
<li>Kalluri, H., Banga, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Formation+and+closure+of+microchannels+in+skin+following+microporation%5BTitle%5D)+AND+%22Pharm+Res%22%5BJournal%5D)">Formation and closure of microchannels in skin following microporation.</a> Pharm Res. 28 (1), 82-94 (2011).</li>
<li>Guillot, A. J., Melero, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%28Re%29evolution+in+nanoparticles-loaded+microneedle+delivery+systems%3A+are+we+getting+closer+to+a+clinical+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Nanomedicine%22%5BJournal%5D)">(Re)evolution in nanoparticles-loaded microneedle delivery systems: are we getting closer to a clinical translation.</a> Nanomedicine. 20 (10), 1195-1207 (2025).</li>
<li>Guillot, A. J., Martínez-Navarrete, M., Bernabeu-Martínez, J. A., Cordeiro, A. S., Melero, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGuillot%2C+AJ+%22Microneedles%3A+Fabrication%2C+characterization+and+translational+potential%22">Microneedles: Fabrication, characterization and translational potential</a>. , Springer. Singapore. doi: 10.1007/978-981-96-3916-8_1 (2025).</li>
<li>Guillot, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyanocobalamin-loaded+dissolving+microneedles+diminish+skin+inflammation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22J+Control+Release%22%5BJournal%5D)">Cyanocobalamin-loaded dissolving microneedles diminish skin inflammation in vivo.</a> J Control Release. 375, 537-551 (2024).</li>
<li>Larrañeta, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+proposed+model+membrane+and+test+method+for+microneedle+insertion+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pharm%22%5BJournal%5D)">A proposed model membrane and test method for microneedle insertion studies.</a> Int J Pharm. 472 (1), 65-73 (2014).</li>
<li>Martínez-Navarrete, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclosporin+A-loaded+dissolving+microneedles+for+dermatitis+therapy%3A+Development%2C+characterisation+and+efficacy+in+a+delayed-type+hypersensitivity+in+vivo+model%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Deliv+Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Cyclosporin A-loaded dissolving microneedles for dermatitis therapy: Development, characterisation and efficacy in a delayed-type hypersensitivity in vivo model.</a> Drug Deliv Transl Res. 14 (12), 3404-3421 (2024).</li>
<li>Kolluru, C., Gomaa, Y., Prausnitz, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+thermostable+microneedle+patch+for+polio+vaccination%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Deliv+Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a thermostable microneedle patch for polio vaccination.</a> Drug Deliv Transl Res. 9 (1), 192-203 (2019).</li>
<li>Larrañeta, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+facile+system+to+evaluate+in+vitro+drug+release+from+dissolving+microneedle+arrays%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Pharm%22%5BJournal%5D)">A facile system to evaluate in vitro drug release from dissolving microneedle arrays.</a> Int J Pharm. 497 (1-2), 62-69 (2016).</li>
<li>Martínez-Navarrete, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+ex+vivo+skin+retention+of+bicalutamide+using+a+nano-in-micro+composite%3A+drug-loaded+lipid+vesicles+in+a+dissolving+microarray+patch%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Pharm+Biopharm%22%5BJournal%5D)">Enhanced ex vivo skin retention of bicalutamide using a nano-in-micro composite: drug-loaded lipid vesicles in a dissolving microarray patch.</a> Eur J Pharm Biopharm. 212, 114728(2025).</li>
<li>Mansoor, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microneedle-based+vaccine+delivery%3A+Review+of+an+emerging+technology%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+PharmSciTech%22%5BJournal%5D)">Microneedle-based vaccine delivery: Review of an emerging technology.</a> AAPS PharmSciTech. 23 (4), 1-12 (2022).</li>
<li>Guillot, A. J., Martínez-Navarrete, M., Zinchuk-Mironova, V., Melero, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microneedle-assisted+transdermal+delivery+of+nanoparticles%3A+Recent+insights+and+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Wiley+Interdiscip+Rev+Nanomed+Nanobiotechnol%22%5BJournal%5D)">Microneedle-assisted transdermal delivery of nanoparticles: Recent insights and prospects.</a> Wiley Interdiscip Rev Nanomed Nanobiotechnol. 15 (4), e1884(2023).</li>
<li>ISO 10993-1:2018. Biological evaluation of medical devices - Part 1: Evaluation and testing within a risk management process. , ISO. 
 <a target="_blank" href="https://www.iso.org/standard/68936.html">https://www.iso.org/standard/68936.html</a> (2025).</li>
<li>ISO/TS 10993-19:2020. Biological evaluation of medical devices - Part 19: Physico-chemical, morphological and topographical characterization of materials. , ISO. 
 <a target="_blank" href="https://www.iso.org/standard/75138.html">https://www.iso.org/standard/75138.html</a> (2025).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktów interesów ani istotnych interesów finansowych.

Opisany tutaj protokół pozwala na przygotowanie DMAP-ów. Jednak wszechstronność i szeroki zakres materiałów polimerowych, które mogą być używane do produkcji DMAP, umożliwiają produkcję urządzeń rozpuszczających o różnych właściwościach. Przedstawione wyniki odpowiadają szybko rozpuszczającym się DMAP, ponieważ zostały one wyprodukowane za pomocą PVP, polimeru o wysokiej dyspersji wodnej w niskim stężeniu. Czas rozpuszczania DMAP można łatwo dostroić, po prostu podstawiając polimer lub zmieniając jego stężenie. Dlatego w...

Chociaż miejscowe i transdermalne podawanie farmakologicznie aktywnych substancji przez skórę i do skóry jest uważane za obiecującą alternatywę dla doustnego podawania, wiąże się ze znacznymi wyzwaniami ze względu na naturalną funkcję bariery skórnej wywieraną przez warstwę rogówki . To ograniczenie dotyczy szczególnie dużych cząsteczek, szczególnie tych o masie cząsteczkowej >500 Da1. Dodatkowo pasywna dyfuzja przez skórę innych cząsteczek o specyficznych właściwościach fizykochemicznych, takich jak zauważalna hydrofilność czy lipofiliczność, jest również ograniczona. Zaproponowano różne strategie technologiczne mające na celu przezwyciężenie tej bariery, w tym jonoforeza, sonoforeza, elektroporacja, stosowanie chemicznych wzmacniaczy, metody termiczne oraz systemy w rozmiarze nano. Niemniej jednak, plastry mikronakłute (MAP) wyróżniają się spośród nich kilkoma zaletami: ekstremalną skutecznością w neutralizacji funkcji warstwy rogówki , opłacalnością, bezbolesnym doświadczeniem dla pacjentów oraz możliwością samodzielnego podawania bez udziału personelu medycznego2.
MAP to urządzenia zawierające mikrowymiarowe, igiełkowate wyrzutki, które przebijają warstwę rogówki i omijają barierę naskórną. W literaturze opisano kilka typów MAP, a mianowicie: stałe, powłokowane, rozpuszczające się, pęczniące oraz puste MAP. Rozpuszczające MAP (DMAP) składają się z rozpuszczalnych w wodzie materiałów polimerowych i stosują strategię "nakłucia i uwolnienia", co tłumaczy ich dodatkowe cechy. W szczególności rozpuszczają się po włożeniu do struktury skóry, gdy mają kontakt z płynami śródmiąższowymi, uwalniając ich zawartość. W porównaniu ze strategią "nakłucia i łatania" stosowaną przez MAP stałe, gdzie służą do tworzenia mikrokanałów w strukturze skóry umożliwiających przejście następnie miejscowo zastosowanej formuły 3,4, podejście "nakłucia i uwolnienia" nie jest podlegane czasowi, w którym mikrokanały pozostają otwarte. Strategia "poke and flow" wymaga przygotowania pustych MAP, których architektura jest znacznie bardziej złożona i trudna do wyprodukowania. Dodatkową zaletą DMAP jest to, że nie generują ostrych odpadów po aplikacji, co zmniejsza ryzyko urazów igłą i zanieczyszczenia biologicznego. Ponadto ich proste i minimalnie inwazyjne zastosowanie umożliwia pacjentom możliwość samodzielnego podania, wspierając ich zastosowanie w miejscach o ograniczonych zasobach lub geograficznie odległych, gdzie dostęp do wykwalifikowanego personelu medycznego, infrastruktury medycznej i bezpiecznych systemów utylizacji ostrych przedmiotów jest ograniczony2. Środowisko naukowe skupiające się na podawaniu leków skórnych i transdermalnych coraz częściej sięga po technologię MAPs, szczególnie DMAP, aby przezwyciężyć ograniczenia wspomnianych strategii. Chociaż pierwsza publikacja na temat MAP sięga lat 80., technologia ta doświadczyła dużego rozwoju na początku lat 2000. Od tego czasu liczba publikacji wzrosła wykładniczo, osiągając obecnie około 500 artykułówrocznie.
DMAP są zazwyczaj produkowane metodą odlewania rozpuszczalnika lub mikroformowaniem6. Technika ta opiera się na użyciu negatywowych form głównych o pożądanym kształcie i długości MAP. Po odlewaniu dyspersji polimerowych wypełnionych lekami lub nawet nanowymiarowymi systemami, na nią przystosowana jest zewnętrzna siła, aby wypełnić mikroigłowate szczeliny formy głównej. Po wyschnięciu DMAP można ostrożnie wyjmować, odklejając je lub rozpuszczając główną formę za pomocą środka chemicznego. Te formy główne wykonane są z różnych materiałów, z których najczęściej spotykany jest polidimetylosiloksan (PDMS), dzięki swojej elastyczności i niskiej przyczepności, co ułatwia wyjmowanie z form DMAP. Przygotowanie form głównych zazwyczaj odbywa się metodami litograficznymi; jednak obecnie dostępne są komercyjne formy PDMS o różnych kształtach, długościach i gęstościach mikroigieł.
Tutaj przedstawiono wytyczne dotyczące przygotowania DMAP z użyciem techniki odlewania rozpuszczalnika. W takim przypadku proces wykonywany jest przy użyciu siły odśrodkowej lub stosowania dodatniego ciśnienia. Pozwala to na efektywny protokół alternatywny dla kosztownych metod produkcji urządzeń biomedycznych opartych na MAP, umożliwiając szerszej grupie badaczy włączanie MAP do badań nad skórą. Dodatkowo, niezbędne cechy dla celów naukowych i podstawowych poprzedzających badania in vivo obejmują długość i geometrię igły, odporność mechaniczną na ściskanie, wydajność wkładania ex vivo , ładowanie i uwalnianie leku, zawartość wody pozostałej, stabilność, absorpcję leku ex vivo oraz profil bezpieczeństwa in vitro .

<table><tbody><tr><td>Płytka 12-dołkowa do hodowli komórkowej</td><td>Nie ma</td><td>Nie ma</td><td>Brak specyfikacji. Odpowiednia jest każda komercyjna płytka do hodowli komórek 12-dołkowa</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Eppendorf</td><td>Wirówka 5810 G</td><td>Można je zastąpić dowolną inną wirówką przystosowaną do płytek hodowli komórkowych</td></tr><tr><td>Błękit metylenowy</td><td>Sigma Aldrich</td><td>66720</td><td>CAS 122965-43-9. Można je zastąpić dowolną inną farbą lub marką</td></tr><tr><td>Modelarska glina</td><td>Nie ma</td><td>Nie ma</td><td>Brak specyfikacji. Każda komercyjna glina modelarska jest odpowiednia</td></tr><tr><td>Folie termoplastyczne typu olefin</td><td>Amcor</td><td>PM996</td><td>Parafilm M</td></tr><tr><td>Poliuretan (alkohol winylowy) (PVA) MW: 9-10 kDa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>363146</td><td>CAS 9002-89-5. Można je zastąpić przez dowolną inną markę</td></tr><tr><td>Poli(winyl-pirolidon) (PVP) MW: 40 kDa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>PVP40</td><td>CAS 9003-39-8. Można je zastąpić przez dowolną inną markę</td></tr><tr><td>Formy z polidimetylosiloksanu (PDMS)</td><td>Technologie mikropunktowe</td><td>ST-06</td><td>Rozkład igieł w tablicy 15 x 15; Wysokość 600 & micro; m; Base 200 & micro; m; Rozstaw igły 500 &m. Można je zastąpić przez inne formy PDMS o innym kształcie i długości wnęki</td></tr><tr><td>Zbiornik ciśnieniowy</td><td>Protrima</td><td>AT-10HT</td><td>Można go zastąpić dowolnym innym zbiornikiem ciśnieniowym obsługującym ciśnienie 4 bary</td></tr></tbody></table>

rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach

Dissolving Microneedle Array Patches Manufactured By Solvent Casting Technique and Essential Characterization of Microneedle-Based Biomedical Devices

Technologia oparta na mikroigłach zrewolucjonizowała dziedzinę badań nad skórą i transdermalnym dostarczaniem i obecnie uważana jest za najprostsze podejście do podawania leków przez skórę. Sukces mikronakłutych plastrów (MAP) wynika głównie z ich zdolności do neutralizowania funkcji bariery skórnej, która uniemożliwia wejście leków miejscowo poprzez bezbolesne przekłucie warstwy rogówki . Rozpuszczające MAP (DMAP) wyróżniają się spośród innych typów urządzeń opartych na MAP ze względu na biokompatybilność ich składników, możliwość samodzielnego podawania przez pacjentów oraz brak ostrych odpadów powstających po użyciu. DMAP zwykle wykonane są z materiałów polimerowych, które rozpraszają się po włożeniu do skóry, gdy mają kontakt z płynami śródmiąższowymi, uwalniając ich ładunek. Na poziomie stołowym DMAP są zazwyczaj produkowane metodą odlewania rozpuszczalnika, która polega na użyciu negatywnych form głównych o pożądanym kształcie i długości MAP, na które odlewane są dysperzje polimerowe z dodatkiem leków. Następnie są zmuszane do wypełniania jamek formy poprzez zastosowanie siły odśrodkowej lub dodatniego ciśnienia. Po wyschnięciu DMAP stają się stałe i są odklejane od form głównych, a przed użyciem rutynowo poddawane są różnym badaniom charakteryzacyjnym. Testy te zazwyczaj obejmują badanie właściwości mechanicznych DMAP, określenie zawartości wody pozostałej, zdolność ex vivo do penetracji struktury skóry, wydajność uwalniania leków oraz ocenę zgodności biobiochemicznej in vitro .

Produkowane DMAP muszą oznaczać jednorodny wygląd z udanym powstaniem mikronagłowatych wypustek, jak pokazano na Rysunku 2A. Gdy kolorowy ładunek jest ładowany wyłącznie do struktury mikroigiełkowej, niewielka ilość leku może zanieczyścić podstawę DMAP z powodu przepełnienia końcówek leków lub niepełnego czyszczenia przed odlewem dyspersji polimerowej wolnego leku. Jednak wyraźna jest różnica między tymi dwoma strukturami. Podczas wizualizacji za pomocą mikroskopii optycznej, wyrzutki przypo...

Niniejsze prace mają na celu służyć jako praktyczny przewodnik, umożliwiający badaczom przygotowanie własnych urządzeń DMAP przy użyciu metody odlewania rozpuszczalnika, znanej również jako mikroformowanie, oraz przeprowadzenie podstawowej charakterystyki.

Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach

Microneedle-based technology has revolutionized the field of skin and transdermal delivery research and is considered nowadays as the most straightforward ...

Nasze badania koncentrują się głównie na optymalizacji podawania leków do skóry przy użyciu nano- i mikrosystemów, takich jak urządzenia oparte na mikronakłuciach. To badanie oferuje wykonalną i powtarzalną metodę przygotowania rozpuszczających się mikroigieł. Na początek przygotuj wodną rozpraszanie koloidalną składników DMAP, rozpuszczając je w odpowiedniej ilości wody.Mieszankę intensywnie mieszać, aby uzyskać równomierną dyspersję. Pozwól polimerom mieszać minimalnie przez noc, aby osiągnąć pełną dyspersję, a pęcherzyki powietrza rozproszyły się podczas tego długiego okresu mieszania. Jeśli pęcherzyki powietrza utrzymują się, wiruj dyspersję polimerową w 1000 G przez pięć minut w temperaturze 25 stopni Celsjusza.Dodaj ładunek w pożądanym stężeniu do dysperserii polimerowej i mieszaj mieszaninę umiarkowanie, aż stanie się jednorodna, bez wprowadzania nowych pęcherzyków powietrza. Aby umieścić formy w odwiertach, użyj modelingowej gliny lub cementu dentystycznego i wyrzuć formy PDMS do płyty z 12 dołkami. Następnie odlałem 20 mikrolitrów mieszanki polimerowej z załadowanym lekiem na formy PDMS.Włóż płytę do wirówki i obracaj w 3000 G przez pięć minut w temperaturze 25 stopni Celsjusza. Teraz obróć płytę o 180 stopni i powtórz wirowanie, aby upewnić się, że wszystkie igły przypominają ubytki. Następnie, używając pipety, ostrożnie usuń nadmiar dyspersji polimerowej naładowanej lekami z form.Susz dyspersję polimerową z lekiem w formach, umieszczając je w próżni w temperaturze 600 milibarów przez 30 minut w temperaturze 25 stopni Celsjusza. Przygotuj wysoko skoncentrowaną dyspersję polimerową wolną od leków, aby utworzyć płytkę bazową urządzenia DMAP. Upewnij się, że dyspersja jest jednorodna przed użyciem.Następnie odlać 50 mikrolitrów dyspersji polimerowej wolnej od leków na formy PDMS. Umieść płytkę w wirówce i obróć dwa razy, w tym obrót płyty o 180 stopni. Po wirowaniu dodaj 100 mikrolitrów dyspersji do każdej formy, a po 12 godzinach kolejne 50 mikrolitrów do płytki podstawowej.Pozostawij DMAP-y w formach PDMS do wyschnięcia przez trzy do pięciu dni w temperaturze pokojowej w suchym uszczelniaczu do suszenia. Ostrożnie odklej DMAP z form PDMS za pomocą kleszczy. Alternatywnie, odklej DMAP-y z form za pomocą taśmy celulozowej.W metodzie dodatniego ciśnienia odlew 150 mikrolitrów mieszanki polimerowej załadowanej lekiem na formy PDMS i umieść je w zbiorniku ciśnieniowym. Napełnij zbiornik ciśnieniowy powietrzem, aż ciśnienie osiągnie od trzech do czterech barów. Utrzymuj to ciśnienie przez co najmniej 15 minut.Wizualizuj DMAP-y za pomocą mikrokamery z odpowiednim powiększeniem, aby rozróżnić igły przypominające projekcje. Dostosuj ostrość, aby wyraźnie rozróżnić pojedyncze mikroigły. Następnie przymocuj DMAP-y do urządzenia podtrzymującego, aby zobrazować morfologię oraz długość mikroigiełowych projekcji za pomocą mikroskopii optycznej.Oceń właściwości mechaniczne DMAP-ów, umieszczając urządzenie w komercyjnie dostępnym aplikatorze DMAP-ów. Skompresuj aplikator na płaskiej powierzchni ze stali nierdzewnej przez 30 sekund. Po sprężeniu zapisz długość mikroigłowych rzutów i oblicz procent odkształcenia, porównując długość przed i po sprężaniu.Następnie określ wstępną zdolność wprowadzania DMAP za pomocą metody sztucznej skóry zastępczej opartej na termoplastycznych arkuszach wykonanych z materiału olefinowego. Skompresuj urządzenie DMAP na ośmiu blachach oprawionych przy użyciu tych samych warunków ściskania, które zastosowano do powierzchni stali nierdzewnej. Teraz określ zdolność wkładania DMAP ex vivo za pomocą roślin skóry ludzkiej, wieprzowej lub gryzoni, które zostały wcześniej usunięte i starannie przycięte.Oczyść wytłok ze skóry, mocząc go w obficie wody przez jedną do dwóch minut. Umieść czystą skórę na pianki owiniętej folią aluminiową tak, że strona rogówki stratum skierowana jest do góry. Kontynuuj wprowadzanie przy użyciu tych samych wcześniej opisanych warunków kompresji.Pozostawiaj DMAP włożone do skóry do czasu rozpuszczenia końcówek mikronakłutych i obserwuj, że urządzenie pozostaje w kontakcie ze skórą podczas rozpuszczania. Określ proces nałożenia i absorpcji skóry leków ex vivo za pomocą układu komórek dyfuzji Franz-Dyfuz. Przygotuj preparat do przycinania i czyszczenia według opisanej wcześniej procedury przycinania i czyszczenia, a następnie włóż DMAP do struktury skóry na 30 sekund.Przyklej komorę dawcy komórki Franz-Dyfuzji do skóry, używając odpowiedniej ilości cyjanoakrylanu. Pozwól klejowi całkowicie wyschnąć, a następnie przymocuj kompleks komory dawcy skóry do komory receptorowej za pomocą odpowiednich zacisków. Na koniec przeprowadzić próbkę zgodnie ze standardowym protokołem komórek dyfuzyjnych.Wyprodukowane DMAP-y prezentowały jednolity wygląd z udanym tworzeniem mikroigiełowych wypustek, a barwnik był lokalizowany w wypustkach, przy czym płytka podstawowa pozostawała wolna od leków. Mikroskopia optyczna wykazała, że mikroigły podobne do wyrzutów miały ostre końcówki i nie odkształcały się przed kompresją. Po sprężeniu mikroigły przypominające projekcje wykazały widoczne deformacje struktury.W modelu ze sztuczną skórą DMAP skutecznie przenikały przez termoplastyczną folię, tworząc widoczne otwory. Liczba otworów powstałych w różnych warstwach modelu termoplastycznego koreluje z głębokością wkłucia mikroigieł. Eksplanty skóry myszy wykonane po życiu wykazały postępujące zabarwianie wewnętrznych warstw skóry po założeniu, co jest zgodne z rozpuszczaniem DMAP w czasie.Badanie histologiczne z barwieniem hematoksyliny Eozyną, potwierdzone wszczepienie mikroigłowatych wypustek w przekroje skóry. Do oceny dyfuzji leków za pomocą implantów skórnych zastosowano zestaw komórek Franz-Dyfuz, z wyraźną wizualizacją komory dawcy, skóry i komory receptorowej. Protokół ten stanowi podstawowe wytyczne dla wytwarzania urządzeń mikroigiełowych rozpuszczających, umożliwiając badaczom badanie ich projektu, wydajności i potencjału zastosowań biomedycznych.Kluczowym wyzwaniem jest zapewnienie kompatybilności ładunku z matrycą polimerową. Niektóre ładunki mogą zakłócać właściwości materiałów lub obniżać wydajność mikronagłówek. Przyszłe badania mogą dostosować ten protokół do konkretnych leków i polimerów, optymalizując przygotowanie mikroigieł oraz rozszerzając zastosowania w zastosowaniach terapeutycznych i biomedycznych.

dissolving-microneedle-array-patches-manufactured-solvent-casting

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje konstrukcję multipleksowego czujnika opartego na mikroiigłach. Urządzenie to jest opracowywane w celu prowadzenia pobierania próbek in situ oraz analizy elektrochemicznej wielu analitów w sposób szybki i selektywny. Przewidujemy zastosowanie tych czujników opartych na mikroigłach w medycynie klinicznej oraz badaniach biomedycznych.

Czujnik oparty na pustych mikroiğłach do multipleksowego transdermalanego detekcji elektrochemicznej

Tutaj prezentujemy protokół opisujący proces wytwarzania mikroigieł polimerowych bez formy za pomocą fotolitografii.

Wytwarzanie polimerowych matryc mikroigłowych za pomocą fotolitografii

Egzosomy mają znaczny potencjał kliniczny, ale ich praktyczne zastosowanie jest ograniczone ze względu na łatwą klirens in vivo i słabą stabilność. Mikroigły stanowią rozwiązanie, umożliwiając miejscowe dostarczanie poprzez przebijanie barier fizjologicznych i zachowanie stanu suchego, rozwiązując w ten sposób ograniczenia podawania egzosomów i rozszerzając ich użyteczność kliniczną.

Wytwarzanie i charakterystyka plastrów mikroigłowych do ładowania i dostarczania egzosomów

Niniejszy artykuł przedstawia unikalną metodę wytwarzania form głównych z otworem wentylacyjnym, który zapobiega uwięzieniu powietrza podczas odlewania lepkiego polimeru, umożliwiając wytwarzanie mikroigieł żelatynowych z ostrymi końcówkami. Zmniejszając objętość odlewania żelatyny o wysokiej lepkości, można było również wytwarzać cienkościenne, puste piramidalne mikroigły.

Wykonanie głównej formy do mikroigieł z otworem wentylacyjnym o wielkości mikrona

Protokół ten opisuje wytwarzanie rozpuszczalnych plastrów mikronakłutych zawierających nanomicele α-laktalbuminy wypełnione kapsaicyną. Metoda ta oferuje powtarzalne, minimalnie inwazyjne podejście do ukierunkowanego transdermalnego dostarczania hydrofobowych bioaktywnych substancji do tkanki tłuszczowej, ułatwiając efektywną lokalną redukcję tłuszczu i potencjalnie rozszerzając zastosowanie w leczeniu otyłości.

Wytwarzanie rozpuszczalnych plastrów mikroigiełkowych wypełnionych nanomicelami α-laktalbuminy do transdermalnego dostarczania kapsaicyny i redukcji tkanki tłuszczowej

Grafen oferuje potencjał jako materiał powłokowy dla implantów biomedycznych.  W niniejszej pracy przedstawiono metodę powlekania stopów nitinolu warstwami grafenu o grubości nanometrów i określono, w jaki sposób grafen może wpływać na odpowiedź implantu.

Powłoki grafenowe do implantów biomedycznych

Skonstruowano i scharakteryzowano nowatorski bioreaktor fałdowania głosowego, zdolny do dostarczania fizjologicznie istotnej, wibracyjnej stymulacji do hodowanych komórek. To dynamiczne urządzenie do hodowli, w połączeniu z włóknistym rusztowaniem poli(ε-kaprolaktonu), tworzy środowisko wokalno-mimetyczne, które moduluje zachowanie mezenchymalnych komórek macierzystych.

Budowa i charakterystyka nowego bioreaktora fałdów głosowych

Ten protokół szczegółowo opisuje metodę izolowania pęcherzyków zewnątrzkomórkowych (EV), małych błoniastych cząsteczek uwalnianych z komórek, z zaledwie 10 μl próbek surowicy. Takie podejście pozwala obejść potrzebę ultrawirowania, wymaga tylko kilku minut czasu na oznaczenie i umożliwia izolację EV od próbek o ograniczonej objętości.

Papierowe urządzenia do izolacji i charakterystyki pęcherzyków zewnątrzkomórkowych

Przedstawiamy eksperymentalny protokół tworzenia dwuwarstwy lipidowej na stałych podłożach bez użycia pęcherzyków lipidowych. Demonstrujemy jednoetapową metodę tworzenia dwuwarstwy lipidowej na dwutlenku krzemu i złocie, a także na membranach nośnych z domeną wzbogaconą w cholesterol do różnych zastosowań biologicznych.

Wytwarzanie biomembrany metodą dwuwarstwy lipidowej wspomaganej rozpuszczalnikiem (SALB)

Bioaktywne i mechanicznie niezawodne rusztowania metalowe zostały wyprodukowane metodą składającą się z dwóch procesów, dynamicznego odlewania zamrażalnego w celu wytworzenia porowatego Ti oraz powlekania i zagęszczenia rusztowań Ti. Proces zagęszczania jest prosty, skuteczny i ma zastosowanie do wytwarzania rusztowań o stopniu funkcjonalnym.

Produkcja mechanicznie przestrajalnych i bioaktywnych rusztowań metalowych do zastosowań biomedycznych

Poznaj metodę odlewania rozpuszczalnika do wytwarzania rozpuszczających plastrów mikroigłowych DMAP i ich charakterystykę mechaniczną oraz biomedyczną. Protokół obejmuje ocenę właściwości mechanicznych i penetracji skóry.

Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach (Wideo) | JoVE Journal

Rozpuszczające plastry mikroigłowych wytwarzane techniką odlewania rozpuszczalnika oraz niezbędna charakterystyka urządzeń biomedycznych opartych na mikroigłach

Przeglądaj więcej filmów