ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badanie jest wspierane przez zadanie państwowe Rosji numer 125041005130-8.

1. Preparation of 3D-printed equipment
<ol>
	<li>Drukuj stojak za pomocą drukarki 3D z wlewaną włókną plastikowym włóknem z dyszą 0,4 mm. Użyj uniwersalnego filamentu PLA, PETG lub ABS z 100% wypełnieniem. Ustaw wysokość warstwy na 0,1 mm i włącz wygładzanie powierzchni. Dostosuj ustawienia druku, aby zapewnić szczelność wodoszczelną i stabilność mechaniczną. 
	UWAGA: Pliki STL dla komponentów stojaka są dostarczane w Dodatkowym pliku 1. Przestrzegaj określonych parametrów druku dla podstawowego zbiornika. Przed użyciem przetestuj zbiornik, wypełniając go 70% alkoholem etylowym i wirując w coraz dłuższych odstępach czasu (1, 2, 5, 10 i 30 min), aby potwierdzić brak wycieku lub uszkodzenia strukturalnego.</li>
	<li>Sklej komponenty podstawowego zbiornika, aby utworzyć uszczelnioną jednostkę.</li>
</ol>
2. Hodowla bakterii i lizys
<ol>
	<li>Zaszczep transformanty E. coli do 3–5 ml pożywki LB zawierającej odpowiednie antybiotyki. Inkubuj przez noc (12–16 h) w temperaturze 37 °C z mieszaniem.</li>
	<li>Odsiewaj komórki wirowaniem w wirówce przy 2 000 x g przez 10 min. Odsuń nadstan. 
	UWAGA: Pellety komórek można przechowywać w temperaturze -20 °C przed przetworzeniem.</li>
	<li>Dodaj 250 μL buforu do zawiesiny (bufor P1 z RNase A) do pelletu. Całkowicie resuspenduj przez wirowanie lub pipetowanie.</li>
	<li>Dodaj 250 μL buforu lizys (bufor P2). Mieszaj delikatnie odwracając tubę 4–6 razy. 
	UWAGA: Unikaj intensywnego mieszania, aby zapobiec rozdrobnieniu genomowej DNA.</li>
	<li>Dodaj 350 μL buforu neutralizacji (bufor N3). Natychmiast dokładnie wymieszaj odwracając. 
	UWAGA: Powinien powstać biały osad, co wskazuje na pomyślną neutralizację.</li>
</ol>
3. Montaż jednostki filtracyjnej
<ol>
	<li>Umieść kolumny wiązania DNA na warstwie uchwytu kolumny stojaka.</li>
	<li>Umieść pokrywy kolumn w wyznaczonych gniazdach, aby zabezpieczyć je podczas wirowania.</li>
	<li>Umieść kolumny klaryfikacyjne/filtrujące na warstwie kolumn filtrujących bezpośrednio nad kolumnami wiązania. 
	UWAGA: Jeśli kolumny filtrujące nie są dostępne, wiruj lizat w mikroprobówkach i przenieś nadstan do kolumn wiązania.</li>
</ol>
4. Wyczyszczenie lizatu i wiązanie DNA
<ol>
	<li>Przenieś zneutralizowany lizat z kroku 2.5 do kolumn filtracyjnych.</li>
	<li>Umieść złożony stojak w wirówce z koszykiem obrotowym. 
	UWAGA: Upewnij się o odpowiednim zbilansowaniu, używając koszyka z przeciwwagami o równej masie i identycznej konfiguracji.</li>
	<li>Wiruj przy 2 000 x g przez 1 min. w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wyjmij stojak z wirówki.</li>
	<li>Zdejmij i wyrzuć warstwę kolumny filtrującej.</li>
</ol>
5. Płukanie
<ol>
	<li>Wyrzuć flowthrough z zbiornika do pojemnika na odpady. Ponownie złóż stojak z kolumnami wiązania.</li>
	<li>Dodaj 500–700 μL buforu płukającego do każdej kolumny wiązania za pomocą wieloczaszczowej pipety.</li>
	<li>Wiruj przy 2 000 x g przez 1 min.</li>
	<li>Wyrzuć flowthrough z zbiornika.</li>
	<li>Powtórz płukanie, dodając bufor płukający do każdej kolumny i wirując przy 2 000 x g przez 1 min. 
	UWAGA: Kolumny mogą być przechowywane w temperaturze pokojowej lub 4 °C po płukaniu.</li>
</ol>
6. Suszenie i elucja
<ol>
	<li>Wyjmij kolumny wiązania ze stojaka i przenieś je do 2-mL probówek do zbierania.</li>
	<li>Wiruj przy >10 000 x g przez 1 min. aby osuszyć membranę.</li>
	<li>Przenieś kolumny do czystych 1,5-mL probówek.</li>
	<li>Dodaj 50 μL buforu elucyjnego lub wody bezpośrednio na membranę. Inkubuj przez 1 min. w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wiruj przy >10 000 x g przez 1 min. aby elucyjować DNA.</li>
</ol>
7. Opcjonalnie: Współosadzaniem z tlenkiem tytanu
<ol>
	<li>Wymieszaj bufor lizys z proszkiem tlenku tytanu w stosunku objętości do masy 2:1.</li>
	<li>Dodaj 250 μL zawiesiny tlenku tytanu do lizatu. Mieszaj odwracając.</li>
	<li>Dodaj 350 μL buforu neutralizacji i dokładnie wymieszaj.</li>
	<li>Wiruj przy 2 000 x g przez 1 min.</li>
	<li>Zbierz nadstan bez zakłócania osadu.</li>
	<li>Przenieś nadstan do kolumny wiązania.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Vogelstein, B., Gillespie, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparative+and+analytical+purification+of+DNA+from+agarose.">Preparative and analytical purification of DNA from agarose.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 76 (2), 615-619 (1979).</li><li>Boom, W. R., Adriaanse, H. M. A., Kievits, T., Lens, P. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Process+for+isolating+nucleic+acid.">Process for isolating nucleic acid.</a> US patent. , (1993).</li><li>Guerry, P., LeBlanc, D. J., Falkow, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=General+method+for+the+isolation+of+plasmid+deoxyribonucleic+acid.">General method for the isolation of plasmid deoxyribonucleic acid.</a> J Bacteriol. 116 (2), 1064-1066 (1973).</li><li>Borodina, T. A., Lehrach, H., Soldatov, A. V. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+purification+on+homemade+silica+spin-columns.">DNA purification on homemade silica spin-columns.</a> Anal Biochem. 321 (1), 135-137 (2003).</li><li>Liao, P. C., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+mitochondria+from+cells+and+tissues.">Isolation of mitochondria from cells and tissues.</a> Methods Cell Biol. 155, 3-31 (2020).</li><li>Terp, S. K., Pedersen, I. S., Stoico, M. P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraction+of+cell-free+DNA:+evaluation+of+efficiency,+quantity,+and+quality.">Extraction of cell-free DNA: evaluation of efficiency, quantity, and quality.</a> J Mol Diagn. 26 (4), 310-319 (2024).</li><li>Wang, Q., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+application+of+an+efficient+plant+DNA+extraction+protocol+for+laboratory+and+field+testing.">Evaluation and application of an efficient plant DNA extraction protocol for laboratory and field testing.</a> J Zhejiang Univ Sci B. 22 (2), 99-111 (2021).</li><li>Espy, M. J., Patel, R., Paya, C. V., Smith, T. F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+methods+for+extraction+of+viral+nucleic+acids+from+blood+cultures.">Comparison of three methods for extraction of viral nucleic acids from blood cultures.</a> J Clin Microbiol. 33 (1), 41-44 (1995).</li><li>Pueschel, L., Li, H., Hymes, M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streamlined+purification+of+plasmid+DNA+from+prokaryotic+cultures.">Streamlined purification of plasmid DNA from prokaryotic cultures.</a> J Vis Exp. (47), e2407 (2011).</li><li>. QIAvac accessories Available from: <a target="_blank" href="https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/lab-essentials/vacuum-manifolds-and-accessories/qiavac-accessories">https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/lab-essentials/vacuum-manifolds-and-accessories/qiavac-accessories</a> (2025)</li><li>Clark, P., Greenizen, K. E., Doyle, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multifunctional+vacuum+manifold.">Multifunctional vacuum manifold.</a> US patent. , (2009).</li><li>. QIAcube Connect DNA and RNA extraction instrument Available from: <a target="_blank" href="https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/dna-rna-purification/instruments-equipment/qiacube-connect">https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/dna-rna-purification/instruments-equipment/qiacube-connect</a> (2025)</li><li>. NucleoVac 24 vacuum manifold&#8212;vacuum processing of nucleic acid purification columns Available from: <a target="_blank" href="https://www.takarabio.com/products/nucleic-acid-purification/accessories-and-components/htp-accessories/nucleovac-24-vacuum-manifold">https://www.takarabio.com/products/nucleic-acid-purification/accessories-and-components/htp-accessories/nucleovac-24-vacuum-manifold</a> (2025)</li><li>. QIAquick 96 PCR purification kits Available from: <a target="_blank" href="https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/dna-rna-purification/dna-purification/dna-clean-up/qiaquick-96-pcr-purification-kits">https://www.qiagen.com/us/products/discovery-and-translational-research/dna-rna-purification/dna-purification/dna-clean-up/qiaquick-96-pcr-purification-kits</a> (2025)</li></ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zadeklarowania.

Protokół ten dotyczy "luki w przepustowości" w wielu laboratoriach biologii molekularnej. Chociaż płytki filtracyjne 96-dołkowe są szybsze, mogą wykazywać niższą pojemność wiązania lub niższe ostateczne stężenia w porównaniu z pojedynczymi kolumnami filtracyjnymi14. Adaptując standardowe kolumny filtracyjne do formatu płytki-rotora, ta metoda łączy wysoki wydajność kolumn z szybkością przepływów opartych na płytkach.
Stojak jest najbardziej korzystny przy przetwarzaniu więcej niż 12 próbek. Główną innowacją protokołu jest użycie stojaków 24-dołkowych, które upraszczają i przyspieszają ekstrakcję kwasów nukleinowych opartych na kolumnach, stosując wspólny zbiornik do usuwania nadstanów i roztworów płuczkowych. Przy użyciu stojaków czas potrzebny na wykonanie tych kroków dla 14-116 próbek jest porównywalny z czasem potrzebnym na 2-12 próbek. Ponadto wysiłek operatora jest zmniejszony, ponieważ minimalizowane są powtarzające się kroki, takie jak usuwanie pojedynczych probówek, przenoszenie kolumn, wyrzucanie roztworów płuczkowych i otwieranie nakrętek. Ponieważ oryginalne komponenty zestawu (roztwory i kolumny filtracyjne) pozostają niezmienione, oczekuje się porównywalnej jakości DNA, co jest potwierdzone przez przedstawione wyniki.
Drukowanie 3D stojaków 24-dołkowych jest możliwe za pomocą standardowego sprzętu, ale może wymagać doświadczenia w przypadku wersji podstawowych i mini. Wersje bez zbiornika i z nakrętkami są prostsze i mogą być wyprodukowane z minimalnym doświadczeniem w druku. Kluczowym zagadnieniem w modelowaniu depozycji stopionego tworzywa jest tworzenie mikroszczelin między warstwami, co może naruszyć szczelność wodoszczelną podczas wirowania. Testy wykazały, że 100% wypełnienie, grubość ściany zbiornika 7 mm i wysokość warstwy 0,1 mm zapewniają wystarczającą szczelność wodoszczelną. Ogrzewanie łożyska drukującego i zastosowanie gładzenia powierzchni dodatkowo poprawiło wydajność uszczelniania. Natomiast podejścia do uszczelniania po druku z wykorzystaniem żywic epoksydowych lub rozpuszczalników organicznych nie były skuteczne, ponieważ odkształcenie podczas wirowania prowadziło do pękania i wycieku. Niewystarczająca grubość ściany może również prowadzić do uszkodzenia strukturalnego i utraty szczelności wodoszczelnej, co może prowadzić do braku równowagi wirówki. Dlatego zaleca się przed użyciem testowanie wydrukowań.
Cztery wersje stojaków są odpowiednie dla szerokiej gamy wirówek z wirnikami beczułkowymi, pozwalając użytkownikom wybrać konfigurację, która najlepiej pasuje do ich sprzętu i wymagań dotyczących przepustowości. Podstawowa wersja stojaka zapewnia najwyższą przepustowość, ale wymaga większych wirówek i wyższej jakości druku. Wersja mini zmniejsza wymagania dotyczące wielkości wirówki, ale również zmniejsza przepustowość. Wersja bez zbiornika upraszcza produkcję i jest kompatybilna z powszechnie dostępnymi pojemnikami, takimi jak pudełka na końcówki pipet, chociaż kompatybilność zależy od geometrii pojemnika. Wersja z nakrętkami jest najprostszą konfiguracją, ale nie może być używana z kolumnami filtracyjnymi.
Kolumny filtracyjne, które nie wiążą kwasów nukleinowych, mogą być mniej dostępne niż standardowe kolumny wiążące9. W ich braku może być wymagane dodatkowe kroki klarowania, co zwiększa ogólny czas przetwarzania. Alternatywnie można zastosować filtrujące końcówki pipet (1000 μL) lub protokół z dwutlenkiem tytanu.
Stojak ekstrakcyjny działa jako mechaniczny dodatek do standardowych przepływów ekstrakcji DNA9 i nie zmienia składu buforu ani chemii kolumny (z wyjątkiem wariantu z dwutlenkiem tytanu). Zgodnie z tym nie oczekuje się znaczącego wpływu na jakość DNA, co jest zgodne z wynikami elektroforezy na żelu agarozowym i porównaniami wydajności, które pokazują podobne formy i ilości plazmidów w porównaniu z metodą standardową.
Mimo że użycie wspólnego zbiornika odpadów wprowadza potencjalne ryzyko współzakażenia, nie obserwowano tego w badanych warunkach. Kluczowa cecha projektu to "kominowa" geometria wylotów kolumn, która utrzymuje separację między końcówkami kolumn a powierzchnią płynu odpadowego. Aby zachować tę separację, zbiornik nie powinien być przepełniony, a zaleca się opróżnienie go po każdym całkowitym przepływie.
Jedną z ograniczeń metody jest maksymalna prędkość wirowania wirówek beczułkowych (zazwyczaj 2000 x g). Chociaż jest to wystarczające dla kroków wiązania i płukania, ta prędkość nie jest wystarczająca do całkowitego osuszania membrany. Dlatego wymagany jest ostatni krok wysokoprędkowego wirowania w mikrowirówce kątowej. Pomimo tego dodatkowego kroku, ogólne oszczędności czasu pozostają znaczne dla partii przekraczających 24 próbki.

Izolacja kwasów nukleinowych za pomocą matryc krzemionkowych została po raz pierwszy opisana w 1979 roku przez Vogelstein i Gillespie, którzy ustalili zasadniczą zasadę adsorbcji fragmentów DNA na proszku szklanym w obecności wysokich stężeń soli chaotropicznych, szczególnie jodkowy sodu1. To przełomowe odkrycie zaoferowało bezpieczniejszą, bardziej efektywną alternatywę dla toksycznej ekstrakcji fenol-chloroformowej i pracochłonnej ultrawirowania gradientowego z chlorkiem cezu, które dominowały w tamtej epoce. Następnie, Boom i jego współautorzy znacząco zoptymalizowali tę metodę, wprowadzając tiocyjanek guanidyny (GuSCN) jako główny czynnik chaotropiczny2. Ta innowacja była kluczowa, ponieważ GuSCN działa jednocześnie jako potężny środek denaturujący białka do liza komórek oraz silny inhibitor RNazek i DNAzek, zachowując w ten sposób integralność kwasów nukleinowych podczas wstępnych faz ekstrakcji.
Od początku istnienia ta technologia ekstrakcji na fazie stałej – powszechnie nazywana „metodą Booma” – przeszła znaczną rewolucję. Została przystosowana do izolacji kwasów nukleinowych z coraz bardziej złożonych matryc biologicznych, od bakterii plasmid3 i DNA genomowego4 do mitochondrialnego DNA eukariotycznego5 i DNA genomowego o wysokiej masie cząsteczkowej. Ponadto, technologia została skalowana dla zastosowań klinicznych i sądowych, w tym izolację wolnego od komórek krążącego DNA z osocza6, ekstrakcję uporczywego DNA roślinnego i RNA bogatego w polifenole7 oraz oczyszczanie kwasów nukleinowych wirusowych8. Dostępne są również wiele komercyjnych zestawów z kolumnami wirującymi.
Mechanizm fizykochemiczny leżący u podstaw tego procesu opiera się na destrukcji struktury wody przez jony chaotropiczne. W obecności wysokiej sile jonowej i niskiego pH, warstwy hydratacyjne otaczające zarówno fosforanowy szkielet kwasów nukleinowych, jak i powierzchnię krzemionki są usuwane (dehydratacja). Umożliwia to tworzenie mostów kationowych – zazwyczaj pośredniczonych przez Na+ lub chaotropiczne kationy – między ujemnie naładowanymi grupami silanolowymi na powierzchni krzemionki a grupami fosforanowymi kwasów nukleinowych. Selektywność w odniesieniu do rodzaju kwasu nukleinowego (DNA vs. RNA) i długości fragmentu osiągana jest poprzez precyzyjne modulowanie chemii buforu. Na przykład, określone stężenia soli i poziomy pH mogą sprzyjać wiązaniu długich nici genomowych nad krótkimi oligonukleotydami, lub różnicować między RNA a DNA. Dodatkowo, współczesne wersje tej technologii często zawierają zmodyfikowane powierzchnie krzemionkowe, aby zwiększyć różnicowe izotermy adsorpcji określonych gatunków kwasów nukleinowych.
Kanoniczny przepływ pracy do czyszczenia kwasów nukleinowych na bazie krzemionki przebiega przez cztery odrębne fazy: (1) Lizys, gdzie biologiczny materiał początkowy jest homogenizowany, a struktury komórkowe są rozkładane, często za pomocą warunków zasadowych lub detergentów (SDS/Triton); (2) Wyjaśnienie, gdzie odpady komórkowe, wytrącone białka i polisacharydy są usuwane, aby zapobiec zatykaniu kolumny; (3) Wiązanie, gdzie nadstan jest dostosowywany za pomocą soli chaotropicznych i etanolu, aby promować adsorpcję na membranie krzemionkowej; i (4) Płukanie, gdzie związane na membranie kwasy nukleinowe są spłukiwane buforami alkoholowymi, aby usunąć resztkowe sole i inhibitory przed elucją w buforze o niskiej sile jonowej.
Mimo że chemia tego procesu jest solidna, mechaniczna obsługa pojedynczych kolumn wirujących pozostaje znaczącą przeszkodą dla przepływu pracy o średnim przepustowości (24-100 próbek), tworząc lukę między manualną obróbką a drogimi zautomatyzowanymi systemami obsługi płynów. Istniejące podejścia do upraszczania manualnej ekstrakcji kwasów nukleinowych na kolumnach obejmują tryby próżniowe i robotyczne stanowiska do zautomatyzowanej czyszczenia9,10,11,12.
Tryby próżniowe są zazwyczaj dostępne albo w konfiguracji swobodnego dostępu wyposażonej w 20-24 adaptery Luer do kolumn wirujących, albo w projektach przeznaczonych do użytku z 96-dołkowymi płytkami. Tryby próżniowe skonfigurowane na 20-24 próbki przyspieszają krok płukania kolumny podczas czyszczenia DNA w porównaniu z wirowaniem, ponieważ eliminują konieczność usuwania kolumn z wirówki. Chociaż ta metoda jest wygodna, może dojść do zanieczyszczenia krzyżowego, ponieważ końcówka spustowa kolumny styka się z otworem Luer trybu próżniowego. Jeśli DNA z kolumny wejdzie do otworu Luer, może zostać przeniesione do innej kolumny próbkowej podczas kolejnego użycia trybu. Aby zapobiec zanieczyszczeniu, producenci zalecają dodatkowe akcesoria10,13; jednakże, te komplikują montaż zestawu ekstrakcyjnego i są często pomijane.
Tryby próżniowe

<table><tbody><tr><td>3D Printer Filament</td><td>NIT, Russia</td><td>-</td><td>Zalecane PETG lub PLA</td></tr><tr><td>Buffer N3</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19064</td><td></td></tr><tr><td>Buffer P1</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19051</td><td></td></tr><tr><td>Buffer P2</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19052</td><td></td></tr><tr><td>Creality Ender-3 S1 Pro</td><td>Creality, China</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elution Buffer&nbsp;</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19086</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf Centrifuge 5702</td><td>Eppendorf, Germany</td><td>22626001</td><td>Obrotowy rotor kątowy</td></tr><tr><td>Eppendorf Centrifuge 5804 R</td><td>Eppendorf, Germany</td><td>22625080</td><td>Obrotowy rotor talerzykowy</td></tr><tr><td>Ethidium Bromide&nbsp;</td><td>Biolabmix, Russia</td><td>EtBr-10</td><td></td></tr><tr><td>Frit of 1000 &mu;L Filter Pipette Tip</td><td>GenFollower, China</td><td>E-FTB1000</td><td>Część kolumn filtracyjnych&nbsp;</td></tr><tr><td>Miniprep Without Filter Barrier Spin Column</td><td>JVLAB, China</td><td>-</td><td>Część kolumn filtracyjnych&nbsp;</td></tr><tr><td>Phenol Red</td><td>Lenreactiv, Russia</td><td>200125</td><td></td></tr><tr><td>PrusaSlicer</td><td>Prusa Research, Czech Republic</td><td></td><td></td></tr><tr><td>QIAprep 2.0 Spin Miniprep Columns</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>27115</td><td></td></tr><tr><td>RNase A</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19101</td><td></td></tr><tr><td>Wash Buffer</td><td>Qiagen, Netherlands</td><td>19065</td><td></td></tr></tbody></table>

ekstrakcja dna metodą kolumnową o średniej przepustowości z wykorzystaniem racków 24-dołkowych

Medium-Throughput Column DNA Extraction Using 24-Well Racks

Ekstrakcja kolumnowa z membraną krzemionkową jest standardem w przypadku wysokiej jakości oczyszczania DNA, ale jest pracochłonna i trudna do skalowania manualnie poza małe partie. Istniejące zautomatyzowane roboty do manipulacji płynami są często nadal zbyt drogie dla małych i średnich laboratoriów. W niniejszym artykule przedstawiono ujednolicony, półautomatyczny podchód z wykorzystaniem niestandardowo zaprojektowanych, drukowanych w technologii 3D stojaków, które pasują do standardowych rotorów płyt wirowań.
Sugerowany system pozwala na równoległe przetwarzanie do 116 standardowych komercyjnych kolumn wirowych. Konstrukcja stojaka dostosowuje się do konfiguracji "zagnieżdżonej", umożliwiając jednoczesne klarowanie lizatu (za pomocą kolumn filtracyjnych) i wiązanie DNA (za pomocą kolumn krzemionkowych) w jednym etapie wirowania. Co więcej, projekt obejmuje wspólny zbiornik na odpady, eliminując potrzebę wyrzucania przepływu z pojedynczych probówek podczas etapów płukania.
Ta metoda osiąga wydajność i czystość DNA porównywalną ze standardowymi protokołami manualnymi, ale zmniejsza łączny czas przetwarzania o około 50–70% dla partii próbek większych niż 24 (60–90 min zamiast 120–180 min). Łączny czas potrzebny na etapy, w tym filtrację lizatu, płukanie i wyrzucanie odpadów, jest zmniejszany o 5–10 min niezależnie od liczby przetworzonych próbek. Ten open-source'owy podchód sprzętowy zapełnia lukę między manualnymi miniprepami a drogą automatyzacją.

Warianty statywu 
Opracowaliśmy cztery wersje statywów odpowiednie dla szerokiej gamy modeli wirówek, co pozwala na wykorzystanie zasobów dostępnych w różnych warunkach laboratoryjnych i uwzględnia preferencje użytkowników. Wszystkie statywy mają format 24 dołków, lecz w zależności od wersji zawierają dodatkowe miejsca na kolumny. Szczegółowe wymiary i informacje o kompatybilności znajdują się w Pliku uzupełniającym 2. Obraz wysokiej rozdzielczości złożonego statywu znajduje się na Ryc. uzupełniającej S1.
Podstawowa wersja statywu (Rysunek 1) jest najbardziej wydajną konfiguracją. Składa się z czterech części i ma wymiary 88 × 130 × 77 mm. Pozwala na jednoczesne użycie do 48 kolumn w przypadku stosowania kolumn z nakrętkami lub do 116 kolumn w przypadku kolumn bez nakrętek. Elementy statywu zostały zaprojektowane pod kątem łatwości użytkowania oraz minimalizacji niepożądanych efektów podczas wirowania. Kolumny wirówkowe umieszcza się w warstwie kolumn, która posiada rowki do wkładania nakrętek; te same rowki mogą pomieścić również kolumny bez nakrętek. Warstwa kolumn spoczywa na zbiorniku. Otwór odpływowy kolumn znajduje się nad wycięciem w zbiorniku, co pomaga ograniczyć rozbryzgi między sąsiednimi kolumnami. Ciecz odpływa przez otwór na dnie wycięcia do zbiornika. Pojemność zbiornika wynosi około 100 mL, co pozwala na przeprowadzenie dwóch etapów płukania przy dużym obciążeniu kolumnami. W razie potrzeby nad warstwą kolumn można umieścić warstwę kolumn filtrujących, tak aby kolumny filtrujące znajdowały się powyżej i w kontakcie z kolumnami wiążącymi. Nakrętka uszczelnia warstwę zawierającą kolumny filtrujące lub wiążące, ograniczając przepływ powietrza podczas obrotu wirówki. Podstawowa wersja statywu jest kompatybilna z rotorami z koszykami A-2-DWP (np. Eppendorf 5804), rotorem 1770 (np. HETTICH Rotina 380) lub systemami równoważnymi.
Wersja mini statywu (Rysunek 2) jest odpowiednia dla szerokiego zakresu rotorów koszykowych wirówek. Składa się z trzech części i ma minimalne wymiary 82,5 × 128 × 58 mm (z warstwą kolumn filtrujących). Umożliwia zastosowanie do 48 kolumn z nakrętkami lub do 90 kolumn bez nakrętek. Geometria tej wersji jest podobna do podstawowego statywu, jednak zewnętrzne rzędy pozycji kolumn zostały usunięte i zastąpione rowkami na nakrętki kolumn. Pojemność zbiornika różni się w zależności od wersji wydruku. Najmniejszy zbiornik (20 mL) pomieści płyn do jednego etapu płukania dla około 30 kolumn; większe zbiorniki pozwalają na uzyskanie wyższej przepustowości. Warstwa kolumn filtrujących ma zaokrąglone krawędzie, aby umożliwić ruch koszyka rotora w mniejszych wirówkach. Wersja mini statywu jest kompatybilna z rotorami koszykowymi UC-124 (np. Accumax iFuge UC02) lub systemami równoważnymi. W przypadku użytkowania bez warstwy kolumn filtrujących, statyw jest kompatybilny z rotorami koszykowymi A-2-MTP (np. Eppendorf 5430) lub ich odpowiednikami.
Wersja bez zbiornika (otwarta) (Rysunek 3) jest odpowiednia dla użytkowników z ograniczonym doświadczeniem w druku 3D, ponieważ zbiornik został zastąpiony zewnętrznym pojemnikiem, takim jak pudełko na końcówki do pipet. Wersja ta składa się z trzech części i ma wymiary 79 × 115 × 61,5 mm. Pozwala ona na zastosowanie do 48 kolumn z nakrętkami lub do 78 kolumn bez nakrętek. Geometria jest podobna do poprzednich wersji, lecz brakuje w niej zintegrowanego zbiornika. Zamiast niego do zbierania odpadów wykorzystuje się odpowiedni pojemnik. Warstwy kolumn i filtrów mają mniej pozycji osadzenia, a warstwa filtrów zawiera gniazda stożkowe, aby uniknąć kolizji z ruchem rotora. Podstawa została zaprojektowana tak, aby pasowała do standardowych pojemników i może być stabilizowana za pomocą dystansów bocznych. Kompatybilność zależy od wybranego pojemnika, lecz obejmuje rotory kubełkowe A-2-DWP (np. Eppendorf 5804), rotor 1770 (np. HETTICH Rotina 380) oraz rotory kubełkowe UC-124 (np. Accumax iFuge UC02).
Wersja z rackiem osłonowym (Rysunek 4) jest najprostszą konfiguracją i jest stosowana wraz z 24-dołkowymi płytkami głębokodnęymi o objętości 5 mL lub 10 mL. Składa się z pojedynczego elementu o wymiarach 73 × 109 × 4 mm i umożliwia zastosowanie do 48 kolumn. Ta wersja jest kompatybilna z każdym rotorem wirówki obsługującym odpowiedni format płytek.
Wydajność i czystość 
Ekstrakcję DNA przeprowadzono na kulturach E. coli, stosując zarówno standardowy ręczny protokół z użyciem mikrocentryfugi, jak i metodę opartą na statywach. Analiza spektrofotometryczna wykazała, że jakość DNA wyekstrahowanego przy użyciu statywów była porównywalna z jakością uzyskaną metodą standardową. Typowe stosunki A260/A280 mieściły się w zakresie od 1,8 do 1,9 dla obu podejść. Całkowita wydajność plazmidu (µg) nie wykazała istotnych różnic między metodą konwencjonalną a ekstrakcją z wykorzystaniem konfiguracji statywów (Rycina 5); surowe dane znajdują się w Pliku uzupełniającym 2. Zachowano również konformację plazmidu, wykazując podobny rozkład form rozluźnionych, linearnych i superzwiniętych (Rycina 6).
Analiza zanieczyszczeń krzyżowych 
W celu oceny potencjalnych zanieczyszczeń krzyżowych przeprowadzono eksperyment w układzie szachownicy. Kolumny wypełniano naprzemiennie roztworem bromku etydium o wysokim stężeniu (symulującym wysokim miano DNA) oraz wodą. Po wirowaniu przy 2 000 × g rozkład barwnika ograniczył się do obszaru odpadów bezpośrednio pod wypełnionymi kolumnami; nie wykryto widocznego sygnału w sąsiednich dołkach ani na końcówkach sąsiednich kolumn (Rycina 7). Obserwacje te wskazują, że konstrukcja statywu zmniejsza prawdopodobieństwo rozpryskiwania i przenoszenia substancji między kolumnami w badanych warunkach.
Aby dalej ocenić stopień zanieczyszczenia, przeprowadzono reakcję real-time PCR, wykorzystując amplikon jako czynnik zanieczyszczający (patrz Plik uzupełniający 2). Amplifikację wykryto wyłącznie w eluatach z kolumn, do których dodano amplikon (Rysunek 8). W przetestowanych warunkach nie stwierdzono zanieczyszczeń krzyżowych; jednakże wydajność może się różnić w zależności od przebiegu pracy i rodzaju próbki.
<img alt="Schemat pakowania próbek ilustrujący warstwy montażowe." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig1.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rysunek 1: Schemat podstawowej wersji montażu statywu. Rozstrzelony widok CAD przedstawiający (A) zakrętkę, (B) warstwę kolumn filtrujących, (C) warstwę uchwytu kolumn oraz (D) zbiornik podstawowy. Statyw składa się z czterech części o wymiarach 88 × 130 × 77 mm i umożliwia jednoczesne zastosowanie do 48 kolumn z zakrętkami lub do 116 kolumn bez zakrętek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Schemat termocyklera PCR; oznaczone komponenty A, B, C dla procesu amplifikacji DNA." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig2.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rycina 2"> 
Rycina 2: Schemat montażowy zestawu w wersji mini. Widok CAD w rozbiciu przedstawiający (A) warstwę kolumn filtrujących, (B) warstwę uchwytu kolumn oraz (C) zbiornik podstawowy. Ta wersja jest geometrycznie podobna do wersji podstawowej, jednak dwa boczne rzędy gniazd kolumn zostały usunięte i zastąpione rowkami na nakrętki kolumn. Składa się z trzech części, posiada minimalne wymiary 82,5 × 128 × 58 mm (z warstwą kolumn filtrujących) i umożliwia zastosowanie do 48 kolumn z nakrętkami lub do 90 kolumn bez nakrętek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Schemat projektu opakowania z ułożonymi butelkami; optymalizacja pod kątem wydajności przechowywania." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig3.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Schemat montażowy statywu w wersji bez zbiornika (odsłoniętej). Rozbiorowy widok CAD przedstawiający (A) warstwę kolumn filtrujących, (B) warstwę uchwytu kolumn, (C) podstawę oraz (D) pudełko na końcówki do pipet. W tej wersji zintegrowany zbiornik zastąpiono zewnętrznym pojemnikiem, takim jak pudełko na końcówki do pipet. Składa się ona z trzech części, ma wymiary 79 × 115 × 61,5 mm i umożliwia zastosowanie do 48 kolumn z nakrętkami lub do 78 kolumn bez nakrętek. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt='&lt;img src="image.jpg" alt="Dołki mikropłytki do analizy próbek, ustawienie eksperymentu, sprzęt laboratoryjny." /&gt;' class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig4.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 4"> 
Rysunek 4: Wersja z nakładkami dla statywów 24-dołkowych. Widok z góry (lewo) i widok z dołu (prawo). Jest to najprostsza wersja statywu, stosowana wraz z 24-dołkowymi płytkami głębokiego dołka o objętości 5 mL lub 10 mL. Składa się z pojedynczego elementu o wymiarach 73 × 109 × 4 mm i umożliwia zastosowanie do 48 kolumn z nakładkami lub bez nich. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig4large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Wykres słupkowy porównujący wydajność ekstrakcji: ręcznie vs. z użyciem statywu vs. stężenie dwutlenku tytanu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig5.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rycina 5"> 
Rycina 5: Porównanie wydajności i czystości DNA. Analiza spektrofotometryczna wydajności plazmidów (µg/mL). Nie zaobserwowano statystycznie istotnych różnic w całkowitej wydajności plazmidów pomiędzy metodą konwencjonalną a ekstrakcją z wykorzystaniem konfiguracji statywu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig5large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Wyniki elektroforezy, porównanie ekstrakcji DNA, metoda standardowa vs. metoda z wykorzystaniem statywu, wizualizacja prążków żelowych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig6.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rycina 6"> 
Rycina 6: Porównanie jakości DNA. Formy DNA zwizualizowano za pomocą elektroforezy w żelu agarozowym. Rozluźnione, liniowe i superzwinięte formy DNA są podobne w przypadku standardowej ekstrakcji ręcznej oraz ekstrakcji z wykorzystaniem statywu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig6large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Analiza kolorymetryczna w mikropłytce, analiza aktywności enzymatycznej, wynik eksperymentu biochemicznego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig7.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 7"> 
Rysunek 7: Ocena kontaminacji krzyżowej. Widok zbiornika na odpady po wirowaniu, wykazujący oddzielne obszary odpadów bez nakładania się na siebie. Kolumny wypełniono roztworem bromku etydium o wysokim stężeniu (symulującym DNA o wysokim mianie) oraz wodą. Po wirowaniu nie zaobserwowano barwnika w sąsiednich studzienkach z „wodą” ani na końcówkach sąsiednich kolumn, co wskazuje na ograniczenie rozpryskiwania i przenoszenia między kolumnami w przetestowanych warunkach. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig7large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Amplifikacja PCR w czasie rzeczywistym, fluorescencja względem cykli, ilościowe oznaczenie DNA, wykres wyników." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/70553/70553fig8v2.jpg" data-altupdatedat="1787025648000" data-alt="Rysunek 8"> 
Rysunek 8: Analiza skażenia krzyżowego za pomocą ilościowego PCR. Krzywe amplifikacji dla próbek zawierających czynnik zanieczyszczający przedstawiono na czerwono, natomiast próbki zawierające tylko wodę przedstawiono na zielono. Amplifikację wykryto wyłącznie w próbkach zawierających czynnik zanieczyszczający. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553fig8largev2.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
Plik uzupełniający 1: Pliki modelu 3D dla projektów statywu. Ten zestaw plików zawiera pliki STL dla wszystkich konfiguracji statywu, w tym podstawowej wersji statywu, wersji mini statywu (z wieloma wariantami wysokości zbiornika), wersji bez zbiornika oraz wersji statywu na nakrętki. Poszczególne komponenty (np. zbiornik podstawowy, warstwa uchwytu kolumny, warstwa kolumny filtrującej i nakrętka) zostały udostępnione do druku 3D.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/Models.7z" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Plik uzupełniający 2: Dane i metody pomocnicze. Ten zestaw plików zawiera tabelę kompatybilności wirówek, szczegółową procedurę testu na kontaminację krzyżową, zbiory danych dotyczących wydajności izolacji surowego DNA oraz pliki wynikowe z urządzenia do PCR powiązane z analizą zanieczyszczeń.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/Contamination%20Test%20Procedure%20(new)v2.docx" target="_blank">Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.</a>
Rycina uzupełniająca S1: Podstawowa wersja stojaka (całkowicie zmontowana). Wysokorozdzielczy obraz całkowicie zmontowanej podstawowej konfiguracji stojaka, ilustrujący ogólną strukturę i rozmieszczenie komponentów.<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/70553/70553_Supp%20Fig%20S1.tif" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.</a>

Ten protokół opisuje opłacalną metodę przyspieszenia ekstrakcji DNA plazmidowego. Wykorzystując niestandardowe, drukowane 3D stojaki kompatybilne ze standardowymi wirującymi stojakami do płytek, naukowcy mogą przetwarzać jednocześnie do 48 kolumn wirujących z kołkami lub do 116 kolumn wirujących bez kołków, co znacznie skraca czas obsługi w porównaniu z ręcznymi metodami mikrowirówkowych.

Ekstrakcja DNA metodą kolumnową o średniej przepustowości z wykorzystaniem racków 24-dołkowych

Silica-membrane spin column extraction is the standard for high-quality DNA purification but is labor-intensive and difficult to scale manually beyond ...

Nasze badania koncentrują się na drukowanych w technologii 3D statywach do równoległej ekstrakcji DNA i RNA przy użyciu kolumn wirowych, co stanowi pomost między metodami manualnymi a zautomatyzowanymi. Rozwiązanie to eliminuje ograniczenia pracochłonnych manualnych metod z użyciem kolumn wirowych, umożliwiając jednoczesne przetwarzanie do 116 próbek DNA lub RNA. Aby rozpocząć, należy użyć drukarki 3D działającej w technologii FDM z dyszą o średnicy 0,4 milimetra w celu wydrukowania statywu.Należy użyć filamentu z polilaktydu (PLA), glikolu polietyleno-tereftalatego (PETG) lub akrylonitrylo-butadien-styrenu (ABS) ze stuprocentowym wypełnieniem (100% infill). Wysokość warstwy należy ustawić na 0,1 mm i włączyć wygładzanie powierzchni. Ustawienia druku należy dostosować tak, aby zapewnić wodoszczelność i stabilność mechaniczną.Przed pierwszym użyciem należy sprawdzić szczelność statywów. Aby przetestować wydrukowany zbiornik przed użyciem, należy napełnić go 70% ethanol. Centryfuguj przez stopniowo zwiększany czas, aby potwierdzić brak wycieków lub uszkodzeń strukturalnych.Po pomyślnym przetestowaniu kleju, połącz komponenty zbiornika podstawowego, tworząc szczelną jednostkę. Zaszczep escherichia coli lub transformanty E.Coli w trzech do pięciu mililitrów pożywki lysogeny broth lub pożywki LB, zawierającej odpowiednie antybiotyki. Inkubuj kulturę przez 12 do 16 godzin w temperaturze 37 °C przy potrząsaniu.Wirować przy 2000 G przez 10 minut w celu zebrania komórek. Odlać supernatant. Do osadu dodać 250 µL buforu do resuspensji.Następnie całkowicie resuspenduj osad, używając wortexa lub pipety. Dodaj 250 µL buforu do lizy. Wymieszaj delikatnie, odwracając probówkę od czterech do sześciu razy lub kołysząc płytką 24-dołkową.Dodaj 350 µL buforu neutralizującego i wymieszaj. Zaobserwuj powstanie białego osadu, aby potwierdzić pomyślną neutralizację. Dodaj bufor lizujący do probówki zawierającej proszek dwutlenku tytanu.Dodaj stosunek objętości do masy w proporcji dwa do jednego. Dodaj 250 µL zawiesiny dwutlenku tytanu do lizatu, a następnie wymieszaj, potrząsając probówką.Dodać 350 µL buforu neutralizującego i dokładnie wymieszać. Odwirować przy 2000 G przez 10 minut. Obserwować całkowite wytrącenie pelletu komórkowego w obecności dwutlenku tytanu oraz całkowitą przejrzystość nadfiltratu.W przypadku braku dwutlenku tytanu należy zwrócić uwagę na obecność pozostałego osadu w nadfiltracie. Zebrać nadfiltrat, nie naruszając osadu, i przenieść go do kolumny wiążącej. Umieścić kolumny do wiązania DNA w warstwie uchwytu na kolumny w statywie.Umieść pokrywy kolumn w wyznaczonych gniazdach, aby zabezpieczyć je podczas wirowania. Umieść kolumny do klarowania lub filtrowania w warstwie kolumn filtrujących bezpośrednio nad kolumnami wiążącymi. Przenieś przygotowany zneutralizowany lizat do kolumn filtracyjnych.Umieść zmontowany statyw w rotorze z koszykami z kątem nachylenia. Wiruj przy 2000 G przez jedną minutę w temperaturze pokojowej. Po wyjęciu statywu z wirówki, zdejmij i wyrzuć warstwę kolumny filtrującej.Przelej ciecz przepływową z zbiornika do pojemnika na odpady. Ponownie zamontuj statyw z kolumnami wiążącymi. Dodaj od 500 do 700 µL buforu płuczącego do każdej kolumny wiążącej.Wirować przy 2000 G przez jedną minutę. Odlać ciecz z otworu zbiornika i powtórzyć etap płukania, zgodnie z wcześniejszą instrukcją. Wyjąć kolumny wiążące ze statywu i przenieść je do probówek zbierających o pojemności dwóch mililitrów.Wiruj w wirówce przy 10 000 G lub więcej przez jedną minutę, aby osuszyć membranę. Przenieś kolumny do czystych probówek o pojemności 1,5 ml. Dodaj 50 µl buforu elucyjnego lub wody bezpośrednio na membranę i inkubuj kolumny przez jedną minutę w temperaturze pokojowej.Wirować przy 10 000 G lub więcej przez jedną minutę w celu elucji DNA. Całkowita wydajność plazmidów nie wykazała istotnych różnic między metodą konwencjonalną a ekstrakcją z wykorzystaniem konfiguracji statywów. Potwierdzenie obecności plazmidu zostało zachowane przy podobnym rozkładzie form relaksowanych, linearyzowanych i superzwiniętych.Rozkład barwnika ograniczał się do obszaru odpadowego bezpośrednio pod obciążonymi kolumnami, przy braku widocznego sygnału w przyległych studzienkach lub na końcówkach sąsiednich kolumn, co wskazuje, że konstrukcja statywu zmniejsza prawdopodobieństwo rozbryzgów i przenoszenia materiału między kolumnami. Amplifikację wykryto wyłącznie w eluatach z kolumn, do których dodano amplikon. Cząstka ta pozwala badaczom na uzyskanie wysokiej jakości plazmidowego DNA do dalszych zastosowań, w tym klonowania, sekwencjonowania oraz analizy PCR.Najważniejszą kwestią podczas wykonywania tego protokołu jest zapobieganie kontaminacji krzyżowej poprzez zapewnienie szczelności i dopasowania drukowanych w technologii 3D zbiorników. Ponadto, po przeprowadzeniu tej procedury, statywy te mogą być wykorzystane do dowolnej analizy ekstrakcji kwasów nukleinowych opartej na kolumnach.

medium-throughput-column-dna-extraction-using-24-well-racks

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ekstrakcja DNA kolumnowego o średnim przepływie przy użyciu 24-otworowymi stojakami

Opisujemy metodę ekstrakcji genomowego DNA o wysokiej masie cząsteczkowej z biomasy planktonicznej skoncentrowanej na filtrach Sterivex 0.22 μm, a następnie oczyszczania go za pomocą wirowania w gradiencie gęstości chlorku cezu.

Ekstrakcja DNA z filtrów Sterivex 0,22 $\mu$M oraz wirowanie w gradiencie gęstości chlorku cezu

Przedstawiamy ulepszony protokół izolacji wysokocząsteczkowego DNA z hipersalinitycznych mat mikrobjalnych. Przed ekstrakcją i puryfikacją DNA komórki mikrobjalne są oddzielane od macierzy maty. Pozwala to na zwiększenie stężenia, poprawę jakości oraz zwiększenie rozmiaru DNA. Protokół ten może być stosowany również w przypadku innych próbek trudnych do obróbki.

Ekstrakcja wysokocząsteczkowego DNA z mat mikrobowych

TruTip to prosta technologia ekstrakcji kwasów nukleinowych, w której porowata, monolityczna matryca wiążąca jest umieszczana w końcówce pipety.  W związku z tym format przygotowania próbki jest kompatybilny z większością przyrządów do obsługi cieczy i może być używany do wielu zastosowań klinicznych o średniej i wysokiej przepustowości oraz typów próbek.

Wysokowydajna, zautomatyzowana ekstrakcja DNA i RNA z próbek klinicznych przy użyciu technologii TruTip w popularnych robotach do obsługi cieczy

Ten manuskrypt opisuje zautomatyzowane podejście do wyboru rozmiaru żelu do oczyszczania fragmentów DNA do sekwencjonowania nowej generacji. Technologia Ranger zapewnia pełną automatyzację całego procesu ładowania żelem agarozowym, analizy elektroforetycznej i odzyskiwania docelowych fragmentów DNA, co pozwala na uzyskanie wysokiej przepustowości i wysokiej jakości bibliotek sekwencjonowania nowej generacji.

Zautomatyzowany wybór wielkości żelu w celu poprawy jakości bibliotek sekwencjonowania nowej generacji przygotowanych na podstawie próbek wody środowiskowej

Ten zmodyfikowany protokół ekstrakcji poprawia wydajność RNA i DNA z bardziej precyzyjnie wybranych obszarów zainteresowania w histopatologicznych blokach tkankowych.

Przygotowanie utrwalonych w formalinie rdzeni tkankowych zatopionych w parafinie do ekstrakcji RNA i DNA

Przedstawiono porównanie i optymalizację dwóch metod wzbogacania DNA organelek roślinnych: tradycyjne wirowanie różnicowe i frakcjonowanie całkowitego gDNA w oparciu o status metylacji. Oceniamy otrzymaną ilość i jakość DNA, wykazujemy wydajność w sekwencjonowaniu nowej generacji z krótkim odczytem i omawiamy potencjał zastosowania w sekwencjonowaniu pojedynczych cząsteczek z długim odczytem.

Optymalizacja i analiza porównawcza metod wzbogacania organelek DNA roślin odpowiednich do sekwencjonowania nowej generacji

Długie sekwencje znacznie ułatwiają tworzenie złożonych genomów i charakteryzację zmienności strukturalnej. Opisujemy metodę generowania ultradługich sekwencji za pomocą platform sekwencjonowania opartych na nanoporach. Podejście to wykorzystuje zoptymalizowaną ekstrakcję DNA, a następnie zmodyfikowane przygotowania biblioteczne w celu wygenerowania setek odczytów kilobazowych z umiarkowanym pokryciem z komórek ludzkich.

Sekwencjonowanie z bardzo długim odczytem do analizy całego genomu DNA

Ten protokół opisuje wysokoprzepustową transfekcję plazmidową komórek ssaków na płytce 384-dołkowej przy użyciu technologii akustycznego wyrzucania kropel. Czasochłonne, podatne na błędy dozowanie i multipleksowanie DNA, ale także dozowanie odczynników do transfekcji, są sterowane programowo i wykonywane przez urządzenie nanodozujące. Komórki są następnie wysiewane w tych wstępnie wypełnionych studzienkach.

Wysokoprzepustowe multipleksowanie i transfekcja plazmidu DNA przy użyciu technologii akustycznego nanodozowania

Przedstawiono szczegółowy protokół generowania samodzielnie składających się mikromacierzy białek ludzkich do badań przesiewowych inhibitorów kinaz.

Badania przesiewowe inhibitorów kinaz w samoorganizujących się mikromacierzach białek ludzkich

Obecne metody ładowania 96-dołkowych płytek do ekstrakcji DNA mogą być podatne na zanieczyszczenie. Szczegółowo opisujemy nową metodę załadunku płytek 96-dołkowych, która zmniejsza ryzyko zanieczyszczenia krzyżowego między studniami. Nasza metoda pomoże innym badaczom wykorzystać skuteczność wysokoprzepustowych technik ekstrakcji DNA i zminimalizować ryzyko zanieczyszczenia.

Zmodyfikowane metody ładowania wysokoprzepustowych płytek do ekstrakcji DNA zmniejszają ryzyko zanieczyszczenia

Ten protokół opisuje eksperymentalną metodę i proces analizy danych dla rozszczepienia pod celami i uwolnienia za pomocą nukleazy (CUT&amp;RUN) w ludzkim patogenie grzybowym Candida albicans.

Profilowanie całego genomu interakcji wiążących czynnik transkrypcyjny-DNA u Candida albicans: kompleksowa metoda CUT&RUN i przepływ pracy analizy danych

99 Views.  Research Institute of Systems Biology and Medicine of Rospotrebnadzor. Nasze badania koncentrują się na 3D-drukowanych szynach do równoległych kolumn wirujących, ekstrakcji DNA i RNA, łącząc metody manualne i zautomatyzowane. Ten element rozwiązuje problemy z pracochłonnością manualnych metod z kolumnami wirującymi, umożliwiając jednoczesne przetwarzanie do 116 próbek DNA lub RNA. Na początek, użyj drukarki 3D z topnikowym wtokiem z dyszą o średnicy 0,4 milimetra, aby wydrukować stojak.Użyj generycznego polilaktydu, czyli PLA, poliet...

Ekstrakcja DNA metodą kolumnową o średniej przepustowości z wykorzystaniem racków 24-dołkowych

Przeglądaj więcej filmów