ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie zostało wspierane przez granty z Departamentu Zdrowia Rządu Kraju Basków (2023111027 i IT524-22). C.R.-V. był wspierany przez stypendium Uniwersytetu Kraju Basków UPV/EHU. Z wdzięcznością przyjmujemy wsparcie techniczne w zakresie opieki nad zwierzętami oraz usługi Analitycznej i Wysokiej Rozdzielczości Mikroskopii świadczone przez SGIker (UPV/EHU).

Płody ludzkie uzyskane od darczyńców z pisemną zgodą, zgodnie z Deklaracją Helsińską i zatwierdzeniem Komitetu Etycznego Szpitala Uniwersyteckiego w Cruces (numer zatwierdzenia CEIC E15/03). Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Badań Zwierzęcych Uniwersytetu Kraju Basków (UPV/EHU) (numer zatwierdzenia CEEA M20/2023/038) i zgodne były z Deklaracją ARVO dotyczącą stosowania zwierząt w badaniach okulistycznych i wizualnych. Wszystkie procedury przeprowadzano w obiekcie badawczym UPV/EHU (SGIker), zachowując sterylną technikę przez cały czas (szafka bezpieczeństwa biologicznego klasy II podczas manipulacji środkami biologicznymi).
1. Synteza hydrożelu
<ol>
	<li>Roztworzenia prekursorów żelatyny i ryboflawiny (5% i 10% w/v) 
	​UWAGA: Pracuj w słabym oświetleniu lub używaj bursztynowych butelek lub butelek owiniętych w folię aluminiową, aby chronić roztwór przed działaniem światła. Przeprowadzaj wszystkie kroki w warunkach sterylnych w komorze laminarnej, gdy hydrożel przeznaczony jest do użytku biologicznego.
	<ol>
		<li>Ważą wymagane ilości żelatyny i fosforanu ryboflawiny (RFP): dla 10 mL 5% (w/v) + 0,01% (w/v) prekursora RFP, waż 500 mg żelatyny i 1 mg RFP. Dla 30 mL 10% (w/v) + 0,02% (w/v) zapasu RFP, waż 3 g żelatyny i 6 mg RFP.</li>
		<li>Dodaj żelatynę i RFP do odpowiedniej objętości wody dejonizowanej (≈90% objętości końcowej). Delikatownie mieszaj, aż proszek zostanie całkowicie rozproszony.</li>
		<li>Dostosuj pH do 7,0 za pomocą 1 M NaOH, dodając zasadę kroplą po kropli, monitorując pH. Zapisz objętość użytego NaOH i końcową objętość dostosowaną. Po dostosowaniu pH doprowadź roztwory do końcowej objętości wodą dejonizowaną.</li>
		<li>Rozpuść i homogenizuj roztwór w temperaturze 80 °C pod wpływem mieszania magnetycznego z obrotem 200 rpm przez 30 min. 
		UWAGA: Obsługuj gorące roztwory (>70–80 °C) używając rękawic odpornych na ciepło.</li>
		<li>Pozwól, aby roztwory ostygły do 30–40 °C i przefiltruj je przez 0,22 μm hydrofilowe filtry membranowe polietersulfonowe (PES) do sterylnych bursztynowych butelek. 
		UWAGA: Delikatnie ogrzewaj lepkie roztwory (≈ 40–50 °C), jeśli jest to wymagane przed filtracją; unikaj przegrzania.</li>
		<li>Etykietuj butelki z składem, datą i inicjałami operatora. Przechowuj przefiltrowane roztwory hydrożelu w temperaturze 4 °C do czasu użycia, upewniając się, że okres przechowywania nie przekracza 2 tygodni od momentu przygotowania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Hydrożele żelatynowe uzupełnione (końcowa objętość: 10 mL)
	<ol>
		<li>Przygotuj autologiczne surowicy (AS) lub wyciąg z błony płodowej ludzkiej (HAMe) zgodnie z procedurami opisanymi w sekcjach 4 i 5. Trzymaj wyciągi sterylne i schłodzone do użycia.</li>
		<li>Na każde 10 mL wzbogaconego hydrożelu wymieszaj 5 mL 10% (w/v) żelatyny + 0,02% (w/v) zapasu RFP i 5 mL odpowiedniej biologicznej ekstrakcji (AS lub HAMe). 
		UWAGA: Delikatnie ogrzewaj lepkie roztwory (≈ 40–50 °C), jeśli jest to wymagane przed filtracją; unikaj przegrzania.</li>
		<li>Przefiltruj ciepły roztwór przez 0,22 μm PES hydrofilowy filtr membranowy do sterylnych bursztynowych butelek.</li>
		<li>Etykietuj i przechowuj hydrożele w temperaturze 4 °C do czasu użycia. Upewnij się, że okres przechowywania nie przekracza 2 tygodni od momentu przygotowania. 
		​UWAGA: Utylizuj cały odpad zgodnie z instytucjonalnymi regulacjami dotyczącymi bezpieczeństwa biologicznego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Aplikacja hydrożelu in vitro 
<ol>
	<li>Przygotuj formulacje hydrożelu zgodnie z opisem w Sekcji 1 i przechowuj je w temperaturze 32 °C przed aplikacją, aby utrzymać odpowiednią lepkość.</li>
	<li>Za pomocą sterylnej techniki pipetą wlecz wymaganą objętość hydrożelu do docelowego dołka, foremki, miseczki lub podłoża (Rysunek 1A).</li>
	<li>Umieść lampę Led-C 2 cm nad powierzchnią hydrożelu. Rozpocznij krzyżowanie in situ poprzez eksponowanie hydrożelu na niebieskie światło (λ = 420–480 nm) i moc wyjściową światła 850–1000 mW/cm2 przez łączną długość czasu 2 min. Dostarcz iluminację jako sześć impulsów po 20 s, wstawiając 5–10 s przerwy między impulsami, aby zapobiec miejscowemu ogrzewaniu (Rysunek 1B).</li>
	<li>Potwierdź pełne żelowanie wizualnie i delikatnie dotknąć powierzchni sterylnym instrumentem, aby upewnić się o utworzeniu sztywnego, łatwego do manipulacji hydrożelu (Rysunek 1C,D).</li>
	<li>Używaj krzyżowanego hydrożelu natychmiast lub przechowuj w

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zadeklarowania.

Niniejszy protokół zapewnia możliwość powtarzalnej pracy przy przygotowywaniu, ładowaniu i zastosowaniu foto-krzyżowalnego żelu żelatynowo-ryboflawinowego do gojenia ran rogówki. Kilka kroków in vitro jest kluczowych dla osiągnięcia spójnej jakości żelu i zasługuje na szczególny nacisk, ponieważ są one najczęstszymi źródłami zmienności. Po pierwsze, utrzymanie roztworu prekursorów w temperaturze 80 °C podczas mieszania zapewnia całkowite rozpuszczenie żelatyny i fosforanu ryboflawiny, zapobiegając tworzeniu się ...

Rogaczka jest przezroczystą, bezzwoaczową strukturą, która odpowiada za około dwie trzecie siły refrakcyjnej oka, co sprawia, że jej strukturalna i funkcjonalna integralność jest niezbędna dla widzenia1. Ze względu na bezpośrednie narażenie na środowisko zewnętrzne, rogówka jest bardzo podatna na urazy, infekcje, uszkodzenia chemiczne i powikłania pooperacyjne2,3. Niemożność szybkiego i skutecznego przywrócenia integralności nabłonka może prowadzić do trwałych defektów nabłonkowych (PED) i przewlekłych owrzodzenia rogówki, prowadzących ostatecznie do stopienia stromy, perforacji, blizn i nieodwracalnej utraty wzroku4,5. Konwencjonalne terapie – w tym środki smarowe, proflaktyka antybiotykowa i krople do oczu z surowicą autologiczną – często zapewniają tylko częściową korzyść i nie zapewniają wystarczająco dobrego wsparcia naprawy stromy w umiarkowanych do ciężkich defektach6,7,8.
Aby przeciwdziałać tym ograniczeniom, terapie oparte na biomateriałach stały się obiecującymi alternatywami ze względu na ich zdolność do ochrony rany, wspierania naprawy nabłonka i przywracania tkanki stromy9,10,11,12,13,14. Hydrożele są szczególnie atrakcyjne ze względu na ich biokompatybilność, przejrzystość optyczną, możliwość dostosowania zachowania mechanicznego i zdolność do włączania substancji terapeutycznych. Zarówno naturalne, jak i syntetyczne hydrożele, w tym żelatyna15,16,17, kolagen18,19, chitozan20,21, polietylenoglikol (PEG)22,23 i kwas hialuronowy18,24, wykazały potencjał w promowaniu gojenia ran rogówki. Wśród nich, hydrożele na bazie żelatyny są szczególnie cenne ze względu na pochodzenie od kolagenu i właściwe motywy adhezji komórkowej.
Foto-sieciowanie hydrożeli oferuje dodatkową zaletę, umożliwiając solidyfikację na żądanie bezpośrednio na powierzchni oka, umożliwiając precyzyjne umieszczenie i poprawioną stabilność mechaniczną bez szwów. Sieciowanie za pośrednictwem ryboflawina, pierwotnie opracowane do leczenia stożkowatości rogówki, zostało ostatnio zaadaptowane do fotopolimeryzacji hydrożeli ze względu na doskonałą biokompatybilność, bezpieczeństwo okulistyczne i zdolność do generowania reaktywnych form tlenu, które indukują sieciowanie w świetle widzialnym lub UV25,26. Światło niebieskie (≈445 nm) jest szczególnie korzystne w zastosowaniach rogówkowych, umożliwiając efektywne sieciowanie, unikając ryzyka związanego z UV27,28,29.
Niniejszy artykuł przedstawia produkcję, wzbogacanie i zastosowanie chirurgiczne foto-sieciującego hydrożelu składającego się z 5% (w/v) żelatyny i 0,01% (w/v) ryboflawinofosforanu (RFP). Podano szczegółowy protokół dotyczący przygotowania hydrożelu in vitro, w tym opcjonalne uwzględnienie ekstraktu błony płodowej ludzkiej (HAMe) lub surowicy autologicznej (AS), a także zastosowanie in vivo w modelu króliczej keratektomii stromy. Wiadomo, że HAMe wywiera działanie przeciwzapalne, przeciwfibrotyczne i proregenerujące na powierzchni oka30,31,32,33,34,35, podczas gdy surowica autologiczna zapewnia podobne do łez stężenia witaminy A, EGF, fibronektyny i innych czynników wzrostu niezbędnych do regeneracji nabłonka36,37,38. Razem, te elementy wspierają ponowne nabłonkowienie, zmniejszają stan zapalny i potencjalnie zapobiegają degradacji stromy39,40.
Mimo że opisane podejście zapewnia kontrolowane fotopolimeryzowanie i personalizowaną bioaktywność, jego zastosowanie jest obecnie ograniczone do powierzchownych i średnich defektów stromy i wymaga ekspozycji na niebieskie światło w linii wzroku, co może ograniczać stosowanie w opakowujących lub głęboko zinfekowanych tkankach. Poprzez integrację przygotowania i wzbogacania hydrożelu, obsługi okulistycznej i opieki pooperacyjnej, w tym częściowej bocznej tarzoraphii

<table><tbody><tr><td>Amphotericin B</td><td>Gibco (Thermo Fisher Scientific)</td><td>15290018</td><td>Final concentration:&nbsp;1.25&nbsp;&mu;g/mL</td></tr><tr><td>Autologous serum, rabbit (AS)</td><td>Prepared in-house</td><td>-</td><td>Prepared from whole blood; filtered through&nbsp;0.22 &mu;m&nbsp;PES</td></tr><tr><td>Blue LED curing lamp</td><td>Woodpecker Medical Instrument Co</td><td>LED.C model</td><td>Wavelength:&nbsp;&lambda;=420&ndash;480&nbsp;nm; Distance:&nbsp;1&ndash;2&nbsp;cm; Light output: 850-1000 mW/cm2</td></tr><tr><td>Buprenorphine (Buprecare)</td><td>Ecuphar</td><td>578950</td><td>Dose:&nbsp;0.05&nbsp;mg/kg, subcutaneous injection every&nbsp;12&nbsp;h&nbsp;for&nbsp;72&nbsp;h</td></tr><tr><td>Camera</td><td>Panasonic</td><td>LUMIX TZ35</td><td>Camera equipped with Leica optics</td></tr><tr><td>Cimarec Digital Stirring Hotplate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>SP131320-33</td><td>220-240 V, Max temperature: 540 &deg;C</td></tr><tr><td>Crescent microsurgical blade</td><td>BVI Medical</td><td>373807</td><td>-</td></tr><tr><td>DMEM (Dulbecco&rsquo;s Modified Eagle Medium)</td><td>Gibco (Thermo Fisher Scientific)</td><td>11966025</td><td>-</td></tr><tr><td>Eppendorf tubes (0.2 mL)</td><td>Merck KGaA</td><td>30124707</td><td>Kept cold for HAMe prep; aliquoting</td></tr><tr><td>Eppendorf tubes (5 mL)</td><td>Merck KGaA</td><td>30119606</td><td>Kept cold for HAMe prep; aliquoting</td></tr><tr><td>Fluorescein solution&nbsp;</td><td>Novartis</td><td>Colorcusi Fluotest</td><td>2% Fluorescein solution, 5 &micro;l eye drops</td></tr><tr><td>Gibco Neomycin</td><td>Merck KGaA</td><td>N1142</td><td>Final concentration:&nbsp;50&nbsp;&mu;g/mL</td></tr><tr><td>Gelatin powder</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G1890</td><td>Dissolved at&nbsp;80 &deg;C; pH adjusted to 7.0</td></tr><tr><td>Hyaluronic acid artificial tears (0.2%)</td><td>Chem.-pharm. Fabrik GmbH</td><td>Hylo-Tear</td><td>-</td></tr><tr><td>ImageJ image processing software</td><td>National Institute of Mental Health</td><td>-</td><td>Developed by Wayne Rasband at the Research Services Branch</td></tr><tr><td>Ketamine (Ketolar)</td><td>Pfizer</td><td>631028.1</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine</td><td>Vet One</td><td>NDC 13985-222-04</td><td>Topical or subcutaneous injection</td></tr><tr><td>Penicillin&ndash;Streptomycin</td><td>Gibco (Thermo Fisher Scientific)</td><td>15140-122</td><td>Final concentration:&nbsp;50&nbsp;&mu;g/mL</td></tr><tr><td>PES syringe filters,&nbsp;0.22&thinsp;&mu;m0.22&mu;m&nbsp;(Millex)</td><td>Merck KGaA</td><td>SLGP033RS</td><td>-</td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline (PBS)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P4417-100TAB</td><td>-</td></tr><tr><td>Protease inhibitor cocktail</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P8340</td><td>Added at&nbsp;5&nbsp;&mu;L&nbsp;per&nbsp;mg&nbsp;tissue</td></tr><tr><td>Povidone-iodine solution</td><td>Meda pharma</td><td>7167204</td><td>Preoperative disinfection</td></tr><tr><td>Riboflavin phosphate (RFP)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>R0630000</td><td>Concentrations:&nbsp;0.01%&nbsp;w/v&nbsp;(final);&nbsp;0.02%&nbsp;w/v&nbsp;(stock)</td></tr><tr><td>Sonicator</td><td>Bandelein electronic</td><td>Sonoplus GM mini20</td><td>-</td></tr><tr><td>Sonicator probe</td><td>Bandelein electronic</td><td>MS 1.5</td><td>1.5 mm dimater probe, 63 mm length.</td></tr><tr><td>Tarsorrhaphy sutures (non-absorbable)</td><td>Alcon&nbsp;</td><td>8065308001</td><td>1&ndash;2 sutures as needed</td></tr><tr><td>Tobramycin ophthalmic solution (3 mg/mL)</td><td>Novartis</td><td>Tobrex</td><td>Dosing: twice daily until closure</td></tr><tr><td>Hessburg-Barron trephine, 6.5&nbsp;mm diameter</td><td>Jedmed</td><td>21-8265</td><td>-</td></tr><tr><td>Vacutainer blood collection tubes with polymer gel separator</td><td>BD (Becton, Dickinson and Company)</td><td>367704</td><td>-</td></tr><tr><td>Xylazine solution</td><td>Laboratorios Calier SA</td><td>Xylagesic</td><td>Dose:&nbsp;5&nbsp;mg/kg&nbsp;intramuscular injection</td></tr></tbody></table>

produkcja i chirurgiczne zastosowanie wzbogaconych żeli żelatynowych przekształconych światłem i riboflawiny do naprawy ran rogówki u królików

Fabrication and Surgical Application of Enriched Photo-crosslinked Gelatin&#8211;Riboflavin Hydrogels for Corneal Wound Repair in Rabbits

Ten artykuł przedstawia krok po kroku protokół do wytwarzania, uzupełniania i chirurgicznego stosowania in situ niebieskiego światła — żelowego żelu żelatynowego krzyżującego się dla naprawy rany stromy rogówki u królików. Prekursor żelu zawiera żelatynę w stężeniu 5% (w/v) i fosforan ryboflawiny w stężeniu 0.01% (w/v), przygotowane w sterylnych i chronionych przed światłem warunkach, filtrowane sterylnie i podgrzewane przed użyciem, aby uzyskać wlewalną lepkość. Opcjonalne wprowadzenie ludzkiego ekstraktu błony płodowej lub królikowe autologowe surowica szczegółowo opisano. Sklerowaniu na żądanie wyzwala się na powierzchni oka za pomocą niebieskiego światła o λ = 420–480 nm przez łącznie 2 min. Metoda in vivo obejmuje powtarzalne przednie keratektomie stromy (średnica trychiny 6,5 mm; głębokość około 187 µm), po której następuje wypełnienie żelem, aktywacja światłem i częściowa boczna tarzorafia w celu stabilizacji leczenia, sprzyjającego gojeniu ran i standaryzacji opieki pooperacyjnej. Reprezentatywne wyniki in vitro wykazują właściwości lekko-lepiacze z ciśnieniem ścinającym i szybkim odzyskiem oraz wysoką przepuszczalnością światła (> 90%) powyżej 500 nm, co wskazuje na przydatność do zastosowania w rogówce. In vivo, leczenie oparte na żelu wspiera postępujące zamykanie naskórka, dobrą tolerancję oka (niskie wyniki Draize w dniu 3 i 7) oraz zależne od czasu utratę widocznego żelu zgodne z biodegradacją i zastępowaniem tkanki. Kluczowe kroki i punkty przerwania są podkreślone, aby zapewnić powtarzalność, w tym kontrolę temperatury podczas rozpuszczania i filtracji, ochronę przed światłem i pozycjonowanie lampy podczas krzyżowania. Protokół umożliwia bezszwowe, precyzyjnie umieszczone, aktywowane światłem stabilizowanie żelu, kompatybilne z dodatkiem wielu suplementów bioaktywnych. Zapewnia praktyczną platformę do oceny przedklinicznej nowej generacji biomateriałów okulistycznych i ułatwia translację terapii żelowych krzyżujących się w świetle dla naprawy ran rogówki.

Synteza i charakterystyka hydrożelu 
Hydrożel został zsyntetyzowany i oceniony in vitro w celu określenia jego właściwości reologicznych i optycznych przed i po sieciowaniu fotochemicznym. Do charakterystyki lepkosprężystości, granicy plastyczności i właściwości przepływu wykorzystano reologię ścinania. Pomiary zależności od częstotliwości wykazały, że G′ pozostawało wyższe niż G″ w całym zakresie badanych częstotliwości, co wskazuje na zachowanie typowe dla ciał stałych (<strong class="xfig"...

Przedstawiono protokół powtarzalny do przygotowania, wzbogacania i zastosowania in situ żelu żelatynowo-ryboflawinowego krzyżowalnego światłem niebieskim do naprawy ran stromalnych rogówki u królików, w tym kroki proceduralne dotyczące postępowania chirurgicznego, częściowej tarzoraphii i opieki pooperacyjnej.

Produkcja i chirurgiczne zastosowanie wzbogaconych żeli żelatynowych przekształconych światłem i riboflawiny do naprawy ran rogówki u królików

This article presents a step&#8209;by&#8209;step protocol to fabricate, supplement, and surgically apply an in situ blue&#8209;light&#8211;crosslinkable ...

fabrication-surgical-application-enriched-photo-crosslinked

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Przedstawiamy technikę wytwarzania mikrokieszeni w membranach elektroprzędzonych, w których można badać zachowanie komórek. W szczególności opisujemy połączenie mikrostereolitografii i elektroprzędzenia w celu produkcji urządzeń z biomateriału rogówki PLGA (poli(laktyd-ko-glikolid)) wyposażonych w mikrocechy.

Połączenie mikrostereolitografii i elektroprzędzenia w celu wytworzenia membran wyposażonych we wnęki do regeneracji rogówki

Sieciowanie kolagenu rogówki (CXL) jest obecnie jedynym dostępnym leczeniem zachowawczym, które hamuje postęp stożka rogówki poprzez poprawę sztywności biomechanicznej zrębu rogówki. Celem pracy jest zwrócenie uwagi na metody działania trzech różnych protokołów CXL: konwencjonalnego CXL (C-CXL), przyspieszonego CXL (A-CXL) i jonoforezy CXL (I-CXL).

Trzy różne protokoły sieciowania kolagenu rogówkowego w stożku rogówki: konwencjonalny, przyspieszony i jonoforeza

Pokazujemy wpływ sieciowania twardówki z ryboflawiną i UVA na osiowo wydłużone oko królika. Wydłużenie osiowe wywołano u 13-dniowych królików nowozelandzkich (samca i samicy) poprzez zszycie ich prawych powiek (tarsorrhaphy).

Sieciowanie twardówki za pomocą ryboflawiny i promieniowania ultrafioletowego-A w celu zapobiegania krótkowzroczności osiowej w modelu królika

Ten protokół opisuje techniki oceny chemicznego sieciowania twardówki królika za pomocą obrazowania drugiej generacji harmonicznej i różnicowa kalorymetria skaningowa.

Sygnały generacji drugiej harmonicznej w twardówce królika jako narzędzie do oceny terapeutycznego sieciowania tkanek (TXL) w przypadku krótkowzroczności

Opisano protokół dla modelu hodowli narządów rogówki ex vivo, przydatnego do badań nad gojeniem się ran. Ten system modelowy może być używany do oceny działania środków wspomagających regeneracyjne gojenie lub toksyczność leków w zorganizowanym środowisku wielokomórkowym 3D.

Model hodowli narządów rogówki ex vivo do badań nad gojeniem się ran

Tutaj tworzone są modele zwierzęce oparte na myszach i królikach do mechanicznego i chemicznego uszkodzenia nabłonka rogówki, aby przebadać nowe terapie i leżący u ich podstaw mechanizm.

Modele zwierzęce ex vivo i in vivo do mechanicznych i chemicznych urazów nabłonka rogówki

Ten artykuł opisuje nowy model zwierzęcy opracowany do badania anatomii i histologii rogówki oraz procesów jej gojenia. Ten nowy model zwierzęcy wykorzystuje myszoskoczka mongolskiego, który ma rogówkę z wieloma podobieństwami do rogówki ludzkiej.

Myszoskoczki mongolskie jako zwierzęcy model gojenia się ran

Stripping Only Descemeta to eksperymentalna procedura, w której pacjenci z centralnym gutem rogówki wynikającym z dystrofii śródbłonka Fuchsa mają usuniętą błonę Descemeta na potrzeby komórek obwodowych w celu regeneracji warstwy śródbłonka. Przedstawiono nowatorską metodologię symulującą DSO w dystroficznych rogówkach ludzkich ex vivo z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez eFGF1 (NM141).

Model hodowli ludzkiego narządu rogówki z usuwaniem Descemeta tylko z przyspieszonym gojeniem stymulowanym przez zmodyfikowany czynnik wzrostu fibroblastów 1

Obecny protokół opisuje ekstrakcję lumikanu z błony owodniowej (AM) i warunki ich przechowywania jako ekstraktu AM (AME) w temperaturze -20 °C, 4 °C i temperaturze pokojowej (RT) przez 6, 12, 20 i 32 dni w celu ilościowego określenia jego białek i stężenia lumikanu.

Ekstrakcja Lumikanu z błony owodniowej i określenie jej temperatury przechowywania

Protokół przedstawiony tutaj pokazuje syntezę silnego kleju hydrożelowego żelu o-nitrozobenzaldehydu (żelatyna-NB). Żelatyna-NB ma szybką i wydajną zdolność adhezji tkanek, co może tworzyć silną barierę fizyczną chroniącą powierzchnie ran, dlatego oczekuje się, że znajdzie zastosowanie w dziedzinie biotechnologii naprawy urazów.

Synteza mocnego kleju hydrożelowego, żelatyny O-nitrozobenzaldehydu

Mechanicznie izolowana frakcja naczyniowa zrębu (SVF) w połączeniu z hydrożelem fibrynowym oferuje łatwy i skuteczny nośnik dla żywotnych komórek zrębowych pochodzących z tkanki tłuszczowej dla różnych wskazań, w tym inżynierii tkankowej i/lub gojenia się ran. W tym miejscu przedstawiamy przygotowanie mechanicznego konstruktu hydrożelowego SVF (mSVF)-fibryna do badań translacyjnych i zastosowań klinicznych.

Połączenie mechanicznie izolowanej frakcji zrębu naczyniowego i hydrożelu fibrynowego: protokół przetwarzania

University of the Basque Country UPV/EHU.  Przedstawiono protokół powtarzalny do przygotowania, wzbogacania i zastosowania in situ żelu żelatynowo-ryboflawinowego krzyżowalnego światłem niebieskim do naprawy ran stromalnych rogówki u królików, w tym kroki proceduralne dotyczące postępowania chirurgicznego, częściowej tarzoraphii i opieki pooperacyjnej.

Produkcja i chirurgiczne zastosowanie wzbogaconych żeli żelatynowych przekształconych światłem i riboflawiny do naprawy ran rogówki u królików

Przeglądaj więcej filmów