Name: Izolowanie pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus i sortowanie ich według rozmiaru (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-03-20T14:05:00.000+00:00
Duration: 4 min 33 s
Description: Poznaj metodę izolacji i sortowania pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus laevis według rozmiaru. Technika ta umożliwia badanie wpływu wielkości komórki na rozwój embrionalny.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować laboratorium Matthew Gooda na Uniwersytecie Pensylwanii za szkolenie. Prace te były częściowo wspierane przez Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development (R03HD105802).

Opisane tutaj prace ze zwierzętami zostały zatwierdzone przez Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) Uniwersytetu Karoliny Południowej.
1. Przygotowanie roztworu
UWAGA: Przed rozpoczęciem protokołu przygotuj następujące rozwiązania.
<ol>
	<li>Przygotuj 20× MMR: Wymieszaj 100 mM HEPES, 2 mM EDTA, 2 M NaCl, 40 mM KCl, 20 mM MgCl2 oraz 40 mM CaCl2. Ustaw pH do 7,8 z NaOH. Zautoklawuj i przechowuj w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Przygotuj Ca2+, Mg2+-free medium (CMFM): Wymieszaj 50,3 mM NaCl, 0,7 mM KCl, 9,2 mM Na2HPO4, 0,9 mM KH2PO4, 2,4 mM NaHCO3 oraz 1,0 mM EDTA. Jeśli trzeba, dostosuj pH do 7,4. Zautoklawuj i przechowuj w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Przygotuj żel agarozowy o pojemności 1,5% w szalce Petriego o średnicy 60 mm: Dodaj 0,75 g agarozy do 50 ml CMFM. Podgrzej agarozę, aby rozpuścić ją w mikrofalówce. Dodaj 5-10 ml żelu agarozowego, aby pokryć cienką warstwę w szalce Petriego o średnicy 60 mm.</li>
	<li>Przygotuj medium gradientowe 15% gęstości (masa/objętość)/CMFM: Powoli dodawaj 15 g medium gradientu gęstości do 100 mL CMFM. Aby ułatwić rozpuszczanie, podgrzej i mieszaj na płytce, aż medium gradientu gęstości całkowicie się rozpuści. Utrzymuj roztwór w temperaturze 4 °C do użycia.</li>
	<li>Przygotuj 4% PFA/1× MEM: Wymieszaj 1 fiolkę (10 mL) 16% paradehydu i 4 mL 10× MEM (1000 mM MOPS pH 7,4, 20 mM EGTA i 10 mM MgSO4). Dodaj ultraczystą wodę do 40 mL. UWAGA: Aby uzyskać zarodki Xenopus , należy stosować standardowy protokół przeprowadzania zapłodnienia in vitro (IVF) (na przykład zob. Sive i in., 2007)10. Zarodek powinien być gotowy do użycia w zakresie 0,1× MMR.</li>
</ol>
2. Rozdzielanie wczesnych zarodków na pojedyncze komórki
<ol>
	<li>Dodaj ~15 ml CMFM do nowej 60-mm szalki Petriego pokrytej żelem agarozowym o średnicy 1,5%. Użyj plastikowej pipety transferowej, aby przenieść 10-100 zarodków (w zależności od potrzeb eksperymentalnych) do naczynia. Poddaj talerz stereomikroskopowi.</li>
	<li>Użyj pęsety w obu rękach, aby ostrożnie usunąć błonę witellinową, chwytając ją na powierzchni zarodków jedną pęsetą i odklejając drugą. Unikaj uszkodzenia zarodków podczas procesu.</li>
	<li>Inkubuj devitelline zarodki w CMFM przez ~1 godzinę w temperaturze pokojowej. Potrząsaj miseczką bardzo delikatnie co 5 minut, aby ułatwić dysocjację komórek. Regularnie sprawdzaj, aż nie zobaczysz żadnych stosów blastomerów (Rysunek 1).</li>
</ol>
3. Sortowanie komórek dysocjowanych według rozmiaru
<ol>
	<li>Podczas dysocjacji blastomerów zanurz barwniki komórkowe (40 μm, 70 μm i 100 μm) w pojedynczych szalkach Petriego wypełnionych CMFM (Rysunek 2). Ułóż dania w kolejności od lewej do prawej, zgodnie z wskazaniem. Dodaj także dwie dodatkowe misy wypełnione CMFM między grupami do krótkiego mycia barwników komórkowych podczas każdego sortowania.</li>
	<li>Delikatnie mieszaj naczynie zawierające poszczególne blastomery, aby wzbogacić je w centrum dania. Ostrożnie przenieś blastomery do barwnika 40 μm w CMFM.</li>
	<li>Delikatnie potrząśnij sitkiem kilka razy, aby blastomery < 40 μm się ustabilizowały. Następnie szybko przenieś sitko 40 μm do naczynia wypełnionego CMFM na krótkie umycie. Ostrożnie przenieś blastomery w sicie 40 μm, które są > 40 μm, do sita 70 μm.</li>
	<li>Powtarzaj kroki, aż blastomery zostaną uporządkowane w sicie 100 μm.</li>
	<li>Delikatnie mieszaj każde danie z uporządkowanymi blastomerami, aby wzbogacić je w centrum dania. Ostrożnie przenieś blastomery (~4 mL) na wierzch 0,5 mL ośrodka gradientowego o gęstości 15% w rurce aktywowanej fluorescencją (FACS) (Rysunek 3). Unikaj mieszania.</li>
	<li>Zostaw tubkę na 10 minut. Nienaruszone blastomery opadają na dno pod wpływem grawitacji, oddzielając się od kulek żółtka od pękniętych blastomerów podczas sortowania i transferu (Rysunek 3).</li>
	<li>W zależności od celu dalszych eksperymentów, należy przeprowadzić analizę żywych komórek, zamrozić blastomery w ciekłym azocie do pracy z RNA lub ustalić blastomery do immunobarwienia (Rysunek 3).</li>
</ol>

<ol><li>Ginzberg, M. B., Kafri, R., Kirschner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+biology.+On+being+the+right+%28cell%29+size%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Cell biology. On being the right (cell) size.</a> Science. 348 (6236), 1245075(2015).</li>
<li>Xie, S., Swaffer, M., Skotheim, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eukaryotic+cell+size+control+and+its+relation+to+biosynthesis+and+senescence%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Eukaryotic cell size control and its relation to biosynthesis and senescence.</a> Annu Rev Cell Dev Biol. 38, 291-319 (2022).</li>
<li>Chadha, Y., Khurana, A., Schmoller, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eukaryotic+cell+size+regulation+and+its+implications+for+cellular+function+and+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Rev%22%5BJournal%5D)">Eukaryotic cell size regulation and its implications for cellular function and dysfunction.</a> Physiol Rev. 104 (4), 1679-1717 (2024).</li>
<li>Chen, H., Einstein, L. C., Little, S. C., Good, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+patterning+of+zygotic+genome+activation+in+a+model+vertebrate+embryo%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Cell%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal patterning of zygotic genome activation in a model vertebrate embryo.</a> Dev Cell. 49 (6), 852-866.e7 (2019).</li>
<li>Hubatsch, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+cell+size+threshold+limits+cell+polarity+and+asymmetric+division+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Phys%22%5BJournal%5D)">A cell size threshold limits cell polarity and asymmetric division potential.</a> Nat Phys. 15 (10), 1075-1085 (2019).</li>
<li>Fung, H. F., Bergmann, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Function+follows+form%3A+How+cell+size+is+harnessed+for+developmental+decisions%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Function follows form: How cell size is harnessed for developmental decisions.</a> Eur J Cell Biol. 102 (2), 151312(2023).</li>
<li>Chen, H., Qian, W., Good, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrating+cellular+dimensions+with+cell+differentiation+during+early+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Integrating cellular dimensions with cell differentiation during early development.</a> Curr Opin Cell Biol. 67, 109-117 (2020).</li>
<li>Clute, P., Masui, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+the+appearance+of+division+asynchrony+and+microtubule-dependent+chromosome+cycles+in+Xenopus+laevis+embryos%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Regulation of the appearance of division asynchrony and microtubule-dependent chromosome cycles in Xenopus laevis embryos.</a> Dev Biol. 171 (2), 273-285 (1995).</li>
<li>Venkataraman, T., Dancausse, E., King, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PCR-based+cloning+and+differential+screening+of+RNAs+from+Xenopus+primordial+germ+cells%3A+Cloning+uniquely+expressed+RNAs+from+rare+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">PCR-based cloning and differential screening of RNAs from Xenopus primordial germ cells: Cloning uniquely expressed RNAs from rare cells.</a> Methods Mol Biol. 254, 67-78 (2004).</li>
<li>Sive, H. L., Grainger, R. M., Harland, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xenopus+laevis+in+vitro+fertilization+and+natural+mating+methods%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protoc%22%5BJournal%5D)">Xenopus laevis in vitro fertilization and natural mating methods.</a> CSH Protoc. 2007, (2007).</li>
</ol>

Autor deklaruje brak konkurencyjnych interesów.

Rozmiar komórek jest fundamentalnie ważny dla funkcji komórkowych3, a jego wpływ na wczesny rozwój wymaga większej analizy w modelowych systemach embrionalnych. Tutaj opisaliśmy szczegóły izolowania pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus laevis oraz sortowania komórek według rozmiaru za pomocą sitników komórkowych, co może być przydatne w badaniach rozmiaru komórek. Ta metoda pozwoliła nam dostarczyć bezpośrednich dowodów na aktywację genów zygotycznych regulowaną wielkością we...

Zmiana rozmiaru komórek jest częstą cechą wczesnej embriogenezy, gdy zapłodnione komórki jajowe przechodzą wielokrotne rundy rozszczepienia, generując coraz większą liczbę komórek. Chociaż wiele wiadomo o roli rozmiaru komórek jako głównego parametru sterującego funkcjami komórkowymi 1,2,3, to jednak wpływ rozmiaru komórek na wczesny rozwój jest mniej znany. Najnowsze badania dotyczące różnych modelowych systemów embrionalnych sugerują, że rozmiar komórek reguluje aktywację genomu zygotycznego (ZGA)4 oraz specyfikację losu komórki5, co wspiera istotną rolę rozmiaru komórek w decyzjach rozwojowych 6,7.
Wczesny embrion Xenopusa jest ważnym modelem do badania decyzji rozwojowych regulowanych przez wielkość komórek. Ponieważ wczesny zarodek Xenopusa jest duży (~1,2 mm średnicy), łatwo jest fizycznie zmieniać jego rozmiar, co czyni go przydatnym do oceny bezpośrednich konsekwencji zmiany wielkości komórek. Na przykład miniaturowe zarodki o różnych rozmiarach mogą być generowane przez zwężenie zarodków jednokomórkowych za pomocą pętli włosowych 4,8, co wykazuje zależność od dawki ZGA4. Ponadto wczesny embrion Xenopus zawiera gradient wielkości komórek wzdłuż osi zwierzęcej-roślinny, z najmniejszymi komórkami na biegunie zwierzęcym i największymi na biegunie roślinnym, co świadczy o ponad 100-krotnej różnicy objętości4. Co ważne, poprzez bezpośrednie wizualizowanie i ilościowe określenie początkujących transkryptów w pojedynczych komórkach zarodków pełnego zarodku, zidentyfikowaliśmy próg wielkości komórki, który reguluje ZGA4. Ponadto izolacja pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus i ich sortowanie według rozmiaru potwierdziły znaczenie progu wielkości komórek ZGA4.
Tutaj opisujemy szczegółowe procedury izolowania pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus laevis oraz ich sortowania według rozmiaru. Wczesne zarodki Xenopus mogą być dysocjowane na pojedyncze komórki poprzez inkubację w Ca2+, ośrodku wolnym od Mg2+ (CMFM)9, a te pojedyncze komórki można dalej sortować za pomocą sitek komórkowych o różnych rozmiarach porów siatkowych. Posortowane komórki mogą być oczyszczane i wykorzystywane w różnych zastosowaniach, w tym analizie żywych komórek, sekwencjonowaniu czy testach obrazowania.

<table><tbody><tr><td>16% paraformaldehydu (PFA)</td><td>EMS</td><td>15710-S</td><td>Do przygotowania roztworu utrwalacza</td></tr><tr><td>Jednorazowe szalki Petriego 60 mm</td><td>VWR</td><td>25384-092</td><td>Do inkubujących się zarodków</td></tr><tr><td>Stereomikroskopy ACCU-SCOPE 3075 Zoom</td><td>VWR</td><td>470351-130</td><td>Do wizualizacji zarodków</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A-9414</td><td>Do powlekania szalek Petriego</td></tr><tr><td>Sietko komórkowe, 100 & mikro; m</td><td>VWR</td><td>76327-102</td><td>Do sortowania komórek według rozmiaru</td></tr><tr><td>Ceder komórkowy, 40 & mikro; m</td><td>VWR</td><td>76327-098</td><td>Do sortowania komórek według rozmiaru</td></tr><tr><td>Sietko komórkowe, 70 & mikro; m</td><td>VWR</td><td>76327-100</td><td>Do sortowania komórek według rozmiaru</td></tr><tr><td>Jednorazowe pipety transferowe</td><td>VWR</td><td>414004-035</td><td>Do transferu zarodków</td></tr><tr><td>Pinceta Dumont, styl 5</td><td>Nauki o mikroskopii elektronowej</td><td>72701-D</td><td>Do usuwania błony vitelline</td></tr><tr><td>Szklana szalka Petriego, 60 & razy; 15 mm</td><td>VWR</td><td>75845-542</td><td>Do inkubujących się zarodków</td></tr></tbody></table>

izolowanie pojedynczych komórek z wczesnych zarodków xenopus i sortowanie ich według rozmiaru

Isolating Single Cells from Xenopus Early Embryos and Sorting Them by Size

Wczesna embrigeneza wymaga wykładniczego zmniejszenia rozmiaru komórek, podczas gdy zarodek pozostaje stały pod względem wielkości na najwcześniejszych etapach rozwoju. Funkcjonalne znaczenie oraz mechanizmy, dzięki którym wielkość komórek wpływa na rozwój zarodka, są wciąż w dużej mierze niedostatecznie zbadane. Wczesny zarodek Xenopusa zapewnia unikalny system do wypełniania tych poważnych luk. W porównaniu z innymi organizmami modelowymi, wczesny zarodek Xenopus jest niezwykle duży i zawiera gradient wielkości komórek, od małych komórek na biegunie zwierzęcym do dużych komórek na biegunie roślinnym, na całym zarodku na etapach przejścia środkowego blastuli. Tutaj opisujemy protokół dysocjacji pojedynczych komórek od wczesnych zarodków Xenopus i sortowania ich według rozmiaru za pomocą sitek komórkowych o różnych rozmiarach porów siatkowych. Według pomiarów obrazowania i rozmiaru, posortowane komórki mieszczą się w oczekiwanym zakresie rozmiarów i mogą być używane do analizy lub sekwencjonowania komórek żywych, albo stałe do obrazowania. System ten rzuci nowe światło na ujawnienie mechanizmów regulacyjnych zależnych od wielkości podczas wczesnego rozwoju.

Zarodki Xenopus laevis (n = 50) na etapie 9 były inkubowane w ośrodku CMFM, aby rozłożyć się na pojedyncze blastomery zgodnie z tym protokołem (patrz przykład na Rysunku 1). Dysocjowane pojedyncze blastomery zostały posortowane sekwencyjnie za pomocą filtrów komórkowych 40 μm, 70 μm i 100 μm, jak opisano powyżej. Niesortowana mieszanka kontrolna oraz pojedyncze blastomery zostały utrwalone w 4% paraformaldehydu i obrazowane pod mikroskopem jasnego pola (rysunek ...

Opisujemy metodę izolowania pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus laevis i sortowania ich według wielkości komórek.

Izolowanie pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus i sortowanie ich według rozmiaru

Early embryogenesis requires an exponential decrease in cell size, while the embryo remains constant in size at the earliest stages of development. The ...

Nasze badania koncentrują się na tym, jak wielkość komórek reguluje decyzje dotyczące genomu i siarczanów we wczesnym rozwoju zarodków. Istniejące metody pomijają heterogeniczność rozmiarów we wczesnych zarodkach xenopusa. Protokół ten umożliwia precyzyjną fizyczną separację i sortowanie według wielkości komórek.Na początek dodaj około 15 mililitrów CMFM do nowej 60-milimetrowej szalki Petriego pokrytej żelem 1,5% AGROS. Za pomocą plastikowej pipety transferowej przenieś 10 do 100 zarodków Xenopus laevis do naczynia. Umieść talerz pod mikroskopem stereo.Ostrożnie złap błonę witelinową na powierzchni zarodków jedną pęsetą i zdejmij ją inną pęsetą. Unikaj uszkodzenia zarodków podczas tego procesu. Inkubuj zdevitalizowane zarodki w CMFM przez godzinę w temperaturze pokojowej.Delikatnie potrząśnij miską co pięć minut, aby ułatwić dysocjację komórek. Regularnie sprawdzaj, aż nie widać już żadnych stosów blastomerów. Podczas dysocjacji blastomerów zanurz sita komórek 40 mikrometrów, 70 mikrometrów i 100 mikrometrów w pojedynczych szalkach Petriego wypełnionych CMFM.Ułóż dania od lewej do prawej w wskazanej kolejności. Umieść dwa dodatkowe naczynia wypełnione CMFM między grupami, aby krótko umyć sita podczas sortowania. Teraz delikatnie mieszaj naczynie z pojedynczymi pojedynczymi blastomerami, aby wzbogacić je w centrum.Następnie ostrożnie przenieś blastomery do 40-mikrometrowego sita zanurzonego w CMFM. Delikatnie potrząśnij sitkiem kilka razy, aby blastomery mniejsze niż 40 mikrometrów mogły przejść. Szybko przenieś sitko do naczynia wypełnionego CMFM na krótkie umycie.Następnie ostrożnie przenieś blastomery zatrzymane w sicie do sita o średnicy 70 mikrometrów. Powtarzaj proces sortowania, używając stopniowo większych sit, aż blastomery zostaną zebrane w sitniku o średnicy 100 mikrometrów. Delikatnie mieszaj każde danie zawierające sortowane blastomery, aby wzbogacić je w centrum.Następnie ostrożnie przelej około czterech mililitrów blastomerów na wierzch 0,5 mililitra ośrodka gradientowego o gęstości 15% w fluorescencyjnie aktywowanej rurce sortującej komórki bez mieszania. Po 10 minutach nienaruszone blastomery opadają grawitacją na dno, oddzielając je od kroplaków żółtkowych pochodzących z pękniętych bluźni. Nieuporządkowane pojedyncze blastomery sterujące i sortowane rozmiarami były fiksowane i obrazowane pod mikroskopem jasnego pola.Sortowane blastomery wykazywały wąskie rozkłady wielkości w swoich oczekiwanych zakresach w porównaniu do kontrolnych niesortowanych bluźniarzy. Grupa poniżej 40 mikrometrów wykazała średnią średnicę około 33 mikrometrów. Grupa o średnicy od 40 do 70 mikrometrów wykazała średnią średnicę około 55 mikrometrów, podczas gdy grupa powyżej 70 mikrometrów wskazała średnią średnicę około 91 mikrometrów.Protokół ten pozwala badaczom badać funkcje i mechanizmy pośredniczone przez rozmiar komórek. Najważniejszym aspektem tego protokołu jest ostrożne traktowanie rozłączonych komórek, ponieważ są one delikatne. Po tym protokole posortowane komórki mogą być wykorzystywane do analizy cyklu komórkowego, sekwencjonowania pojedynczych komórek oraz obrazowania konfokalnego.

isolating-single-cells-from-xenopus-early-embryos-sorting-them

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Informujemy o skutecznej i prostej metodzie izolowania zarodków we wczesnych stadiach rozwoju z nasion Arabidopsis thaliana. W ciągu 1 godziny do 4 godzin można wyizolować do 40 zarodków, w zależności od dalszej aplikacji. Procedura jest odpowiednia do transkryptomu, metylacji DNA, ekspresji genów reporterowych, barwienia immunologicznego i fluorescencyjnych analiz hybrydyzacji in situ.

Skuteczna i szybka izolacja zarodków we wczesnym stadium rozwoju z nasion Arabidopsis thaliana

Zgłaszamy urządzenie i nową metodę badania komórek i embrionów. Pojedyncze komórki są precyzyjnie uporządkowane w układach mikrownękowych. Ich uwięzienie w 3D jest krokiem w kierunku środowisk 3D spotykanych w warunkach fizjologicznych i umożliwia orientację organelli. Kontrolując kształt komórki, ta konfiguracja minimalizuje zmienność zgłaszaną w standardowych testach.

Porządkowanie pojedynczych komórek i pojedynczych zarodków w zamknięciu 3D: nowe urządzenie do badań przesiewowych o wysokiej zawartości

Ten protokół opisuje metodę izolowania pojedynczych komórek z zarodków danio pręgowanego, wzbogacania o interesujące komórki, przechwytywania komórek danio pręgowanego w mikroprzepływowych systemach multipleksów jednokomórkowych i oceny ekspresji genów z pojedynczych komórek.

Izolacja i charakterystyka pojedynczych komórek z zarodków danio pręgowanego

Hematopoetyczne komórki macierzyste i progenitorowe (HSPC) pochodzą z wyspecjalizowanych (hemogennych) komórek śródbłonka podczas rozwoju, jednak niewiele wiadomo o procesie, w którym niektóre komórki śródbłonka decydują się na ukrwienie. Przedstawiono metodę opartą na cytometrii przepływowej, pozwalającą na jednoczesną izolację hemogennych komórek śródbłonka i HSPC z mysich tkanek embrionalnych.

Izolacja mysich embrionalnych hemogennych komórek śródbłonka

Mechanizmy skalowania komórkowego i wewnątrzkomórkowego pozostają nieuchwytne. Stosowanie ekstraktów z zarodków Xenopus staje się coraz bardziej powszechne w celu wyjaśnienia mechanizmów regulacji wielkości organelli. Metoda ta opisuje przygotowanie ekstraktu z zarodka i nowatorski test skalowania jądrowego, za pomocą którego można zidentyfikować mechanizmy regulacji wielkości jądra.

Bezkomórkowy test wykorzystujący ekstrakty z zarodków Xenopus laevis do badania mechanizmów regulacji wielkości jądra

Opisujemy kroki, które umożliwiają szybkie pobieranie próbek in situ małej części pojedynczej komórki z dużą precyzją i minimalną inwazją, przy użyciu mikropróbkowania opartego na kapilarach, aby ułatwić chemiczną charakterystykę migawki aktywności metabolicznej w żywych zarodkach przy użyciu specjalnie zbudowanej platformy do elektroforezy kapilarnej i spektrometrii mas z pojedynczą komórką.

Elektroforeza kapilarna z mikrosondą Spektrometria mas do metabolomiki pojedynczych komórek w żywych zarodkach żab (Xenopus laevis)

Opisujemy technikę profilowania mikroRNA we wczesnych zarodkach myszy. Protokół ten pozwala przezwyciężyć wyzwanie związane z niskim wkładem komórek i wzbogaceniem małego RNA. Test ten można wykorzystać do analizy zmian w ekspresji miRNA w czasie w różnych liniach komórkowych wczesnego zarodka myszy.

Przygotowanie małych bibliotek RNA do sekwencjonowania z wczesnych zarodków myszy

Opisujemy prosty protokół tworzenia organoidów nabłonkowych śluzowo-rzęskowych z głębokich komórek ektodermy wyizolowanych z zarodków Xenopus laevis. Multipotencjalne komórki progenitorowe regenerują prekursory nabłonkowych komórek kubkowych i umożliwiają śledzenie na żywo inicjacji i progresji przemian komórkowych na powierzchni organoidów.

Organoidy nabłonkowe śluzowo-rzęskowe z komórek embrionalnych Xendopus: generacja, hodowla i obrazowanie na żywo w wysokiej rozdzielczości

Tutaj opisujemy opartą na spektrometrii mas proteomiczną charakterystykę linii komórkowych ze znanymi losami tkanek u zarodka kręgowca Xenopus laevis.

Proteomika spektrometrii mas sterowana linią komórkową w rozwijającym się zarodku (żaby)

Ten artykuł ustanawia linię produkcyjną dla wysokiej jakości zawiesin pojedynczych komórek i jąder zarodków myszy do sekwencjonowania pojedynczych komórek i jąder.

Sekwencjonowanie jednokomórkowego RNA zmutowanych całych zarodków myszy: od epiblastu do końca gastrulacji

Opisujemy metodę fizycznego zwężania do tworzenia mini embrionów z zarodków Xenopus laevis o jednokomórkowej liczbie komórek.

Manipulacja fizyczna w celu generowania mini embrionów Xenopusa

Poznaj metodę izolacji i sortowania pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus laevis według rozmiaru. Technika ta umożliwia badanie wpływu wielkości komórki na rozwój embrionalny.

Izolowanie pojedynczych komórek z wczesnych zarodków Xenopus i sortowanie ich według rozmiaru

Przeglądaj więcej filmów