ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Praca ta była wspierana przez Program dla Młodzieży Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82405539), Fundusz Badań Podstawowych i Zastosowanych Prowincji Guangdong (nr 2023A1515110322, 2025A1515011811), Program Wsparcia dla Młodych Talentów Chińskiego Stowarzyszenia Medycyny Tradycyjnej (2025-QNRC2-B16), Wspólny Projekt Naukowo-Technologiczny Narodowej Strefy Demonstracyjnej Kompleksowej Reformy dla Tradycyjnej Medycyny Chińskiej (GZY-KJS-GD-2025-048, GZY-KJS-GD-2025-033), Specjalny Projekt na Rzecz Ugruntowania Podstaw Dyscypliny Akupunktury i Moxibuscji Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Guangzhou.

<ol><li>Li, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global%2C+regional%2C+and+national+burden+of+ischemic+stroke%2C+1990%E2%80%932021%3A+an+analysis+of+data+from+the+global+burden+of+disease+study+2021%5BTitle%5D)+AND+%22EClinicalMedicine%22%5BJournal%5D)">Global, regional, and national burden of ischemic stroke, 1990–2021: an analysis of data from the global burden of disease study 2021.</a> EClinicalMedicine. , (2024).</li>
<li>Zaki, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-competitive+AMPA+receptor+antagonist+perampanel+inhibits+ischemia-induced+neurodegeneration+and+behavioral+deficits+in+focal+cortical+pial+vessel+disruption+stroke+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%22%5BJournal%5D)">Non-competitive AMPA receptor antagonist perampanel inhibits ischemia-induced neurodegeneration and behavioral deficits in focal cortical pial vessel disruption stroke model.</a> Cells. , (2025).</li>
<li>Pu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Projected+global+trends+in+ischemic+stroke+incidence%2C+deaths+and+disability-adjusted+life+years+from+2020+to+2030%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Projected global trends in ischemic stroke incidence, deaths and disability-adjusted life years from 2020 to 2030.</a> Stroke. , (2023).</li>
<li>Khan, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+risk+of+stroke+after+transient+ischemic+attack+or+minor+stroke%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Long-term risk of stroke after transient ischemic attack or minor stroke: a systematic review and meta-analysis.</a> JAMA. , (2025).</li>
<li>Capirossi, C., Laiso, A., Renieri, L., Capasso, F., Limbucci, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology%2C+organization%2C+diagnosis+and+treatment+of+acute+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Radiol+Open%22%5BJournal%5D)">Epidemiology, organization, diagnosis and treatment of acute ischemic stroke.</a> Eur J Radiol Open. , (2023).</li>
<li>Kumar, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Addressing+systemic+complications+of+acute+stroke%3A+a+scientific+statement+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Addressing systemic complications of acute stroke: a scientific statement from the American Heart Association.</a> Stroke. , (2025).</li>
<li>Khakh, B. S., Sofroniew, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity+of+astrocyte+functions+and+phenotypes+in+neural+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Diversity of astrocyte functions and phenotypes in neural circuits.</a> Nat Neurosci. , (2015).</li>
<li>Verkhratsky, A., Parpura, V., Vardjan, N., Zorec, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+of+astroglia%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Exp+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Physiology of astroglia.</a> Adv Exp Med Biol. , (2019).</li>
<li>Chen, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+astrocyte+metabolic+reprogramming+in+ischemic+stroke+%28review%29%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">The role of astrocyte metabolic reprogramming in ischemic stroke (review).</a> Int J Mol Med. , (2025).</li>
<li>Collyer, E., Blanco-Suarez, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocytes+in+stroke-induced+neurodegeneration%3A+a+timeline%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Astrocytes in stroke-induced neurodegeneration: a timeline.</a> Front Mol Med. , (2023).</li>
<li>Wang, Y., Wang, D., Li, D., Ma, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+astrocytes+in+ischemic+stroke+%E2%80%94+mechanisms%2C+functions+and+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cell+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">The role of astrocytes in ischemic stroke — mechanisms, functions and treatment.</a> Front Cell Dev Biol. , (2025).</li>
<li>Deng, X. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+insights+into+acute+ischemic+stroke+from+the+perspective+of+spatial+omics%5BTitle%5D)+AND+%22Theranostics%22%5BJournal%5D)">New insights into acute ischemic stroke from the perspective of spatial omics.</a> Theranostics. , (2025).</li>
<li>Zhou, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+associated+RNA-containing+vesicles+regulate+cortical+astrocytic+microdomain+calcium+transients+in+awake+ischemic+stroke+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Sci+%28Weinh%29%22%5BJournal%5D)">Membrane associated RNA-containing vesicles regulate cortical astrocytic microdomain calcium transients in awake ischemic stroke mice.</a> Adv Sci (Weinh). , (2024).</li>
<li>Mohseni Ahooyi, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Network+analysis+of+hippocampal+neurons+by+microelectrode+array+in+the+presence+of+HIV-1+Tat+and+cocaine%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">Network analysis of hippocampal neurons by microelectrode array in the presence of HIV-1 Tat and cocaine.</a> J Cell Physiol. , (2018).</li>
<li>Ghouse, M., Li, M., Long, C., Jiang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multichannel+extracellular+recording+in+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Multichannel extracellular recording in freely moving mice.</a> J Vis Exp. , (2023).</li>
<li>Montoya, B., Thompson, R. J., Boyce, A. K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+photothrombosis+and+fiber+photometry+to+induce+and+monitor+ischemic+stroke+in+behaving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Simultaneous photothrombosis and fiber photometry to induce and monitor ischemic stroke in behaving mice.</a> J Vis Exp. (225), e69418(2025).</li>
<li>Labat-gest, V., Tomasi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombotic+ischemia%3A+a+minimally+invasive+and+reproducible+photochemical+cortical+lesion+model+for+mouse+stroke+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Photothrombotic ischemia: a minimally invasive and reproducible photochemical cortical lesion model for mouse stroke studies.</a> J Vis Exp. (76), e50370(2013).</li>
<li>Llovera, G., Pinkham, K., Liesz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+stroke+in+mice%3A+focal+cortical+lesions+by+photothrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Modeling stroke in mice: focal cortical lesions by photothrombosis.</a> J Vis Exp. (171), e62536(2021).</li>
<li>Talley Watts, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rose+Bengal+photothrombosis+by+confocal+optical+imaging+in+vivo%3A+a+model+of+single+vessel+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Rose Bengal photothrombosis by confocal optical imaging in vivo: a model of single vessel stroke.</a> J Vis Exp. (100), e52794(2015).</li>
<li>Seong, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Target+ischemic+stroke+model+creation+method+using+photoacoustic+microscopy+with+simultaneous+vessel+monitoring+and+dynamic+photothrombosis+induction%5BTitle%5D)+AND+%22Photoacoustics%22%5BJournal%5D)">Target ischemic stroke model creation method using photoacoustic microscopy with simultaneous vessel monitoring and dynamic photothrombosis induction.</a> Photoacoustics. , (2022).</li>
<li>Pochechuev, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+fiber-optic+recording+of+acute+ischemic+stroke+signatures%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Real-time fiber-optic recording of acute ischemic stroke signatures.</a> J Biophotonics. , (2022).</li>
<li>Gao, Y. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+disruption+to+remodeling%3A+the+evolution+and+therapeutic+prospects+of+neuroimmune+regulatory+circuitry+after+ischemic+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Immunol%22%5BJournal%5D)">From disruption to remodeling: the evolution and therapeutic prospects of neuroimmune regulatory circuitry after ischemic stroke.</a> Front Immunol. , (2026).</li>
<li>Lee, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optrode+array+for+simultaneous+optogenetic+modulation+and+electrical+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Optrode array for simultaneous optogenetic modulation and electrical neural recording.</a> J Vis Exp. (187), e63460(2022).</li>
<li>Wang, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+machine+learning-based+classification+of+neuronal+cell+types+from+spike+waveforms%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protoc%22%5BJournal%5D)">Protocol for machine learning-based classification of neuronal cell types from spike waveforms.</a> STAR Protoc. , (2025).</li>
<li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neural+activity+in+worms%2C+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nat Methods. , (2009).</li>
<li>Boyce, A. K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contralesional+hippocampal+spreading+depolarization+promotes+functional+recovery+after+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Commun%22%5BJournal%5D)">Contralesional hippocampal spreading depolarization promotes functional recovery after stroke.</a> Nat Commun. , (2025).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Des+Devel+Ther%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Des Devel Ther. , (2015).</li>
<li>Liu, F., McCullough, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Middle+cerebral+artery+occlusion+model+in+rodents%3A+methods+and+potential+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Middle cerebral artery occlusion model in rodents: methods and potential pitfalls.</a> J Biomed Biotechnol. , (2011).</li>
<li>Shvedova, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+middle+cerebral+artery+occlusion+model+provides+detailed+intraoperative+cerebral+blood+flow+registration+and+improves+neurobehavioral+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Modified middle cerebral artery occlusion model provides detailed intraoperative cerebral blood flow registration and improves neurobehavioral evaluation.</a> J Neurosci Methods. , (2021).</li>
<li>Bacigaluppi, M., Comi, G., Hermann, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke.+Part+two%3A+modeling+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Open+Neurol+J%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke. Part two: modeling cerebral ischemia.</a> Open Neurol J. , (2010).</li>
<li>Jiang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+photothrombotic+%E2%80%9Cring%E2%80%9D+stroke+model+in+adult+mice+with+late+spontaneous+reperfusion%3A+quantitative+measurements+of+cerebral+blood+flow+and+cerebral+protein+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Establishing a photothrombotic “ring” stroke model in adult mice with late spontaneous reperfusion: quantitative measurements of cerebral blood flow and cerebral protein synthesis.</a> J Cereb Blood Flow Metab. , (2006).</li>
<li>Knezic, A., Broughton, B. R. S., Widdop, R. E., McCarthy, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimising+the+photothrombotic+model+of+stroke+in+the+C57BL%2F6+and+FVB%2FN+strains+of+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Optimising the photothrombotic model of stroke in the C57BL/6 and FVB/N strains of mouse.</a> Sci Rep. , (2022).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do ujawnienia.

Opisany tutaj zintegrowany protokół stanowi znaczącą nowość w badaniach nad interakcjami astrocytów i neuronów w trakcie progresji udaru niedokrwiennego. Łącząc indukcję fototrombotyczną z monitorowaniem opto-elektrofizjologicznym w czasie rzeczywistym i manipulacją optogenetyczną, ta metoda skutecznie łączy moment wystąpienia udaru z obserwacją reorganizacji układów neuronów i astrocytów na poziomie obwodów. Niedawny wkład zespołu Boyce i wsp. potwierdził wykonalność łączenia pomiaru fotometrii włókienniczej i rejestrac...

Udar mózgu niedokrwienny pozostaje głównym wyzwaniem zdrowia publicznego na świecie, będąc jedną z głównych przyczyn zarówno śmiertelności, jak i długotrwałej niepełnosprawności nabywanej na całym świecie1,2,3. Wysoki wskaźnik niepełnosprawności związany z udarem niedokrwiennym jest związany z różnorodnymi objawami klinicznymi, od porażenia ruchowego i utraty czucia po upośledzenie poznawcze4,5,6. Istnieje pilna potrzeba pogłębienia rozumienia mechanizmów patologicznych i odbudowalnych udaru niedokrwiennego podczas fazy naprawy. Oprócz niewydolności neuronów, ostatnio podkreślono katastrofalną niewydolność astrocytów7,8. Astrocyty, najliczniejsze komórki gleji, są istotnym składnikiem ośrodkowego układu nerwowego, a także trypartytowego synapsu. Na każdym etapie kaskady niedokrwiennej astrocyty odgrywają niezastąpioną rolę i głęboko wpływają na odbudowę neuronów i funkcji9,10,11. W zdrowym mózgu astrocyty i neurony są funkcjonalnie połączone przez trypartytowy synaps, gdzie procesy astrocytarne pokrywają terminale przed- i postsynaptyczne i aktywnie uczestniczą w transmisji synaptycznej7,8. Astrocyty regulują stężenie glutaminianu pozakomórkowego poprzez transportery kwasów aminowych, utrzymują homeostazę potasu przez kanały Kir4.1 i modulują siłę synaps poprzez uwalnianie gliotransmiterów poprzez wydzielanie zależne od wapnia7,8. W tym kontekście, astrocytarne wewnątrzkomórkowe przejścia wapnia reprezentują aktywność astrocytarną i są ściśle związane z wyładowaniem neuronów7. Podczas udaru niedokrwiennego ta precyzyjnie sterowana relacja jest szybko zakłócana. Zapadnięcie się gradientów jonowych po niewydolności energetycznej wywołuje masowe uwalnianie glutaminianu i rozprzestrzenianie się depolaryzacji, prowadząc do toksycznego działania na neurony i proliferacji astrocytów reaktywnych12. Astrocyty w rdzeniu zawału i wokół niego przechodzą kaskadę zmian patologicznych, w tym przeciążenie wapniem, upośledzenie ponownego wychwytu glutaminianu, utrata połączenia synaps i niewydolność uwalniania gliotransmiterów13. Jednocześnie aktywność szybkich wyładowań neuronów jest głęboko tłumiona, ponieważ neurony tracą żywotność i integralność potencjału błonowego14,15. W strefie okołozawałowej, przetrwałe neurony i astrocyty reaktywne angażują się w dynamiczne interakcje, które są uważane za kluczowe dla wyznaczania wyniku powysiłkowej regeneracji; jednakże, elektrofizjologiczne i wapniowe korelaty w czasie rzeczywistym tej interakcji u przetrwałych, aktywnych zwierząt są słabo scharakteryzowane13,16. W związku z tym, zrozumienie aktywności astrocytarnej w powiązaniu z sygnałami neuronowymi jest uważane za fundament regeneracji funkcji nerwowych po udarze niedokrwiennym.
Fototromboza jest szeroko stosowanym modelem niedokrwienia; wykorzystuje fotoczuły barwnik i skoncentrowane światło do wywołania niedokrzewienia w określonych obszarach docelowych17. Obecne protokoły modelowania udaru i rejestracji utrudniają badanie interakcji astrocyt-neuron po udar, przez trzy główne techniczne bariery17,18,19. Segregacja modelowania i rejestracji jest powszechną wadą większości obecnych protokołów, powodując przerwę czasową między ustanowieniem modelu a rejestracją sygnału w czasie rzeczywistym20,21. Jednakże, od kilku minut do kilku godzin po udar niedokrwienny jest istotnym okresem, w którym zarówno neurony, jak i astrocyty przechodzą drastyczne wahania12,22. Bez jednoczesnego monitorowania interakcji astrocyt-neuron tuż po wystąpieniu udaru niedokrzewienia, badanie skutecznej wczesnej interwencji w udarze niedokrzewiennym będzie głęboko utrudnione. Kolejnym ograniczeniem obecnych protokołów jest izolacja trybów rejestracji; większość obecnych metodologii jest zoptymalizowana dla jednego rodzaju sygnału. Na przykład, wielokanałowa elektrofizjologia oferuje wykrywanie wyładowań neuronów i lokalnych potencjałów pola (LFP), ale jest ślepa na stany sygnałowe komórek glejowych15,16. Z kolei monitorowanie dynamiki astrocytarnej poprzez obrazowanie wapnia in vivo uchwytuje wahaniom astrocytarnym, ale nie posiada danych dotyczących wyładowań neuronów. Ostatnia bariera obecnych protokołów wydaje się być stanem rejestracji zwierzęcia; w większości protokołów zwierzę jest unieruchomione lub swobodnie się porusza. Jednakże, dysfunkcja ruchowa jest uważana za jeden z najbardziej kłopotliwych skutków udaru; zrozumienie związku

<table><tbody><tr><td>2% TTC Staining Solution</td><td>Solarbio</td><td>G3005</td><td></td></tr><tr><td>Agorose</td><td>Biosharp</td><td>BS081</td><td></td></tr><tr><td>Body Temperature Maintenance System / Homeothermic Monitor</td><td>RWD life Science</td><td>69002</td><td></td></tr><tr><td>Cranial Screws</td><td>Zhongke Huida</td><td>23092007</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquisition and Analysis Software(Fiber photometry)</td><td>RWD life Science</td><td>ORFs</td><td></td></tr><tr><td>Data Acquisition and Analysis Software(Multi-channel electrophysiology)</td><td>Plexon</td><td>PlexControl, Offline Sorter, Neuroexplorer&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Digital laboratory stereotactic frame</td><td>RWD life Science</td><td>68804</td><td></td></tr><tr><td>Forcep</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td>Forcep diameter 0.005 mm &acute; 0.025 mm</td></tr><tr><td>Laser power meter</td><td>Sanwa</td><td>LP10</td><td></td></tr><tr><td>Laser Speckle Blood Flow Imaging System</td><td>Pericam AB</td><td>Pericam PSI NR</td><td></td></tr><tr><td>Mice</td><td>Risemice</td><td>C57BL/6J</td><td></td></tr><tr><td>Miniature handheld cranial drill</td><td>RWD life Science</td><td>78001</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Viral Micro-injector</td><td>RWD life Science</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>Optrode</td><td>Customized</td><td>Kedou</td><td>Customized with 16 tungsten electrode surrounding 1 optical fiber</td></tr><tr><td>Prism</td><td>GraphPad</td><td>5.01 version</td><td></td></tr><tr><td>R studio</td><td>Posit</td><td>version 4.4.1</td><td></td></tr><tr><td>rAAV-GfaABC1D-GCaMP6s</td><td>BrainVTA</td><td>PT-2560</td><td>Astrocyte-specific calcium indicator</td></tr><tr><td>rAAV-GfaABC1D-opto-vTrap</td><td>BrainCase</td><td>BC-2446</td><td>Astrocyte-specific optogenetic viral vector</td></tr><tr><td>Rose Bengal Dye</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>198250</td><td>Photosensitive dye for thrombus induction/Sigma-Aldrich</td></tr><tr><td>Trolley-mounted anesthesia workstation</td><td>RWD life Science</td><td>R520</td><td>Anesthesia machine for controllable inhalation anesthesia for mice</td></tr></tbody></table>

zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodem aktywności neuronowej i astrocytów u myszy wykonujących zachowania

An Integrated Method for Photothrombotic Stroke Modeling and In Vivo Optrode Recording of Neuronal and Astrocytic Activity in Behaving Mice

Badanie dynamiki astrocytów i neuronów po udarze niedokrwiennym jest niezbędne do zrozumienia mechanizmów powysiłkowych. Jednak obecne metodologie często nie pozwalają na uchwycenie interakcji w czasie rzeczywistym między neuronami i astrocytami u zwierząt wykonujących określone zadania behawioralne, co ogranicza naszą zdolność do badania ostrej fazy patologii udaru. Ten protokół przedstawia zintegrowaną metodę, która łączy modelowanie udaru fototombotycznego z jednoczesnym rejestrowaniem wielokanałowym elektrofizjologii oraz fotometrią światłowodową u czujnych, zachowujących się myszy z wykorzystaniem niestandardowo wykonanego optrodu. Protokół obejmuje indukcję ogniskowego niedokrwienia poprzez fototombozę, a następnie jednoczesne rejestrowanie impulsów neuronów i przejściowych zmian wapnia w astrocytach. Optrod umożliwia jednoczesne wykonanie fototombozy, rejestrowanie sygnałów wapniowych i manipulację optogenetyczną bez konieczności oddzielnych procedur chirurgicznych. Wyniki reprezentatywne potwierdzają sukces w jednoczesnym rejestrowaniu sygnału wapniowego astrocytów i impulsów neuronów. Optogenetyczna manipulacja astrocytami powoduje mierzalne zmiany w wzorcach wyładowań neuronów (zmniejszenie częstotliwości wyładowań neuronów piramidalnych o 1,55 ± 0,45 Hz i neuronów interneuronowych o 3,64 ± 1,37 Hz w porównaniu z przedstymulacją optogenetyczną, n = 2), co potwierdza, że system jest zdolny do badania interakcji astrocytów i neuronów. To zintegrowane podejście radzi sobie z krytycznymi lukiami w metodologii badań nad udarem, zapewniając rejestrację wielomodalną w czasie rzeczywistym od fazy ostrej do przewlekłej udaru u zwierząt zachowujących się.

Harmonogram doświadczenia
Rysunek 1 przedstawia harmonogram eksperymentu oraz kluczowe punkty orientacyjne operacji. Trzytygodniowy odstęp między iniekcją wirusa a implantacją optrody jest krytyczny dla uzyskania odpowiedniej ekspresji GCaMP6s; silne sygnały wapniowe astrocytów należy potwierdzić, analizując ślady fotometrii włókienkowej podczas okresu rejestracji bazowej przed indukcją udaru.
Wielowymiarowa wer...

Ten protokół zapewnia zintegrowaną metodę, która obejmuje dostarczenie wirusowe, implantację optrodu, indukcję fototrombotyczną, jednoczesne rejestrowanie aktywności astrocytów i neuronów oraz optogenetyczną stymulację astrocytów. Ta zintegrowana metoda ma na celu zapewnienie jednoczesnego badania relacji astrocyt-neuron na wszystkich etapach przewlekłych udaru niedokrwiennego.

Zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodem aktywności neuronowej i astrocytów u myszy wykonujących zachowania

Investigating astrocyte-neuron dynamics following ischemic stroke is essential for understanding post-stroke recovery mechanisms. However, current ...

W ramach naszych badań opracowano zintegrowaną metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności astrocytów i neuronów podczas udaru niedokrwiennego u myszy w trakcie zachowywania się. Poprzednie metody pozwalały na oddzielną rejestrację neuronów lub astrocytów. Nasz protokół umożliwia jednoczesne przechwytywanie sygnałów z astrocytów i neuronów już od pierwszych chwil wystąpienia udaru.Na początek przenieś głęboko znieczuloną mysz szczepu C57BL/6J do aparatu stereotaksycznego wyposażonego w maskę do znieczulenia. Monitoruj głębokość znieczulenia co 10 minut, utrzymując temperaturę ciała myszy w zakresie od 36 do 37,5 °C za pomocą podgrzewanego podkładu z systemem sprzężenia zwrotnego. Po nałożeniu maści oftalmicznej do oczu przymocuj mysz do aparatu stereotaksycznego za pomocą uchwytów usznych i uchwytu do pyska.Po symetrycznym unieruchomieniu głowy potwierdzić jej stabilność za pomocą delikatnego badania dotykowego. Po depilacji i antyseptycznym przygotowaniu skóry naciąć linię środkową za pomocą nożyczek chirurgicznych. Oczyścić okostną solą fizjologiczną i patyczkami bawełnianymi, aby odsłonić bregma i lambda.Obniż szklaną mikropipetę, aby kolejno dotknąć punktu bregma i lambda. Po odczytaniu współrzędnej Z na cyfrowym pomiarowym suwmiarzu, dostosuj poprzeczkę ustną, aż różnica wyniesie mniej niż 0,04 milimetra. Obniż szklaną mikropipetę, aby dotknąć punktu bregma, a następnie zresetuj cyfrowy suwmiarz do zera.Przesuń mikropipetę sukcesywnie o 2,3 milimetra w lewo i w prawo od bregmy. Po odnotowaniu współrzędnej Z, dostosuj pręty uszne tak, aby różnice bilateralne były mniejsze niż 0,04 milimetra. Po zresetowaniu cyfrowego suwmiarki do zera w punkcie bregmy, wyznacz obszar przedniego ramienia kory ruchowej w punkcie przednio-tylnym plus 1,5 milimetra i przyśrodkowo-bocznym plus 0,74 milimetra.Używając mikrowiertarki i okrągłych wierteł o średnicy 0,5 mm, wykonaj mały otwór o średnicy około 0,5 mm w zaznaczonym miejscu. Przed podaniem, zmieszaj dwa wektory wirusowestkowane adeno-zależne (AAV) w równych objętościach i krótko odwiruj próbkę. Opuść szklaną mikropipetę podłączoną do pompy mikroinfuzyjnej do miejsca docelowego na głębokość grzbietowo-brzuszną minus 0,94 mm od powierzchni mózgu.Wprowadzić 400 nanolitrów mieszaniny wirusowej zawierającej po 200 nanolitrów każdego wektora z prędkością 50 nanolitrów na minutę. Powoli wycofać pipetę 10 minut po zakończeniu infuzji. Założyć szew na skórze głowy, używając nici 4-0 o długości 20 milimetrów i igły 3/8 koła, a następnie umieścić mysz na podgrzewaczce do czasu pełnego wyzdrowienia.Od trzech do czterech tygodni po iniekcji wirusa postępuj zgodnie z wcześniej opisaną procedurą aż do momentu nacięcia skóry głowy. Podczas nacięcia usuń fragment skóry głowy o wymiarach 1,5 centymetra na 1,5 centymetra, zachowując wystarczającą ilość skóry wokół oczu. Oczyść czaszkę nadtlenkiem wodoru oraz 0,9% solą fizjologiczną.Po zlokalizowaniu punktu bregma wyzeruj cyfrowy suwak pomiarowy. Używając wiertła z okrągłą końcówką o średnicy 0,8 mm, lekko zmatowij powierzchnię czaszki. Wyznacz obszar przedniej kończyny w korze ruchowej.W wymiarze przednio-tylnym 1,5 milimetra i boczno-przyśrodkowym 0,74 milimetra. Wykorzystując ten punkt jako środek, narysuj kwadrat o wymiarach pięć milimetrów na pięć milimetrów. Używając mikrowiertła przy prędkości około 10 000 obrotów na minutę, wykonaj nacięcie wzdłuż obrysu kwadratu.Ciągle aplikuj lodowatą sól fizjologiczną wzdłuż toru wiercenia i natychmiast przerwij czynność, jeśli płatek kostny poluzuje się. Wywierć trzy małe otwory o średnicy 0,5 millimeter w obrębie przeciwległej półkuli i móżdżku. W otwory wprowadź wkręty do kranioplastyki.Należy upewnić się, że każda śruba dosięga opony twardej, ale nie wnika głębiej, aby uniknąć uszkodzenia tkanki mózgowej. Za pomocą pincety należy usunąć poluzowany płat kostny. Do usunięcia opony twardej w obrębie okna czaszkowego należy użyć pęsety ultrapowierzchniowej z końcówką o rozmiarach mniejszych niż 0,03 mm na 0,01 mm, unikając bezpośredniego kontaktu z tkanką mózgową.Przymocuj optrodę do ramienia micromanipulatora w aparacie stereotaksycznym i przesuń ją nad okno czaszkowe. Solidnie splot srebrne przewody uziemiające i referencyjne optrody z trzema śrubami do kranioplastyki. Oczyść powierzchnię okna czaszkowego sterylną solą fizjologiczną.Powoli opuść optrodę na pożądaną głębokość grzbietowo-brzuszną wynoszącą -0,94 mm w tempie 1 mm na 10 sekund. Po implantacji nałóż warstwę agarozy na okno czaszkowe. Nałóż od trzech do czterech warstw cementu dentystycznego.Po stwardnieniu cementu dentystycznego należy podawać leki przeciwbólowe przez trzy do pięciu dni i pozostawić mysz do rekonwalescencji na okres od jednego do dwóch tygodni. Do wzbudzenia GCaMP6s należy użyć systemu fotometrii światłowodowej o dwóch lub trzech długościach fal. Kanał sygnałowy należy ustawić na 470 nanometrów, a kanał kontrolny na 410 nanometrów.Ustaw częstotliwość próbkowania na 60 klatek na sekundę. Następnie należy odpowiednio uziemić wszystkie komponenty systemu rejestrującego. Podczas rejestracji stosuj wspólną referencję środkową.Upewnij się, że w oprogramowaniu rejestrującym wybrano sygnały szerokopasmowe oraz lokalne potencjały polowe, monitorując obecność szumów przez cały czas trwania sesji nagraniowej. Po krótkim znieczuleniu myszy podłącz optrodę do linii rejestrującej za pomocą adaptera. Umieść mysz w środowisku przypominającym klatkę domową w celu przeprowadzenia pomiarów.Po przebudzeniu należy odczekać 10 minut w celu aklimatyzacji. Należy zarejestrować mysz podczas wykonywania testu siły chwytu, wymagającego jednego pociągnięcia na minutę przez pięć minut. Testy behawioralne należy precyzyjnie oznaczyć znacznikami czasu zarówno w systemie wielokanałowym, jak i w systemie fotometrii włóknowej.Podaj roztwór barwnika różowej bengali (Rose Bengal) w stężeniu 1,5% drogą dosytrawniczą w dawce od 10 do 20 mg/kg i odczekaj pięć minut. Po osiągnięciu i utrzymaniu głębokiej anestezji podłącz sondę optrodową do źródła lasera. Przez wszczepiony optrod skieruj wiązkę lasera o długości fali 530 nm i mocy 15 mW przez okres od pięciu do ośmiu minut, aby wywołać niedokrwienie ogniskowe.Aby przeprowadzić stymulację optogenetyczną, podłącz stymulator laserowy do optrody. Włącz optogenetyczny stymulator laserowy o długości fali 488 nanometr i ustaw go na 10 milliwattów na pięć minut w przypadku Opto-vTrap. Na koniec umieść mysz na podgrzewanej podkładce w celu rekonwalescencji.W porównaniu z wartościami wyjściowymi, przepływ krwi mózgowej spadł po fototrombazie i pozostał obniżony w pierwszej oraz siódmej dobie po udarze. Siła chwytu przedniej kończyny wykazala wysoce istotny spadek w pierwszej dobie i pozostała obniżona w siódmej dobie po udarze. Przejściowe zmiany poziomu wapnia w astrocytach rejestrowane za pomocą fotometrii włókiennej oraz impulsy neuronalne z elektrofizjologii zostały zsynchronizowane na podstawie znaczników czasu.Po udarze fototromboticznym częstotliwość wyładowań była znacząco obniżona zarówno w neuronach piramidowych, jak i interneuronach w porównaniu z częstotliwością wyładowań bazowych podczas zadania chwytania przednią kończyną. W stanie bazowym przelotne wzrosty poziomu wapnia w astrocytach osiągały szczyt w ciągu od czterech do sześciu sekund od rozpoczęcia zadania. Jednakże amplituda ta była znacząco zredukowana po udarze fototromboticznym, co odzwierciedlało osłabioną aktywność wapniową.Wykresy rasterowe oraz histogramy czasu okołobodziegczego (PSTH) wykazały zmiany w aktywności neuronalnej podczas stymulacji optycznej. Częstość wyładowań zarówno neuronów piramidalnych, jak i interneuronów uległa znacznemu zmniejszeniu po stymulacji optycznej w porównaniu z linią bazową sprzed bodźca, co potwierdza, że modulacja astrocytów wywiera mierzalny wpływ na pobudliwość lokalnego obwodu. Protokół ten umożliwia nieprzerwany zapis aktywności neuronalnej i przebiegu ćwiczeń w całym czasie od wystąpienia ostrego udaru aż do fazy przewlekłej.Sukces w tym protokole zależy od precyzyjnego lub skoordynowanego wyrównania. Monokularna implantacja optrod oraz wystarczający czas ekspresji wirusa w trakcie zabiegów są kluczowe. W przyszłych badaniach można zastosować wiele implantów w celu monitorowania szerszych obszarów mózgu lub celowania w różne typy komórek przy użyciu zróżnicowanych testów behawioralnych.

an-integrated-method-for-photothrombotic-stroke-modeling-vivo-optrode

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodowej aktywności neuronowej i astrocytarnej u myszy wykazujących zachowanie

Ten film demonstruje procedurę generowania udaru fotozakrzepowego w modelu mysim poprzez laserowe oświetlenie nienaruszonej czaszki po podaniu barwnika światłoczułego.

Modelowanie udaru fotozakrzepowego w modelu mysim: technika oświetlenia laserowego przez czaszkę myszy po podaniu barwnika światłoczułego w celu wywołania fotozakrzepicy

Źródło: Maruoka, H., et. al. Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy. J. Vis. Exp. (2022) Ten film przedstawia procedurę mikroskopii dwufotonowej do obrazowania aktywności neuronalnej i dynamiki mikrogleju u obudzonej myszy podczas stymulacji wzrokowej, podkreślając stany przejściowe wapnia i interakcje komórkowe.

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u wybudzonej myszy

Fotozakrzepica to szybka, minimalnie inwazyjna technika wywoływania małego i dobrze zdefiniowanego zawału w obszarach zainteresowania w wysoce powtarzalny sposób. Jest szczególnie przydatny do badania odpowiedzi komórkowych i molekularnych leżących u podstaw plastyczności mózgu u myszy transgenicznych.

Fotozakrzepowe niedokrwienie: minimalnie inwazyjny i powtarzalny fotochemiczny model zmiany korowej do badań nad udarem u myszy

Tutaj opisujemy półinwazyjną metodę mikroskopii optycznej do indukcji skrzepu fotozakrzepowego Rose Bengal w korze somatosensorycznej myszy in vivo.  Opisano techniczne aspekty procedury obrazowania, począwszy od indukcji zdarzenia fotozakrzepowego, a skończywszy na zastosowaniu i gromadzeniu danych.

Fotozakrzepica różana bengalska za pomocą konfokalnego obrazowania optycznego in vivo: model udaru pojedynczego naczynia

Ten film pokazuje procedurę kraniotomii, która umożliwia przewlekłe obrazowanie neuronów w korze zaśledziony myszy za pomocą mikroskopii dwufotonowej in vivo w linii transgenicznej Thy1-GFP. Podejście to łączy się z wstrzyknięciem do grzbietowego hipokampa wirusa związanego z ekspresją mCherry. Techniki te pozwalają na długoterminowe monitorowanie plastyczności strukturalnej zależnej od doświadczenia w RSC.

Jednoczesne dwufotonowe obrazowanie in vivo wejść synaptycznych i celów postsynaptycznych w korze zaśledzinowej myszy

Ten protokół opisuje zastosowanie połączonego obrazowania fluorescencyjnego w bliskiej podczerwieni (NIRF) i mikrotomografii komputerowej (microCT) do wizualizacji choroby zakrzepowo-zatorowej mózgu. Technika ta pozwala na ilościowe określenie obciążenia skrzepliną i ewolucji. Technika obrazowania NIRF wizualizuje znakowaną fluorescencyjnie skrzeplinę w wyciętym mózgu, podczas gdy technika mikroCT wizualizuje skrzeplinę wewnątrz żywych zwierząt za pomocą nanocząstek złota.

Połączone obrazowanie fluorescencyjne w bliskiej podczerwieni i tomografia mikrokomputerowa do bezpośredniej wizualizacji choroby zakrzepowo-zatorowej mózgu

Tutaj opisany jest model udaru fotozakrzepowego, w którym udar jest wytwarzany przez nienaruszoną czaszkę poprzez wywołanie trwałej okluzji mikronaczyniowej za pomocą oświetlenia laserowego po podaniu barwnika światłoczułego.

Modelowanie udaru u myszy: ogniskowe zmiany korowe spowodowane fotozakrzepicą

Tutaj opisujemy protokół łączący wstrzyknięcie wirusa związanego z adenowirusem z implantacją okna czaszkowego w celu jednoczesnego obrazowania dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy.

Jednoczesne obrazowanie dynamiki mikrogleju i aktywności neuronalnej u obudzonych myszy

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Protokół ten zawiera szczegółowy opis krok po kroku podejścia dla przewlekłego modelu myszy z przewlekłym oknem czaszki oraz mikronaczyniowym zatorem naczyniowym, zoptymalizowanego do mikroskopii in vivo dwufotonowej z użyciem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych.

Model mikronaczyniowej embolii myszy do mikroskopii in vivo dwufotonowej z wykorzystaniem fluorescencyjnych mikrosfer polistyrenowych

Stosując całkowicie optyczne podejście, udar niedokrwienny jest indukowany, jednocześnie rejestrując aktywność neuronów Ca2+ za pomocą fluorescencyjnego biosensora w wyłaniającym się rdzeniu udaru czujnej, zachowującej się myszy.

Jednoczesna fotozakrzemia i fotometria włókien w celu wywołania i monitorowania udaru niedokrwiennego u zachowujących się myszy

133 Views.  Guangzhou University of Chinese Medicine. Nasze badania rozwijają zintegrowaną metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności astrocytów i neuronów podczas udaru niedokrwiennego u myszy wykonujących zachowania. Poprzednie metody rejestrowały neurony lub astrocyty osobno. Nasz protokół rejestruje sygnały astrocytów i neuronów jednocześnie od momentu wystąpienia udaru.Na początek przenieś głęboko znieczulonego mysza C57BL/6J na ramę stereotaktyczną wyposażoną w maskę do znieczulenia. Monitoruj głębokoś?...

Video: Zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodowej aktywności neuronowej i astrocytarnej u myszy wykazujących zachowanie

Zintegrowana metoda modelowania udaru fototrombotycego i in vivo rejestracji optrodem aktywności neuronowej i astrocytów u myszy wykonujących zachowania

Przeglądaj więcej filmów