Name: Dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, zapłodnienie i hodowlą zarodków przedimplantacyjnych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-05-29T15:15:00.000+00:00
Duration: 9 min 24 s
Description: Poznaj metody dojrzewania in vitro, zapłodnienia i hodowli zarodków myszy do stadium blastocysty. Techniki te umożliwiają badanie biologii rozrodu i wczesnego rozwoju embrionalnego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy profesorowi Yi-Liang Miao (Huazhong Agricultural University) za cenne rady i wskazówki w zakresie optymalizacji tego protokołu. Praca ta była wspierana przez Shaanxi Provincial Natural Science Basic Research Program (2025JC-XKZX-03).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i ich Wykorzystywania Uniwersytetu Northwest A&F, Chiny (numer pozwolenia: 20230503).
1. Utrzymanie zwierząt
<ol>
	<li>Zdobądź dzikich myszy C57BL/6 płci żeńskiej i DBA/2 płci męskiej i trzymaj je w warunkach wolnych od określonych patogenów (SPF), przy cyklu 12-godzinnym światło-cień, w temperaturze 20–22 °C i wilgotności 55% ± 10%. Zapewnij dietę hodowlaną i wodę ad libitum. Myszy męskie trzymaj pojedynczo (jedna mysz na klatkę).</li>
</ol>
2. Przygotowanie mediów
<ol>
	<li>Aby przygotować pracujący roztwór PMSG 50 IU/mL, rozpuść 5000 IU gonadotropiny suczy końskiej (PMSG) w 100 mL sterylnego buforu fosforanowego (PBS). 
	UWAGA: Rozdzielić roztwór na jednorazowe porcje po 1 mL i przechowywać w temperaturze -20 °C. Każdą porcję rozmrażać w temperaturze pokojowej bezpośrednio przed użyciem.</li>
	<li>Aby przygotować medium kulturowe IVM, dodaj składniki wymienione w Tabeli 1 do 100 mL podstawowego medium 199 (M199). Wyreguluj pH do 7,3–7,4, a następnie przefiltruj sterylnie przez filtr o przenikalności 0,22 µm do sterylnych butelek z medium. Oznakować butelkę "IVM" inicjałami, datą wytworzenia i datą ważności oraz przechowywać w temperaturze 4 °C przez maksymalnie 1 miesiąc.</li>
	<li>Aby przygotować 0,1% (w/v) roztwór hialuronidazy, rozpuść 10 mg hialuronidazy w 10 mL medium M2. 
	UWAGA: Przechowywać w jednorazowych plikach po 1 mL w temperaturze -20 °C i ogrzewać do 37 °C przed użyciem.</li>
</ol>
3. Przygotowanie naczyń (Rysunek 2)
UWAGA: Dostosuj liczbę kropel IVM, IVF i IVC zgodnie z przewidywaną liczbą COC i zarodków, używając 20–30 COC na 100 µL kropli dla IVM i IVF oraz 20–30 zarodków na 100 µL kropli dla kultury zarodków.
<ol>
	<li>Przygotuj odpowiednią liczbę 35 mm naczyń do pobierania oocytów, każde zawierające 2 mL medium M2 uzupełnionego o 0,2 mM 3-izobutylo-1-metyloksantynę (IBMX). Użyj jednego naczynia do nakłucia jajnika i pobierania COC (jedno naczynie na dwie samice) oraz innego do płukania COC. Rozgrzej naczynia do 37 °C przed użyciem.</li>
	<li>Przygotuj naczynia IVM.
	<ol>
		<li>W 60 mm naczyniu przygotuj pięć 100 µL kropel medium IVM do płukania (oznaczyć naczynie jako "IVM wash").</li>
		<li>W oddzielnym 60 mm naczyniu przygotuj wiele 100 µL kropel medium IVM do dojrzewania (oznaczyć naczynie jako "IVM").</li>
		<li>Ostrożnie dodaj wystarczającą ilość oleju mineralnego, aby pokryć krople i zrównoważyć naczynia w temperaturze 37 °C w inkubatorze z 5% CO2 przez co najmniej 2 godziny przed rozpoczęciem pobierania oocytów.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj naczynia IVF.
	<ol>
		<li>W 60 mm naczyniu przygotuj jedną lub dwie 300 µL krople wstępnie zrównoważonego medium kulturowego zarodków do uwolnienia plemników i kapacitacji (oznaczyć naczynie jako "Kapacytacja plemników"). 
		UWAGA: Druga kropla do kapacitacji jest przygotowywana jako rezerwa na wypadek, gdy ruchliwość plemników w pierwszej kropli jest niewystarczająca, należy zebrać nową próbkę plemników z wywiewnika i poddać ją kapacitacji lub należy dostosować stężenie plemników przed zapłodnieniem.</li>
		<li>Przygotuj dwa oddzielne 60 mm naczynia, każde zawierające pięć 100 µL kropel wstępnie zrównoważonego medium kulturowego do płukania (oznaczyć naczynie jako "IVF wash"). 
		UWAGA: Użyj jednego "IVF wash" do płukania COC dojrzałych IVM przed zapłodnieniem i drugiego "IVF wash" do płukania przypuszczalnych zygot po współhodowli, aby usunąć komórki cumulus i resztki plemników.</li>
		<li>W oddzielnym 60 mm naczyniu przygotuj wiele 100 µL kropel wstępnie zrównoważonego medium kulturowego zarodków do zapłodnienia (oznaczyć naczynie jako "IVF"). 
		UWAGA: Wstępnie zrównoważone medium kulturowe zarodków jest używane zarówno do kapacitacji plemników, jak i zapłodnienia, aby utrzymać spójne warunki podczas przygotowywania plemników i zapłodnienia.</li>
		<li>Ostrożnie dodaj wystarczającą ilość oleju mineralnego, aby pokryć krople i zrównoważyć naczynia w temperaturze 37 °C w inkubatorze z 5% CO2 przez co najmniej 12 godzin przed rozpoczęciem procedury kapacitacji plemników.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj naczynia IVC.
	<ol>
		<li>W 60 mm naczyniu przygotuj pięć 100 µL kropel wstępnie zrównoważ

Autorzy nie mają żadnych sporów interesów do ujawnienia.

Niniejszy protokół zapewnia standaryzowaną procedurę dojrzewania komórek jajowych myszy in vitro, zapłodnienia in vitro oraz hodowli in vitro za pomocą niedojrzałych KOC, umożliwiając powtarzalne generowanie i ocenę zarodków przedimplantacyjnych na etapie blastocysty w określonych warunkach in vitro. W wielu badaniach wyniki IVM są wrażliwe na różnice w mediach, czasach inkubacji i obsłudze, które mogą zmniejszać kompetencję rozwojową po IVM12,<sup cl...

Zrozumienie jakości oocytów i kompetencji rozwojowej jest niezbędne dla udanego zapłodnienia i późniejszego rozwoju zarodkowego1,2. Dojrzewanie oocytów wymaga nie tylko dokładnej segregacji chromosomów podczas dojrzewania jądrowego, ale także dojrzewania cytoplazmatycznego, w tym redystrybucji organelli oraz akumulacji matczynych mRNA i białek3. Wczesny rozwój zarodkowy opiera się na mRNA i białkach pochodzących od matki, a zasoby matczyne w oocycie utrzymują rozwój przedimplantacyjny. Jednak tożsamość i funkcje wielu matczynych regulatorów embriogenezy ssaków pozostają niedostatecznie poznane4. Dlatego potrzebne są dalsze systematyczne badania, aby wyjaśnić mechanizmy leżące u podstaw dojrzewania oocytów, zapłodnienia i rozwoju zarodkowego.
Mysz jest szeroko stosowanym modelem do badań rozwoju zarodków przedimplantacyjnych. In vitro dojrzewanie (IVM) odnosi się do pobierania niedojrzałych oocytów z jąder i ich dojrzewania w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych5. Następnie in vitro zapłodnienie (IVF) umożliwia współinkubację dojrzałych oocytów z spermą zdolną do zapłodnienia, aby wygenerować zygoty do badań wczesnego rozwoju zarodkowego. Jednak w porównaniu z konwencjonalnym IVF przy użyciu in vivo–dojrzałych oocytów, oocyty pochodzące z IVM często wykazują niższe współczynniki dojrzewania i zapłodnienia oraz obniżoną kompetencję rozwojową6. Ograniczenia te są w dużej mierze spowodowane asynchronicznością dojrzewania jądrowego i cytoplazmatycznego w warunkach kultury in vitro. Ponadto stabilność wrzeciona meiotycznego w oocytach mysich jest wrażliwa na zmiany pH i temperatury podczas IVM, a zakłócenia wrzeciona mogą przyczyniać się do zatrzymania dojrzewania7. W konsekwencji, obniżona kompetencja oocytów pochodzących z IVM pozostaje główną barierą, ograniczającą efektywne produkowanie zarodków dla badań rozwojowych i mechanizmowych.
Zarodki przedimplantacyjne myszy mogą być również uzyskiwane poprzez pobieranie zygot pochodzących in vivo i hodowle in vitro (IVC). In vivo–pochodzące zygoty zebrane z jajowodów zapewniają stosunkowo zsynchronizowany punkt wyjściowy dla eksperymentów skupionych na zdarzeniach po zapłodnieniu8. Jednak dojrzewanie oocytów i akumulacja czynników matczynych zachodzą przed zapłodnieniem in vivo; dlatego zygoty pochodzące in vivo są mniej przystosowane do eksperymentalnej manipulacji warunkami dojrzewania lub zasobami matczynymi w celu oceny ich wpływu na późniejszy rozwój zarodków4. Dlatego optymalizacja protokołów IVM i IVF oraz przyjęcie znormalizowanych procedur operacyjnych z rygorystyczną kontrolą jakości (np. ścisłe zarządzanie temperaturą, pH i praktykami obsługi) są niezbędne, aby zminimalizować zmienność związaną z procedurą i chronić kompetencję rozwojową oocytów i zarodków.
Poniżej opisano protokół IVM–IVF–IVC szczegółowo opisujący przygotowanie mediów, izolację i selekcję COCs, procedury IVM i IVF oraz in vitro hodowlę zarodków (Rysunek 1). Protokół zawiera praktyczne, etapowe punkty kontrolne do rutynowej kontroli jakości, w tym wydalenie pierwszego ciała biegunowego (PB1), formowanie męskich i żeńskich jąder zarodkowych (2PN), podział na dwie komórki i formowanie blastocyst. Ten protokół umożliwia powtarzalne i efektywne generowanie zarodków przedimplantacyjnych w zdefiniowanych warunkach, wspierając badania mechanizmowe, optymalizację hodowli i zastosowania wtórnie w biologii rozwoju i rozrodu.

<table><tbody><tr><td>35 mm Petri dish</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>150255</td><td></td></tr><tr><td>60 mm Petri dish</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>150270</td><td></td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A8806</td><td></td></tr><tr><td>Breeding diet (rodent breeder chow)</td><td>Keao Xieli (Beijing,China)</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>CO2 incubator</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>HERAcell 150i</td><td></td></tr><tr><td>D-glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G7021</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Pasteur Pipet</td><td>Kimble</td><td>DWK63A53WT-1000EA</td><td></td></tr><tr><td>Epidermal growth factor</td><td>Gibco</td><td>PHG0313</td><td></td></tr><tr><td>Fine dissecting scissors</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3146-1EA</td><td></td></tr><tr><td>Fine-tip forceps</td><td>Rhino</td><td>SW14</td><td></td></tr><tr><td>Follicle-stimulating hormone</td><td>Millipore</td><td>869001</td><td></td></tr><tr><td>G-1 PLUS</td><td>Vitrolife</td><td>10128</td><td></td></tr><tr><td>G-IVF PLUS</td><td>Vitrolife</td><td>10136</td><td>(preequilibriated) embryo culture medium</td></tr><tr><td>Hemocytometer</td><td>Millicell</td><td>MDH-4N1</td><td></td></tr><tr><td>Hyaluronidase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4274</td><td></td></tr><tr><td>IBMX (3-Isobutyl-1-methylxanthine)</td><td>Selleck</td><td>S5836</td><td></td></tr><tr><td>KnockOut Serum Replacement</td><td>Gibco</td><td>A3181501</td><td></td></tr><tr><td>L-Cysteine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C7352</td><td></td></tr><tr><td>Luteinizing hormone</td><td>Millipore</td><td>869003</td><td></td></tr><tr><td>M2 medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7167</td><td></td></tr><tr><td>Medium 199</td><td>Gibco</td><td>11150-059</td><td></td></tr><tr><td>Micropipette</td><td>Gilson</td><td>F167350</td><td></td></tr><tr><td>Mineral oil&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M8410</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline</td><td>Gibco</td><td>20012027</td><td></td></tr><tr><td>Pregnant Mare Serum Gonadotropin</td><td>Ningbo Second hormone factory (Ningbo, China)</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sodium pyruvate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4562</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Olympus</td><td>SZX10</td><td></td></tr><tr><td>Sterile medium bottles</td><td>Nalgene</td><td>46600-586</td><td></td></tr><tr><td>Sterile syringe needle</td><td>BD Biosciences</td><td>309623</td><td>1 mL, 27G1/2</td></tr><tr><td>Syringe Filter Unit</td><td>Millipore</td><td>SLGP033R</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Plate</td><td>Tokai Hit</td><td>TPi-SZX2X</td><td></td></tr></tbody></table>

dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, zapłodnienie i hodowlą zarodków przedimplantacyjnych

Mouse Oocyte In Vitro Maturation, Fertilization, and Culture of Preimplantation Embryos

Dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, w połączeniu z in vitro zapłodnieniem i następczym hodowlą zarodków, umożliwia wytworzenie zarodków przedimplantacyjnych w warunkach zdefiniowanych. Te procedury ułatwiają badanie funkcji biologicznych i mechanizmów molekularnych leżących u podstaw dojrzewania komórek jajowych, zapłodnienia i wczesnego rozwoju zarodka. Jednakże, pomyślne zastosowanie tego podejścia zależy od starannego postępowania z komórkami jajowymi i plemnikami, odpowiednich warunków hodowli i dokładnej oceny postępów rozwojowych na każdym etapie. W tym miejscu opisujemy metody izolowania niedojrzałych kompleksów komórek wieńczowych i komórek jajowych (COC) z jajników myszy, in vitro dojrzewania komórek jajowych, in vitro zapłodnienia i in vitro hodowli zarodków do stadium blastocysty. Te procedury obejmują przygotowanie i ekwilibrację mediów i miseczek hodowlania, izolację i selekcję COC po dysekcji jajników, zbieranie plemników i ich uwarunkowywanie, wykonywanie zapłodnienia w zstandaryzowanych warunkach i następczych hodowli zarodków w celu oceny rozwojowej. Postęp rozwojowy ocenia się za pomocą kryteriów morfologicznych, w tym tworzenie męskich i żeńskich jąder zarodkowych, podział na dwukomórkowy etap i tworzenie blastocysty. Ten protokół może być zintegrowany z badaniami nad dojrzewanie komórek jajowych i funkcją czynników matczynych, zapewniając cenne narzędzie do podstawowych badań w dziedzinie biologii rozrodu ssaków.

Używając tego protokołu, mysie COC-ki były sekwencyjnie przetwarzane poprzez in vitro dojrzewanie, in vitro zapłodnienie, oraz następcze in vitro hodowlę zarodków, co skutkowało reproduktywnym wytwarzaniem zarodków przedimplantacyjnych i rozwojem do etapu blastocysty w opisanym warunkach. Po 14 h IVM, COC-ki zazwyczaj wykazywały ekspansję komórek cumulus i nienaruszony morfologia oocytów. Dojrzewanie meiotyczne oocytów było mierzone przez denudację wyznaczonego zestawu oceny po IVM i punktowani...

Ten protokół opisuje procedury dotyczące in vitro dojrzewania oocytów mysich, in vitro zapłodnienia i późniejszej kultury embrionów do etapu blastocysty.

Dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, zapłodnienie i hodowlą zarodków przedimplantacyjnych

Mouse oocyte in vitro maturation, combined with in vitro fertilization and subsequent embryo culture, enables the generation of preimplantation embryos ...

Nasze badania koncentrują się na kontrolowanej dojrzewającej in vitro i zapłodnieniu oocytów myszy, wczesnym rozwoju embrionalnym przedimplantacyjnych zarodków. Istniejące metody często oddzielają dojrzewanie in vitro od zapłodnienia in vitro w hodowli embrionów. Nasz protokół zintegrował te kroki i wspiera wydajne tempo rozwoju.Aby rozpocząć, umieść eutanazyjnie wyłączoną samicę myszy C57BL/6 w wieku 8 do 10 tygodni w pozycji leżącej na plecach 48 godzin po iniekcji gonadotropiny surowicy klaczy. Spryskaj brzuch 70% etanolem, aby zmoczyć sierść i uniemożliwić włosom dostanie się do jamy brzusznej podczas izolowywania jajników. Użyj drobnych nożyczek do sekcjonowania, aby wykonać mały nacięcie skóry brzucha i delikatnie otworzyć skórę rękawiczkami, aby odsłonić błonę otrzewnową.Po otwarciu błony otrzewnej i delikatnym przesunięciu jelit, zlokalizować róg macicy i prześledzić go w kierunku jajnika. Zidentyfikuj jajnik w pobliżu nerki, zazwyczaj otoczony poduszką tłuszczową. Użyj drobnych nożyczek do sekcjonowania, aby oddzielić jajnik od rogu macicy i przyciąć nadmiar tkanki łącznej i tłuszczu.Natychmiast przenieś jajniki do nagrzanego medium M2 uzupełnionego o Izobutylo-metyloksantynę lub IBMX. Następnie zebrać przeciwległy jajnik i przenieść go na tę samą płytkę. Umieść płytkę pod mikroskopem stereoskopowym i wizualizować jajnik przed punkcją mieszków pęcherzykowych i zbieraniem kompleksów oocyt-kęsków lub COC. Aby zebrać COC, delikatnie przekłuć widoczne mieszki antralne sterylną igłą strzykawki, aby uwolnić COC w medium M2. Użyj drobnie wyciągniętej szklanej pipety Pasteura, aby zebrać uwolnione COC. Przenieś je do czystej 35-milimetrowej płytki zawierającej dwa mililitry nagrzanego medium M2 uzupełnionego o 0,2 milimola IBMX.Umyj COC, przesuwając je szeregowo do czystych obszarów płytki, pozostawiając oderwane komórki granulozowe i resztki tkanki. Po usunięciu zanieczyszczeń, przenieś COC na płytkę dojrzewania in vitro lub płytkę do mycia IVM i umyj je sekwencyjnym przeniesieniem przez trzy 100-mikrolityrowe krople medium do mycia IVM. Przenieś umyte COC do 100-mikrolitrowych kropel medium IVM z 20 do 30 COC na kroplę.Hoduj je w 37 stopniach Celsjusza w 5% dwutlenku węgla przez 14 godzin. Usuń ogon narządu osiadłego z 10- do 16-tygodniowego eutanazyjnie wyłączonego samca myszy DBA2, unikając tłuszczu, krwi i płynu tkankowego. Przenieś oba ogonki narządu osiadłego do 300-mikrolitrowej kropli wstępnie zrównoważonego medium G-IVF w celu uwolnienia plemników i ich zdolności do zapłodnienia.Unieruchom ogon narządu osiadłego za pomocą kleszczy. Wykonaj pięć do siedmiu cięć w ogonku narządu osiadłego sterylną igiełką strzykawki i rozdrobni tkankę, aby umożliwić uwolnienie skoncentrowanych plemników do medium. Inkubuj płytkę w 37 stopniach Celsjusza w 5% dwutlenku węgla przez godzinę, aby umożliwić zdolność plemników do zapłodnienia.Po 14 godzinach dojrzewania in vitro, umyj COC sekwencyjnym przeniesieniem przez trzy 100-mikrolityrowe krople medium do zapłodnienia in vitro lub medium do mycia IVF. Przenieś umyte COC do kropli inseminacji IVF z 20 do 30 COC na 100-mikrolityrową kroplę. Przed inseminacją, preinkubuj płytkę z zapłodnieniem zawierającą COC w 37 stopniach Celsjusza w 5% dwutlenku węgla przez 30 minut.Po zdolności do zapłodnienia, określ stężenie plemników za pomocą krwiomierza. Na podstawie stężenia plemników, oblicz wymaganą objętość inokulum. Dodaj zdolne do zapłodnienia plemniki do każdej kropli IVF, aby osiągnąć końcowe stężenie czterech do 10 razy 10 do potęgi pięciu plemników na mililitr.Inkubować płytki IVF zawierające COC i plemniki w 37 stopniach Celsjusza w inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla przez cztery do sześciu godzin. Po inkubacji, aspiruj przewidywane zygoty za pomocą drobnie wyciągniętej pipety Pasteura w minimalnej objętości. Przenieś je do kropli do mycia IVF.Delikatnie pipetuj w każdej kropli, aby usunąć nadmiar plemników i zanieczyszczeń. Umyj przewidywane zygoty sekwencyjnym przeniesieniem przez trzy krople do mycia IVF. Przenieś umyte przewidywane zygoty do płytki do hodowli in vitro lub płytki do mycia IVC i sekwencyjnie przenieś je przez trzy wstępnie nagrzaną kroplę medium do hodowli zarodków, minimalizując przenoszenie medium IVF.Umieść przewidywane zygoty w medium do hodowli zarodków z 20 do 30 zarodkami na 100-mikrolityrową kroplę. Hoduj je w 37 stopniach Celsjusza w 5% dwutlenku węgla. Po sześciu do ośmiu godzinach, oceń zapłodnienie, oceniac obecność męskich i żeńskich jąder pronuklearnych i wyrzuć oocyty, które zachowują tylko jedną biegunkę polarną i nie wykazują widocznych jąder pronuklearnych.Po 24 godzi

mouse-oocyte-vitro-maturation-fertilization-culture-preimplantation

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Oocyty są podatne na aneuploidię z powodu błędów w segregacji chromosomów podczas dojrzewania meiotycznego. Aneuploidne komórki jajowe mogą prowadzić do niepłodności, poronień lub zaburzeń rozwojowych, takich jak zespół Downa. W niniejszej pracy opisujemy metody wprowadzania wybranych materiałów do oocytów oraz metody badania dojrzewania meiotycznego i oceny ploidii.

Mikroiniekcja, dojrzewanie i ocena ploidii oocytów mysich

Ten protokół opisuje pierwotną hodowlę/kokulturę tkanki jajnikowej myszy, używając jajników od noworodków myszy i indywidualnych pęcherzyków jajnikowych od myszy przed okresem dojrzewania. Techniki hodowli wspomagają rozwój w wysoce fizjologiczny sposób, umożliwiając badanie wpływu czynników zewnętrznych na jajnik oraz interakcji między pęcherzykami jajnikowymi.

Hodowla i kokultura jajników myszy i pęcherzyków jajnikowych

Zoptymalizowany protokół dojrzewania in vitro oocytów danio pręgowanego, używany do manipulacji produktami genów matki, jest prezentowany tutaj.

Funkcjonalna manipulacja matczynymi produktami genowymi z wykorzystaniem dojrzewania oocytów in vitro u danio pręgowanego

Ten manuskrypt opisuje eksperymentalne podejście do morfologicznego i biochemicznego charakterystyki oocytów koni. W szczególności niniejsza praca ilustruje, w jaki sposób zbierać niedojrzałe i dojrzałe oocyty koni za pomocą ultrasonograficznego pobierania komórek jajowych (OPU) oraz jak badać segregację chromosomów, morfologię wrzeciona, globalną acetylację histonów i ekspresję mRNA.

Analiza segregacji chromosomów, acetylacji histonów i morfologii wrzeciona w oocytach koni

Tutaj prezentujemy protokół do nieinwazyjnej oceny kompetencji rozwojowych oocytów przeprowadzanej podczas ich dojrzewania in vitro od pęcherzyka rozrodczego do etapu metafazy II. Metoda ta łączy obrazowanie poklatkowe z prędkością obrazu cząstek (PIV) i analizami sieci neuronowych.

Oparta na sieci neuronowej identyfikacja w pełni rozwiniętych oocytów myszy kompetentnych lub niekompetentnych rozwojowo

W miarę jak warianty genetyczne związane z chorobami ludzkimi zaczynają być odkrywane, coraz ważniejsze staje się opracowanie systemów, za pomocą których można szybko ocenić biologiczne znaczenie tych zidentyfikowanych wariantów. Protokół ten opisuje metody oceny funkcji ludzkich genów podczas mejozy żeńskiej I przy użyciu mysich oocytów.

Wykorzystanie oocytów myszy do oceny funkcji ludzkich genów podczas mejozy I

Hodowle tkanek jajnikowych mogą być używane jako modele rozwoju pęcherzyków, owulacji i atrezji pęcherzyków oraz wskazują mechanizmy regulacyjne dynamicznych procesów jajnikowych.

Posiew tkanki jajnikowej w celu wizualizacji zjawisk w jajniku myszy

Ten protokół opisuje metodologie tworzenia prostego i efektywnego modelu implantacji zarodków in vitro do oceny istotnych cząsteczek wpływających na proces implantacji zarodka.

Opracowanie modelu implantacji zarodka in vitro

Opisujemy metody hodowli pęcherzyków jajników w nowej, wolnej od rusztowania agarozowej pleśni, które uzupełniają gametogenezę in vitro .

Produkcja i stosowanie konfigurowalnych form agarozowych do hodowli pęcherzyków jajników myszy wolnych od rusztowania

Opisujemy metody manipulowania niedojrzałymi oocytami Xenopus laevis, dojrzewania in vitro oocytów do komórek jajowych oraz docytoplazmatycznego wstrzykiwania plemników. Protokół ten umożliwia degradację niektórych białek matczynych i nadekspresję genów będących przedmiotem zainteresowania podczas zapłodnienia, a zatem jest cenny dla badania ról określonych czynników we wczesnym rozwoju embrionalnym.

Manipulacja i dojrzewanie in vitro oocytów Xenopus laevis, a następnie docytoplazmatyczna iniekcja plemnika w celu zbadania rozwoju embrionalnego

Poznaj metody dojrzewania in vitro, zapłodnienia i hodowli zarodków myszy do stadium blastocysty. Techniki te umożliwiają badanie biologii rozrodu i wczesnego rozwoju embrionalnego.

Dojrzewanie in vitro komórek jajowych myszy, zapłodnienie i hodowlą zarodków przedimplantacyjnych

Przeglądaj więcej filmów