Name: Ilościowa obrazowanie komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-06-05T16:13:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Poznaj metodę ilościowego obrazowania komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy dynamiki jądra i chromatyny podczas stresu środowiskowego korzeni.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Miki Fujicie i EunKyoung Lee z UBC Bioimaging Facility (RRID: SCR_021304) za ich uprzejme wsparcie. Badania w laboratorium Ashraf są sfinansowane przez grant NSERC Discovery (RGPIN-2025-04277), Canada Foundation for Innovation (CFI) John R. Evans Leaders Fund (JELF), British Columbia Knowledge Development Fund (BCKDF) oraz grant start-upowy udzielony przez University of British Columbia. Joh Demura-Devore jest wspierana przez stypendium Work Learn International Undergraduate Research przyznane przez University of British Columbia.

1. Uprawa sadzonek A. thaliana
<ol>
	<li>Przygotowanie podłoża do wzrostu
	<ol>
		<li>Umieść 800 mL czystej wody w 1 L becherce na płycie mieszającej. Dodaj szelkę do becherki.</li>
		<li>Włącz płytę mieszającą z prędkością 600 obr./min.</li>
		<li>Dodaj 10 g sacharozy do becherki.</li>
		<li>Dodaj 2,16 g podłoża do wzrostu Murashige i Skoog (MS) do becherki.</li>
		<li>Dodaj 5 mg agaru do każdej z dwóch 1 L butelek z podłożem.</li>
		<li>Etykietuj jedną butelkę jako "1/2 MS" a drugą "100 mM NaCl".</li>
		<li>Etykietuj oba wieczka butelki taśmą autoklawującą.</li>
		<li>Dodaj 5,84 g NaCl do butelki oznaczonej jako "100 mM NaCl".</li>
		<li>Napchnij becherkę 1 L czystą wodą.</li>
		<li>Wróć z becherką na płytę mieszającą i poczekaj, aż sacharoza i MS się rozpuścią.</li>
		<li>Wlej zawartość becherki do 1 L miarki.</li>
		<li>Wlej 500 mL zawartości miarki do każdej butelki.</li>
		<li>Autoklawuj podłoże do wzrostu i 250 mL czystej wody z 60-minutowym cyklem ciekłym w 121 °C. 
		UWAGA: Podczas autoklawy podłoża i wody upewnij się, że wieczka są luźne, aby uniknąć potencjalnych eksplozji.</li>
		<li>Ponownie przykręć wieczka do butelek z podłożem do wzrostu.</li>
		<li>Odwróć butelki z podłożem do wzrostu 7 razy, aby upewnić się, że agar jest dobrze rozprowadzony.</li>
		<li>Przechowywaj podłoże do wzrostu w lodówce 4 °C do momentu potrzeby, a następnie podgrzej w mikrofalówce, aby je upłynić.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustawianie płyt do wzrostu i nasion
	<ol>
		<li>W kapturze użyj pistoletu pipetowego do pipetowania 50 mL podłoża do wzrostu do każdej z dziesięciu płyt (Rysunek 1A).</li>
		<li>Podczas utrwalania się podłoża, oczyść nasiona WIP1-GFP x CENH3-mRFP zanurzając je w mikrocentryfugowej probówce z 1 mL 70% etanolu na 10 minut (Rysunek 1B). 
		UWAGA: Podczas obsługi etanolu, upewnij się, że w okolicy nie ma otwartych płomieni.</li>
		<li>Po 10 minutach, w kapturze, usuń etanol i przepłucz nasiona dwa razy z 1 mL sterylnej wody (Rysunek 1C).</li>
		<li>Po zastygnięciu podłoża, użyj pipety 1000 μL, aby umieścić oczyszczone nasiona na płytach do wzrostu w dwóch rzędach po 14 nasion na płycie (Rysunek 1D).</li>
		<li>Etykietuj płyty permanentnym markerem i uszczelń je taśmą mikroporowaną przed opuszczeniem kaptura (Rysunek 1E).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kiszenie sadzonek
	<ol>
		<li>Owinąć płyty do wzrostu folią aluminiową i stratyfikować na zimno w lodówce 4 °C przez minimum 2 dni (Rysunek 1F).</li>
		<li>Po stratyfikacji na zimno, usuń płyty z lodówki i pozostaw je pionowo pod lampami do wzrostu (około 80 μmol/m2/s) przez minimum 4 dni (Rysunek 1G).</li>
		<li>Przenieś połowę płyt do podłoża do wzrostu 100 mM NaCl w kapturze, a następnie uszczelnij i oznakuj płyty (Rysunek 1H).</li>
		<li>Rośnij płyty pod lampami do wzrostu przez 2 dni przed obrazowaniem (Rysunek 1I).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Obrazowanie żywych komórek korzeni i chromatyny A. thaliana
<ol>
	<li>Przygotowanie szlajfy
	<ol>
		<li>Pipetą nałóż 60 μL czystej wody na szklaną szlajfę (Rysunek 2A).</li>
		<li>Ułóż 3 6-dniowe korzenie sadzonek A. thaliana w wodzie (Rysunek 2B).</li>
		<li>Pokłaść na korzeniach 22 mm x 22 mm szklaną krywkę nr 1,5 bez przykrywania liści (Rysunek 2C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustawienia mikroskopu konfokalnego
	<ol>
		<li>Ustaw czas ekspozycji lasera na 1000 ms (1 s).</li>
		<li>W kombinatorze laserowym, ustaw laser 488 nm na 50% dla białka zielonej fluorescencyjnej (GFP) i 561 nm na 50% dla czerwonej fluorescencyjnej (RFP) (Rysunek 2D). Obrazuj z obiektywem 20x bez zoomu optycznego. Jeśli nagrywasz dłużej niż 10 minut, zmniejsz intensywność, aby zmniejszyć blaknięcie.</li>
		<li>Ustaw grubość warstwy Z na 0,3 μm.</li>
		<li>Ustaw przedział czasowy na 1 min i łączną długość na 10 min.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Obrażanie
	<ol>
		<li>Lokalizuj korzenie i wybierz do

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Prezentowana tu metoda jest idealna do śledzenia dynamiki chromatyny. W porównaniu z poprzednimi metodami obrazowania żywych komórek z oddzielnym obrazem, jednoczesne obrazy jąder i chromatyny pozwalają na zbadanie relacji między dynamiką jądra a chromatyną. Może to ujawniać ruchy takie jak rotacja jądra i ruch chromatyny wewnątrzjądrowej, które inaczej są trudne do wykazania.
Jako metoda obrazowania żywych komórek, najważniejsze jest posiadanie linii fluorescencyjnej z jednolitymi sygnałami p...

Kształt jądra komórkowego jest różny w różnych typach komórek i podczas rozwoju w korzeniach Arabidopsis thaliana1,2. Na przykład kształt jądra jest sferyczny w aktywnie dzielących się regionach merystematycznych. W przeciwieństwie do regionu merystematycznego, jądra w strefie przejściowej i strefie wydłużania korzenia są mniej sferyczne. Co więcej, jądra w zróżnicowanych komórkach, takich jak włośniki korzeniowe, przechodzą przez ciasną podstawę włośnika korzeniowego i są aktywnie przekształcane w wydłużone jądra3,4,5. Dynamiczne zmiany kształtu i ruchu jądra są kluczowe dla funkcjonowania komórki6,7. Wady kształtu jądra prowadzą do upośledzenia funkcji, takich jak zmniejszony ruch jądra1,3. W komórkach ssaków zmiany kształtu komórki i jądra są bezpośrednio skorelowane ze zmianami w ekspresji genów i syntezie białek8.
Podczas interfazy, DNA komórki jest zorganizowane jako chromatyna. DNA w chromatynie jest wiązane wokół histonów, które mogą ściągać i rozluźniać DNA, aby zmienić ekspresję. Podobnie, pozycjonowanie chromatyny względem osłonki jądrowej i bliskość peryferii jądra są również ważne dla ekspresji genów9. Stres środowiskowy, taki jak stres osmotyczny, zmienia kształt jądra i w konsekwencji zmienia ekspresję zestawu genów wrażliwych na dotyk w korzeniach A. thaliana10. W tym kontekście, badanie kształtu jądra i dynamiki chromatyny poprzez obrazowanie czasoprzestrzeni żywych komórek jest ważne. Jednym z głównych aspektów dynamiki jądra jest prędkość, z jaką jądra się poruszają, ponieważ pozycjonowanie jądra wewnątrz komórki napędza ekspresję genów, a przemieszczanie jądra wymaga jego ruchu11. Prędkość ruchu chromatyny wewnątrz jądra jest również ważna, ponieważ pozycjonowanie genów wewnątrz jądra jest krytyczne dla określenia ekspresji genów12.
Poprzednio kształt jądra i dynamika chromatyny były obrazowywane i ilościowo analizowane oddzielnie; w rezultacie, związek między kształtem jądra a dynamiką chromatyny pozostawał niezbadany. Obrazując jądra i chromatynę jednocześnie, można obserwować ich względne pozycje, co może ujawnić ruchy, takie jak rotacja jądra i ruch chromatyny wewnątrz jądra, które są inaczej trudne lub niemożliwe do wykazania. W tej metodzie przedstawiamy technikę obrazowania żywych komórek, aby wizualizować i ilościowo analizować kształt jądra za pomocą białka osłonki jądrowej oznakowanego fluorescencyjnie, białka WPP do interakcji 1 (WIP1)13 i chromatynę za pomocą chromatyny centromerowej H3 (CENH3)14 jednocześnie w warunkach kontrolnych i stresu solnego, z celem umożliwienia analizy zmian w dynamice jądra i chromatyny wywołanych czynnikami stresu abiotycznego. Aby umożliwić tę metodę, wygenerowaliśmy linię WIP1-GFP/CENH3-mRFP A. thaliana. Dodatkowo, badaliśmy dynamikę chromatyny w sposób ilościowy za pomocą wtyczki TrackMate oprogramowania ImageJ/Fiji. Przetestowaliśmy linię dwóch fluorescencji i technikę dynamiki chromatyny przedstawioną tutaj w warunkach stresu solnego i odkryliśmy zmianę w morfologii i dynamice ognisk centromerowych z powodu warunków stresu. Ta prosta i powtarzalna metoda jest idealna dla wysokowydajnego śledzenia dynamiki jądra i chromatyny w korzeniach Arabidopsis w różnych warunkach stresu abiotycznego.

<table><tbody><tr><td>&frac12; Murashige and Skoog (MS) media</td><td>bioWorld</td><td>30630058</td><td></td></tr><tr><td>3M micropore tapes</td><td>Amazon</td><td>A-1530-0</td><td></td></tr><tr><td>Acqusition software</td><td>Olympus/Evident</td><td>CellSens</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>bioWorld</td><td>40100072</td><td></td></tr><tr><td>CENH3-mRFP</td><td>ABRC</td><td>CS799459</td><td></td></tr><tr><td>Cover slip</td><td>Genesee</td><td>29-116</td><td></td></tr><tr><td>Glass slide</td><td>Genesee</td><td>29-101</td><td></td></tr><tr><td>Image/Fiji</td><td>Open-source</td><td>https://imagej.net/software/fiji/downloads&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus/Evident</td><td>IX83</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>Spinning disk</td><td>Yokogawa&nbsp;</td><td>CSU-W1</td><td></td></tr><tr><td>Square petri dishes</td><td>Simport</td><td>&nbsp;26-275</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>bioWorld</td><td>41900152</td><td></td></tr><tr><td>WIP1-GFP</td><td>ABRC</td><td>CS39987</td><td></td></tr></tbody></table>

ilościowa obrazowanie komórek arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni

Quantitative Live Cell Imaging of Nuclear Shape and Chromatin Dynamics During Development and Environmental Stress in Arabidopsis thaliana Root

Jądro jest charakterystyczną organellą organizmów eukariotycznych. W przeciwieństwie do klasycznego widoku z podręczników obrazującego statyczne jądro, kształt jądra jest dynamiczny w żywych komórkach. Zmieniony lub zdeformowany kształt jądra jest charakterystyczny dla raka w komórkach zwierząt i stresu środowiskowego u roślin. Białka otaczające jądro współpracują z chromatyną w regulowaniu ekspresji genów. Niestety, niewiele wiadomo na temat wpływu stresu abiotycznego na kształt jądra, jego ruch i dynamikę chromatyny. Aby stawić czoła temu problemowi, opracowałeśmy potok wykorzystujący mikroskopio konfokalny i oprogramowanie do śledzenia cząstek w celu ilościowego określenia dynamiki jądra i chromatyny w korzeniach Arabidopsis w warunkach kontrolnych i przy stresie abiotycznym. Ta metoda obrazowania konfokalnego wykorzystuje podwójną linię markera z dwoma fluorescencyjnymi znacznikami – białko otaczające jądro i chromatyna – do wykonywania obrazowania żywych komórek korzenia w modelowej roślinie Arabidopsis thaliana w warunkach kontrolnych i przy stresie solnym. Zdjęcia te są analizowane w celu ilościowego określenia dynamiki jądra i chromatyny za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów o otwartym kodzie źródłowym Fiji/ImageJ z pomocą wtyczki TrackMate. Aby zweryfikować tę metodę, obrazowałeśmy i ilościowo określiliśmy ruch chromatyny w korzeniach kontrolnych i przy stresie solnym, ujawniając zmniejszenie prędkości chromatyny w warunkach stresu solnego. Ta metoda pozwala na ilościowe obrazowanie żywych komórek kształtu jądra korzenia i dynamiki chromatyny podczas rozwoju roślin i stresu środowiskowego, umożliwiając w ten sposób analizę zmian w dynamice jądra i chromatyny wywołanych przez czynniki stresu abiotycznego.

Live cell imaging of nuclear envelope and chromatin dynamics 
We generated a dual fluorescent marker line, which includes outer nuclear envelope protein WIP1-GFP and centromeric chromatin CENH3-mRFP (Rysunek 8). 4-day-old seedlings were transferred to the control plate or 100 mM NaCl-containing plates for 2 days. After 2 days of incubation, there is a clear root growth inhibition observed for salt treatment, as previously reported15. Both control...

Ten proces wykorzystuje mikroskopi konfokalną w połączeniu z fluorescencyjnie oznaczoną linią jądra i markerem chromatyny w Arabidopsis thaliana, aby jednocześnie rejestrować dynamikę jądra i chromatyny w korzeniach Arabidopsis oraz badać zmiany w tej dynamice w odpowiedzi na wskazówki rozwojowe i środowiskowe.

Ilościowa obrazowanie komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni

The nucleus is the characteristic organelle of eukaryotic organisms. Unlike the classic textbook view of static nuclei, nuclear shape is dynamic in live ...

Nasze badania dotyczą genów i mechanizmów, które umożliwiają długotrwałą regenerację korzeni po stresie osmotycznym w celu wzmocnienia roślin przed suszą. Chociaż protokół ten został opracowany dla korzeni arabidopsis, można go zastosować do systemów z liniami markerów białek fluorescencyjnych. Uzyskaj płyty hodowlane zawierające sadzonki Arabidopsis thaliana przygotowane do obrazowania.Napisz 60 mikrolitrów czystej wody na szklanej ślizgówce. Ułóż trzy sześciodniowe korzenie A.thaliana na wodzie. Umieść pokrywkę nr 1,5 o wymiarach 22x22 milimetrów nad korzeniami, nie zasłaniając liści.W ustawieniach mikroskopu konfokalnego ustaw czas ekspozycji lasera na 1000 milisekund. W ustawieniach łącznika lasera ustaw laser 488 nanometrów na 50% dla obrazowania zielonego białka fluorescencyjnego, lub GFP. Ustaw laser 561 nanometrów na 50% dla obrazowania czerwonego białka fluorescencyjnego, lub RFP.Zdrój próbkę za pomocą obiektywu 20x bez zoomu optycznego. Ustaw rozmiar kroków warstwy Z na 0,3 mikrometrów. Ustaw przerwy między obrazami na jedną minutę, a całkowity czas obrazowania na 10 minut.Zlokalizuj korzenie i wybierz do 20 warstw Z. Zdrój obrazy 16-bitowe. Uruchom akwizycję time lapse i zapisz time lapse jako plik TIFF z kompresją bezstratną.Przenieś nabyte dane na komputer w celu analizy. Otwórz oprogramowanie ImageJ lub Fiji. Kliknij i przeciągnij plik VSI na główne okno aplikacji ImageJ lub Fiji.W oknie opcji importu Bio Formats kliknij OK w prawym dolnym rogu. Następnie w oknie opcji serii Bio Formats upewnij się, że wybrana jest seria 1. Kliknij OK w lewym dolnym rogu.Po załadowaniu obrazu podziel sygnały, wybierając Obraz. Wybierz Kolor i wybierz Opcję Rozdzielenie kanałów. Wyświetl oddzielne okna wygenerowane dla jąder oznaczonych GFP i chromatinu oznaczonego RFP.Określ, które z dwóch okien obrazu odpowiada chromatinowi. Po kliknięciu okna obrazu chromatinu zastosuj operację Z Project, wybierając Obraz, wybierając Stosy, a następnie klikając Z Project z głównego okna ImageJ. Zmień Typ projekcji na Max Intensywność.Upewnij się, że aktywne są Wszystkie Klatki Czasu i kliknij OK, aby wygenerować projekcję. Otwórz menu kontrastu, naciskając Control Shift C lub wybierając Obraz i wybierając Koryguj, a następnie klikając Jasność lub Kontrast z głównego okna ImageJ. Przesuń pasek Minimalny w lewo, aż chromatin będzie wyraźnie widoczny.Przejdź do wtyczek. Kliknij strzałkę w dół w menu Wtyczki, aby przewinąć do opcji Tracking. Wybierz Tracking i kliknij TrackMate.Potwierdź, że ustawienia kalibracji są dokładne i kliknij Dalej. Wybierz Detektor progowania i kliknij Dalej. Przejdź do ostatniej klatki time lapse na oknie obrazu.Kliknij Auto obok Progu Intensywności i kliknij Podgląd. Dostosuj Próg Intensywności i kliknij Podgląd. Powtarzaj proces dostosowywania i podglądu, aż wszystkie chromatiny będą uwzględnione z minimalnym hałasem, a następnie kliknij Dalej.Pozwól, aby początkowe wykrywanie progowe zostało zakończone i kliknij Dalej. Ręcznie dostosuj próg, aż zostanie tylko chromatin, a następnie kliknij Dalej. Dostosuj wyświetlanie obrazu fluorescencyjnego i kliknij Dalej.Wybierz Tracker Simple LAP i kliknij Dalej. Ustaw Max Dystans Łączenia na 5 mikrometrów, Max Dystans Zamknięcia Przerwy na 15 mikrometrów, Max Przerwa Klatek Zamknięcia Przerwy na 1 i kliknij Dalej. Pozwól, aby tracking został zakończony.Obserwuj ścieżki wyświetlane w oryginalnym oknie obrazu i kliknij Dalej. Naciśnij zielony przycisk plus w lewym dolnym rogu, aby utworzyć filtr. Wybierz liczbę plamek w trybie ścieżki.Dostosuj suwak progu. Upewnij się, że tryb filtra jest ustawiony na Powyżej, a następnie kliknij Dalej. Kliknij przycisk Ścieżki u dołu strony Opcje Wyświetlania.Wybierz Eksport do CSV. Zignoruj wbudowaną stronę wykresu i kliknij Dalej. Przejrzyj wyniki analizy TrackMate.Kliknij Przechwyć Nakładkę, a następnie wybierz Wykonaj. Zapisz wideo, wybierając Plik i klikając Zapisz jako, a następnie wybierając GIF. Komórki korzeni traktowanych solą wyglądały na zestresowane, a centromerne ogniska były większe niż w warunkach kontrolnych.Prędkość chromatinu była znacznie wyższa w warunkach kontrolnych niż w warunkach traktowanych 100-milimolarowym chlorkiem sodu. Ten protokół umożliwia śledzenie i ilościowe określenie ruchu białek oznaczonych fluorescencyjnie w korzeniach arabidopsis. Największym wyzwaniem w tym protokole jest uzyskanie obrazów wysokiej jakości, ponieważ blaknięcie zdjęć i dryf próbki mogą utrudniać śledzenie.Przyszłe badania powinny zbadać mechanizmy leżące u podstaw zmniejszonego ruchu chromatinu zaobserwowanego w naszym badaniu.

quantitative-live-cell-imaging-nuclear-shape-chromatin-dynamics

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Niniejszy artykuł przedstawia protokół hodowli siewek Arabidopsis w RootChip, mikrofluidycznej platformie obrazowania, która łączy zautomatyzowaną kontrolę warunków wzrostu z mikroskopijnym monitorowaniem korzeni oraz pomiarem wewnątrzkomórkowych poziomów metabolitów w oparciu o technikę FRET.

Obrazowanie fluorescencyjne w czasie rzeczywistym wzrostu korzeni Arabidopsis z szybką manipulacją środowiskiem korzenia przy użyciu urządzenia RootChip

Opisujemy protokół z wykorzystaniem szkiełek z komorami oraz pośrodków do unieruchamiania liści zasadniczych roślin w celu obrazowania konfokalnego epidermy przez kilka dni rozwoju, co pozwala na dokumentowanie różnicowania szparek. Białka znakowane fluoroforami mogą być śledzone dynamicznie poprzez analizę ich ekspresji i lokalizacji subkomórkowej, co zwiększa zrozumienie ich potencjalnych ról podczas podziału komórek i różnicowania typów komórek.

Długoterminowe obrazowanie poklatkowe wysokiej rozdzielczości konfokalne epidermy zawilżnych liści przeciwstawnych Arabidopsis podczas kiełkowania

Zapewniamy tutaj skuteczny i niezawodny protokół barwienia immunologicznego, fluorescencji hybrydyzacji in situ, barwienia DNA, a następnie ilościowego obrazowania w wysokiej rozdzielczości w zalążkach Arabidopsis thaliana. Metoda ta została z powodzeniem wykorzystana do analizy modyfikacji chromatyny i architektury jądrowej.

Skuteczna metoda ilościowej, jednokomórkowej analizy modyfikacji chromatyny i architektury jądrowej w zalążkach z całą górą u Arabidopsis

Ca2+ reguluje różnorodne procesy biologiczne w roślinach. W tym miejscu przedstawiamy podejścia do monitorowania przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2 + wywołanych stresem abiotycznym w komórkach i tkankach rzodkiewnika przy użyciu genetycznie kodowanych wskaźników Ca2 + Aequorin lub Case12.

Pomiar przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2+ u rzodkiewnika

Obrazowanie konfokalne na żywo dostarcza biologom potężnego narzędzia do badania rozwoju. W tym miejscu przedstawiamy szczegółowy protokół obrazowania konfokalnego na żywo rozwijających się kwiatów rzodkiewnika.

Obrazowanie konfokalne na żywo rozwijających się kwiatów rzodkiewnika

Przedstawiamy prostą i wszechstronną metodę wykonywania fluorescencyjnego obrazowania na żywo liści Arabidopsis thaliana przez dłuższy okres czasu. Używamy transgenicznej rośliny Arabidopsis wykazującej ekspresję fluorescencyjnego genu reporterowego pod kontrolą promotora związanego z odpornością jako przykładu uzyskania czasoprzestrzennego zrozumienia odpowiedzi immunologicznych roślin.

Uniwersalna metoda montażu liści Arabidopsis do przyżyciowego obrazowania poklatkowego

Tłumaczenie oczyszczania powinowactwa rybosomów (TRAP) oferuje możliwość analizowania programów rozwojowych przy minimalnym przetwarzaniu narządów i tkanek. Protokół zapewnia wysokiej jakości RNA z komórek ukierunkowanych na podjednostkę rybosomalną znakowaną zielonym białkiem fluorescencyjnym (GFP). Narzędzia do dalszej analizy, takie jak qRT-PCR lub sekwencja RNA, ujawniają profile ekspresji specyficzne dla typu tkanki i komórki.

Translacja oczyszczania powinowactwa rybosomów (TRAP) w celu zbadania rozwoju korzeni rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) w skali specyficznej dla typu komórki

Tutaj opisujemy protokół obrazowania żywych komórek cytoszkieletu mikrotubul korowych na merystemie wierzchołkowym pędu i monitorowania jego reakcji na zmiany sił fizycznych.

Obrazowanie żywych komórek cytoszkieletu mikrotubul i manipulacja mikromechaniczna merystemu wierzchołkowego rzodkiewnika

Zewnątrzkomórkowa systemowa sygnalizacja wapniowa wywołana glutaminianem jest kluczowa dla indukcji reakcji obronnych roślin na mechaniczne zranienia i ataki roślinożerców u roślin. W artykule opisano metodę wizualizacji przestrzennej i czasowej dynamiki obu tych czynników przy użyciu roślin Arabidopsis thaliana wykazujących ekspresję wrażliwych na wapń i glutaminian biosensorów fluorescencyjnych.

Szerokokątne obrazowanie w czasie rzeczywistym lokalnych i układowych sygnałów rany u rzodkiewnika

Ruch chromosomów podczas profazy mejotycznej to słabo poznane zjawisko, które jest fundamentalne dla powstawania zarodników. Protokół ten opisuje metodę pozyskiwania, analizy i ilościowego określania ruchów centromerów podczas profazy mejotycznej w męskich meiocytach Arabidopsis thaliana .

Charakterystyka obrazowania na żywo ruchów centromerów podczas męskiej profazy mejotycznej u Arabidopsis thaliana

Poznaj metodę ilościowego obrazowania komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy dynamiki jądra i chromatyny podczas stresu środowiskowego korzeni.

Ilościowa obrazowanie komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni (Wideo) | JoVE Journal

Ilościowa obrazowanie komórek Arabidopsis thaliana in vivo w czasie rzeczywistym w celu analizy kształtu jądra komórkowego oraz dynamiki chromatyny podczas rozwoju i stresu środowiskowego korzeni

Przeglądaj więcej filmów