Name: Sekcja i odizolowanie klastrów czuciowych rdzenia kręgowego myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-07-03T14:55:00.000+00:00
Duration: 6 min 47 s
Description: Naucz się izolacji zwojów korzeniowych myszy w celu badań nad układem nerwowym. Ta metoda umożliwia precyzyjne pobieranie tkanek sensorycznych z zachowaniem ich struktury do analiz histologicznych i molekularnych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To dzieło zostało wsparte przez Narodową Fundację Nauki Przyrodniczej Chin (nr 82373048); Szanghajską Municypalną Komisję Zdrowia poprzez Program Nowa Gwiazdka Szanghajskiego Ogrodu Medycznego (nr YYXX202401) oraz Wybitne Młode Talenty Medyczne i Doskonałe Projekty (nr 20244Z0008); Program dla Młodych Uczonych Shanghai Oriental Talent Program z Biura Zasobów Ludzkich i Szanghajskiej Municypalnej Komisji Zdrowia (nr DFYCQN-2024-WHF); Centrum Rozwoju Szpitala Shanghai Shenkang dla klinicznego zastosowania nieodwracalnej ablacji elektroporacyjnej w przerzutowym raku prostaty (nr SHDC12023107); Program Szkolenia Przewodzących Talentów Komisji Zdrowia Pudong z Komisji Zdrowia Nowej Dzielnicy Pudong (nr PWRI2025-01); Specjalistyczne Centrum Raka Prostaty, Szpital Wschodni Afiliowany przy Uniwersytecie Tongji (nr 2024-DFTS-005); oraz Badania Kliniczne i Podstawowe nad Rakiem Prostaty w Szpitalu Dongfang Afiliowanym przy Szkole Medycznej Uniwersytetu Tongji (nr DFRC2020006).

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach przeprowadzono ściśle zgodnie z protokołem zatwierdzonym przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i ich Zastosowania w Szpitalu Shanghai East. Opisane w niniejszym badaniu procedury sekccji zostały przeprowadzone na dorosłych myszach C57BL/6 (samce lub samice, 12 tygodni życia, 25–30 g). Rysunek 1 przedstawia instrumenty sekccyjne użyte w tym protokole.
1. Przygotowanie
UWAGA: W przypadku próbek utrwalonych perfuzyjnie, przyjmij odpowiednie środki ochronne, aby uniknąć narażenia na utrwalacz. Przeprowadzaj sekcję w wyciągu laboratoryjnym lub na dobrze wentylowanej ławce i noś odpowiednie osobiste środki ochrony przez cały czas trwania procedury, w tym rękawice, odzież ochronną i gogle ochronne.
<ol>
	<li>Utrzymuj myszy w cyklu 12 h światła/12 h ciemności w temperaturze otoczenia około 24 °C i wilgotności względnej 55%, z ad libitum dostępem do pokarmu i wody.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem sekcji wykonaj eutanazję myszy w komorze z dwutlenkiem węgla, aż do całkowitego ustania oddechu. Potwierdź śmierć, a następnie ułóż zwierzę w pozycji leżącej na plecach na deskach sekccyjnych i zamocuj kończyny kołkami, aby utrzymać stabilną pozycję.</li>
	<li>Sprskaj sierść na obszarze klatki piersiowo-brzusznej 70% etanolem, aby zmniejszyć zanieczyszczenie sierścią i utrzymać czyste pole operacyjne.</li>
	<li>Użyj nożyczek do otwarcia skóry wzdłuż linii środkowej klatki piersiowej i brzucha. Przedłuż nacięcie w kierunku głowowym wzdłuż linii środkowej brzucha, aby w pełni ujawnić klatkę piersiową. Podnieś dolny koniec mostka i przetnij ścianę klatki piersiowej po obu stronach łuku żebrowego, aby otworzyć jamę klatki piersiowej i odsłonić serce. W razie potrzeby usuń część mostka i żeber, aby uzyskać jasny widok serca.</li>
	<li>Wykonaj małe nacięcie w prawym przedsionku nożyczkami, aby stworzyć wyjście dla krwi i perfuzyjnego roztworu. Nalej 20 ml przechłodzonego PBS (4 °C) do strzykawki i powoli włóż igłę do lewej komory serca, w pobliżu szczytu serca. Ustabilizuj igłę i unikaj przebicia ściany komory.</li>
	<li>Przeprowadź powolną i równomierną perfuzję przechłodzonego PBS, aż wątroba stanie się blada, a wypływ stanie się przezroczysty, a większość krwi zostanie spłukana. Następnie, zastąp PBS 20 ml przechłodzonego 4% paraformaldehydu (4 °C) i kontynuuj perfuzję z powolną, stałą szybkością, aż kończyny staną się sztywne, ogon się zwinie, a tkanki zmienią kolor z czerwonego na blady, co wskazuje, że utrwalenie jest w dużej mierze zakończone.</li>
	<li>Po perfuzji wycofaj igłę, usuń wszelkie pozostałości płynu z jamy klatki piersiowej i natychmiast przystąp do pobierania tkanek. Jeśli nieutrwalona tkanka jest wymagana do dalszych analiz, przeprowadź perfuzję tylko przechłodzonym PBS i pomiń krok utrwalania 4% paraformaldehydem. 
	UWAGA: Utrzymuj powolną, stałą i jednolitą szybkość perfuzji przez cały czas trwania procedury, aby uniknąć pęknięcia serca lub obrzęku tkanek spowodowanego nadmiernym ciśnieniem. Przeprowadzaj wszystkie powyższe procedury w temperaturze pokojowej.</li>
</ol>
2. DRG i przyległe nerwy (Rysunek 2)
<ol>
	<li>Ujawnienie kręgosłupa i kanału kręgowego (3–5 min)
	<ol>
		<li>Ułóż mysz w pozycji brzusznej i zamocuj ją na deskach sekccyjnych. Wykonaj podłużne nacięcie wzdłuż linii środkowej skóry grzbietowej nożyczkami, przedłużając nacięcie od ogona w kierunku szyi.</li>
		<li>Użyj nożyczek, aby oddzielić skórę grzbietową od tkanki łącznej podstawowej i odsuń skórę bocznie po obu stronach, aby w pełni ujawnić mięśnie grzbietowe. Usuń włosy przywierające do powierzchni tkanki łącznej za pomocą papieru ściernego lub spłucz pole operacyjne roztworem fizjologicznym, aby utrzymać czystość obszaru operacyjnego.</li>
		<li>Wykonaj podłużne nacięcie mięśni grzbietowych i tkanki łącznej po obu stronach kręgosłupa, aby w pełni ujawnić struktury kręgowe. 
		​UWAGA: Unikaj przenikania nożyczek zbyt głęboko do jamy klatki piersiowej lub brzusznej podczas nacięcia tkanek grzbietowych, ponieważ może to wpłynąć na dalsze procedury sekccyjne.</li>
		<li>Zastąp tkankę łączną i resztkowe mięśnie pokrywające kręgosłup za pomocą kleszczy kości. Jeśli resztkowa tkanka zakłóca widzialność, przytnij ją nożyczkami, aby osiągnąć pełne ujawnięcie kręgosłupa. Następnie, przetnij kręgi szyjne od strony grzbietowej za pomocą nożyczek, aby oddzielić końcówkę grzbietową kręgosłupa od głowy i ułatwić następne kroki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Otwarcie kanału kręgowego i ujawnięcie rdzenia krę

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów do zadeklarowania.

DRG, jako kluczowe komponenty obwodowego układu nerwowego sensorycznego, odgrywają krytyczną rolę w przekazywaniu informacji mechanicznych, termicznych i nocyceptywnych do ośrodkowego układu nerwowego9,10,11. Neurony DRG wykazują charakterystyczną pseudounipolarną morfologię, z jednym procesem biegnącym do tkanek obwodowych, a drugim wprost do rogu grzbietowego rdzenia kręgowego, tym samym odgrywając kluczowe role w przekazywani...

Czubki rdzeniowe grzbietowe (DRG), które zawierają ciała komórek neuronów sensorycznych pierwotnych, są istotnymi strukturami do przekazywania peryferyjnych sygnałów sensorycznych—w tym bodźców mechanicznych, cieplnych i nocyceptywnych—do rdzenia kręgowego1,2,3. Chociaż obecnie dostępne są wysokiej jakości zasoby opisujące DRG, nadal wymagana jest szczegółowa procedura, aby wspierać dokładne identyfikowanie i izolację DRG od segmentów piersiowych do krzyżowych w jednym okazye, minimalizując jednocześnie ryzyko uszkodzenia DRG podczas pobierania tkanki.
Neurony DRG są kluczowymi elementami obwodowej ścieżki sensorycznej. Ich aksony rozgałęziają się, przy czym jedna gałąź rozciąga się do tkanek obwodowych, a druga rzutuje się do grzbietowego rogowca rdzenia kręgowego, odgrywając w ten sposób krytyczne role w przekazie bólu, urazach nerwów, reakcjach zapalnych i patogenezie różnych zaburzeń neurologicznych4. Ponadto DRG przyciągnęły znaczną uwagę w obszarach badań takich jak naprawa uszkodzeń nerwów, mechanizmy przewlekłego bólu, plastyczność neuronów sensorycznych i regulacja neuroimmunologiczna5,6. Szeroki zakres badań eksperymentalnych wymaga nienaruszonego tkanki DRG dla zastosowań, w tym barwienia immunohistochemicznego, analizy sekwencjonowania RNA, kultury pierwotnych neuronów i badań elektro fizjologicznych7. Dlatego też, uzyskanie strukturalnie nienaruszonego i dokładnie zidentyfikowanego segmentowo tkanki DRG jest podstawą badań obwodowych obwodów neuronowych, charakterystycznych cech molekularnych neuronów i zmian patologicznych.
DRG znajdują się w pobliżu kanałów międzykręgowych i są połączone z rdzeniem kręgowym za pośrednictwem korzeni grzbietowych. Ze względu na ich niewielką wielkość, osłonięcie w strukturach kostnych i złożoność okolicznych anatomii, nienaruszona izolacja stanowi znaczne wyzwania techniczne. Ponadto brak jasnych punktów orientacyjnych anatomicznych i standaryzowanych procedur zwiększa ryzyko uszkodzenia strukturalnego lub błędnej identyfikacji segmentalnej podczas pobierania tkanki.
W porównaniu z istniejącymi metodami rozcięcia DRG myszy, metoda ustanowiona w niniejszym badaniu ma kilka zalet. Po pierwsze, wcześniej zgłaszane metody izolacji DRG myszy wymagają ogólnie usunięcia kręgosłupa od zwierzęcia, po czym segmentacji i otwarcia linii środkowej odizolowanego kręgosłupa, po czym DRG są rozcinane z kanałów międzykręgowych. W trakcie tego procesu, przecięcie kręgosłupa i powtarzające się cięcia mogą łatwo powodować mechaniczne uszkodzenie DRG, a także mogą prowadzić do pominięcia niektórych segmentów lub niejasnej identyfikacji segmentalnej8. W przeciwieństwie do tego, nasza metoda jest wykonywana bezpośrednio in situ u myszy, bez wcześniejszego izolowania lub przecinania kręgosłupa, zmniejszając w ten sposób ryzyko utraty DRG podczas pobierania tkanki. Przez cały proces, narzędzia są stosowane głównie do struktur kostnych i tkanek łącznych otaczających DRG, a nie bezpośrednio chwytając lub ciągnąc za sam ganglion, zachowując w ten sposób jego integralność.
Po drugie, istniejące metody często nie mają jasnych, stabilnych punktów orientacyjnych anatomicznych do identyfikacji różnych segmentów DRG. Ponieważ nerwy połączone z DRG są często przecinane podczas usuwania kręgosłupa, staje się trudno dokładnie określić segmentalne pochodzenie pojedynczych DRG na podstawie przebiegu i wzorców rozgałęziania nerwów. W przeciwieństwie do tego, nasza metoda jest wykonywana bezpośrednio in situ u myszy i dlatego zachowuje naturalne relacje anatomiczne między DRG, połączonymi nerwami i otaczającymi strukturami, pozwalając na identyfikację różnych segmentów DRG według połączeń nerwowych i lokalnych punktów orientacyjnych anatomicznych. Proponujemy użycie cech morfologicznych L2 i L3 jako kluczowych punktów odniesienia anatomicznego, wraz z relacją anatomiczną między L3–L5 a nerwem kulszowymi, po czym sekwencyjną identyfikację sąsiednich segmentów zarówno w kierunku rostralnym, jak i kaudalnym.
Poza tym, ta metoda zapewnia stosunkowo systematyczny opis kluczowych kroków, w tym ekspozycję kręgosłupa i kanału kręgowego, otwarcie kanału kręgowego z następującym ekspozycją rdzenia kręgowego, ekspozycję DRG i lokalizacja oraz rozcinanie prowadzone stereomikroskopowo. Przepływ pracy jest jasny, a punkty orientacyjne anatomiczne są dobrze określone, co może poprawić standaryzację i reprodukowalność procedury, szczególnie dla początkujących. DRG uzyskane tą metodą zachowują dobrą integralność tkanki i są zatem dobrze przystosowane do dalszych analiz, w tym immunofluorescencji i barwienia H&E.
W niniejszym badaniu ustaliliśmy standaryzowaną metodę rozcinania i izolacji DRG myszy i dostarczyliśmy schematycznych ilustracji do lokalizacji anatomicznej, wraz z reprezentatywnymi obrazami i dokumentacją wideo postępowania próbkowania. Ta metoda wspiera izolację DRG od poziomu pier

<table><tbody><tr><td>0.5 mL centrifuge tube</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do przechowywania DRG</td></tr><tr><td>20 mL strzykawka</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do perfuzji serca</td></tr><tr><td>30% roztwór sacharozy</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do odwadniania tkanki przed osadzaniem OCT</td></tr><tr><td>4% paraformaldehyd</td><td>Servicebio</td><td>G1101</td><td></td></tr><tr><td>5% BSA</td><td>Solarbio</td><td>SW3015</td><td></td></tr><tr><td>70% etanol</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do zmniejszenia zanieczyszczenia sierści przed sekcją</td></tr><tr><td>Papier absorbujący</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do usuwania sierści z tkanki łącznej</td></tr><tr><td>dorosłe myszy C57BL/6</td><td>Vital River</td><td>Nie określono</td><td>samce lub samice; 12 tygodni życia; 25–30 g</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-koniugowany kozi przeciwciało anty-królicze IgG</td><td>Servicebio</td><td>GB25303</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało przeciw TUBB3</td><td>Proteintech</td><td>CL488-66375</td><td>Używane do immunofluorescencji TUBB3</td></tr><tr><td>Komora z dwutlenkiem węgla</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do eutanazji</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Servicebio</td><td>G1012</td><td></td></tr><tr><td>Deska do sekcji</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do mocowania myszy podczas sekcji</td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do obrazowania sekcji barwionych immunofluorescencyjnie</td></tr><tr><td>Nożyczki krzywe do mikrochirurgii</td><td>RWD</td><td>S21022-14</td><td>Wyciągnięte z manuskryptu: nożyczki do kości (RWD, S21022-14)</td></tr><tr><td>Mikrochirurgiczne kleszcze</td><td>ASSI</td><td>SDCT16R8</td><td>Wyciągnięte z manuskryptu: mikrochirurgiczne kleszcze (ASSI, SDCT16R8)</td></tr><tr><td>Mikrochirurgiczne kleszcze</td><td>Fine Science Tools</td><td>11254-20</td><td>Wyciągnięte z manuskryptu: mikrochirurgiczne kleszcze (FST, 11254-20)</td></tr><tr><td>Związek OCT</td><td>Sakura Finetek</td><td>No. 4583</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Servicebio</td><td>G2156</td><td></td></tr><tr><td>Szpilki</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do mocowania kończyn na desce do sekcji</td></tr><tr><td>Salina</td><td>Nie określono</td><td>Nie określono</td><td>Używane do płukania pola operacyjnego</td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools</td><td>14060-09</td><td>Wyciągnięte z manuskryptu: nożyczki (FST, 14060-09)</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica Microsystems, Wetzlar, Germany</td><td>10447197</td><td>Wyciągnięte z manuskryptu: stereomikroskop (Leica, 10447197)</td></tr><tr><td>Roztwór do reaktywacji antygenów Tris-EDTA</td><td>Solarbio</td><td>C1038</td><td></td></tr></tbody></table>

sekcja i odizolowanie klastrów czuciowych rdzenia kręgowego myszy

Dissection and Isolation of Mouse Dorsal Root Ganglia

Gałki nerwowe grzbietowe (DRG), które zawierają ciała komórkowe pierwotnych neuronów czuciowych, służą jako kluczowe struktury przekaźnikowe dla transmisji sygnałów czuciowych z tkanek obwodowych do rdzenia kręgowego. Odgrywają one istotne role w badaniach nad boleścią, uszkodzeniami nerwów i chorobami neurodegeneracyjnymi. Uzyskiwanie nienaruszonego tkanki DRG jest kluczowe dla badania właściwości funkcyjnych, ekspresji molekularnej i zmian patologicznych neuronów czuciowych. Jednak ze względu na ich niewielką wielkość i głębokie położenie w kanale kręgowym, dokładne zidentyfikowanie i odizolowanie DRG stanowią znaczące wyzwania techniczne. W niniejszym badaniu opracowałeśmy standaryzowany protokół odizolowania DRG mysich. Metoda ta zapewnia szczegółowy opis lokalizacji anatomicznej DRG, ekspozycji kanału kręgowego i kluczowych kroków związanych z odizolowaniem zwojów. Cały proces jest zilustrowany za pomocą reprezentatywnych obrazów i nagrań wideo. To podejście wspiera uzyskanie strukturalnie nienaruszonych DRG z przewodnictwem anatomicznym do identyfikacji segmentalnej i nadaje się do barwienia H&E oraz analizy immunofluorescencyjnej. W porównaniu z poprzednimi metodami dysekcji DRG, ta metoda umożliwia standaryzowane odzyskiwanie segmentalnie zidentyfikowanych zwojów, zapewnia intuicyjne przewodnictwo anatomiczne dla początkujących użytkowników i zmniejsza uraz tkankowy podczas procedury.

Sukcesywna izolacja nerwów kręgowych wymaga zachowania integralności zwojów, bez oczywistej kompresji, stłuczenia lub rozerwania. Delikatnie podnosić włókna nerwowe połączone bocznie, stopniowo uwalniać zwój z otaczających tkanek i przecinać połączone włókna nerwowe dopiero po całkowitym uwolnieniu zwojów, tak aby można je było usunąć bez uszkodzeń. Unikać bezpośredniego naciągania ciała zwojów narzędziami podczas zabiegu. Po izolacji, zachować jak najbardziej natywną morfologię nerwów kręgowych w wyjściu międzykręgowym....

Czubki korzeniowe grzbietowe (DRG) zawierają pierwotne ciała komórkowe neuronów czuciowych i przekazują obwodowe sygnały czuciowe do rdzenia kręgowego. Niniejszy protokół opisuje metodę rozpinania czupczyków korzeniowych grzbietowych u myszy, która wspiera standaryzowaną izolację strukturalnie nietkniętych czupczyków, identyfikację anatomiczną segmentów, intuicyjną instrukcję dla początkujących użytkowników oraz zmniejszone uszkodzenie tkanki podczas procedury.

Sekcja i odizolowanie klastrów czuciowych rdzenia kręgowego myszy

Dorsal root ganglia (DRG), which contain the cell bodies of primary sensory neurons, serve as critical relay structures for the transmission of sensory ...

To wideo przedstawia metodę całkowitego rozszczepienia i odizolowania zwojów rdzeniowych grzbietowych myszy. Korzystając ze standaryzowanego przepływu pracy, docelowe zwoje rdzeniowe mogą być dokładnie zidentyfikowane i całkowicie zebrane, zapewniając wysokiej jakości próbki tkanki do dalszych badań. Zwoje rdzeniowe grzbietowe są istotnymi składnikami obwodowego układu sensorycznego i zawierają ciała komórek nerwów czuciowych pierwotnych.Ze względu na ich małą wielkość i głębokie położenie, dokładne zidentyfikowanie i całkowite odizolowanie ZWRG jest technicznie wymagające. W tym wideo przedstawiamy standaryzowaną metodę rozszczepienia i odizolowania ZWRG myszy do dalszych badań. W poniższej procedurze pokazujemy, jak rozszczepić i odizolować ZWRG myszy krok po kroku.Ta standaryzowana metoda umożliwia niezawodne zidentyfikowanie i całkowitą kolekcję tkanki ZWRG, zachowując integralność struktury. Głównymi narzędziami wymaganymi do tej procedury są zakrzywione nożyczki mikrochirurgiczne, kleszcze mikrochirurgiczne, nożyczki i kleszcze kostne. Razem narzędzia te umożliwiają kontrolowane rozszczepienie otaczających tkanek, otwarcie kanału kręgowego i precyzyjne odizolowanie zwojów.Najpierw eksponujemy kolumnę kręgową i kanał kręgowy, aby przygotować się do późniejszego rozszczepienia ZWRG. Najpierw wykonujemy grzbietowy nacięcie środkowe od ogona w kierunku regionu szyjnego. Następnie delikatnie odbijamy skórę po obu stronach, eksponując podstawowe tkanki okołokręgowe i zapewniając jasne pole dla kolejnej procedury rozszczepienia.Odpowiednio rozszczepiamy mięśnie okołokręgowe i otaczające tkanki łączne wzdłuż obu stron kręgosłupa. Następnie usuwamy resztkowe miękkie tkanki pokrywające kręgi, aby w pełni eksponować kręgosłup i stworzyć jasne pole dla kolejnego otwarcia kanału kręgowego. Następnie otwieramy kanał kręgowy, aby eksponować rdzeń kręgowy i zapewnić jasny widok na kolejne kroki rozszczepienia.Następnie ostrożnie usuwamy blaszkę grzbietową za pomocą zakrzywionych napaści mikrochirurgicznych, stopniowo odsłaniając grzbietową powierzchnię rdzenia kręgowego na następny krok rozszczepienia. Poniższy segment wideo zapewnia powiększone widoki procedury usuwania blaszki grzbietowej pod stereomikroskopem. Ostatnim etapem jest ekspozycja zwoja rdzeniowego grzbietowego, który można wizualizować pod stereomikroskopem po bocznym cofnięciu kanału kręgowego.Za pomocą kleszczy kostnych, struktury kanału kręgowego są delikatnie cofnięte bocznie po obu stronach, aby dalsze otworzyć kanał i eksponować zwoje rdzeniowe grzbietowe w obrębie kanałów międzykręgowych. Ten krok powinien być wykonany ostrożnie, aby zachować połączenie między zwojowami a rdzeniem kręgowym. Poniższy segment wideo pokazuje procedurę odizolowania docelowych ZWRG pod stereomikroskopem.Oto stereomikroskopowe obrazy zwojów rdzeniowych grzbietowych. Pierwszy obraz pokazuje ZWRG w obrębie kanałów międzykręgowych, a drugi obraz pokazuje odizolowaną tkankę ZWRG. Idealne rozszczepienie ZWRG powinno zachować zarówno zwoje, jak i przyłączone włókna nerwowe tak całkowicie, jak to możliwe, co pomaga zachować integralność tkanki i wspiera dalsze eksperymenty.W przeciwieństwie do tego, nadmierna naciągawka lub uszkodzenie tkanki podczas procedury może kompromitację jakość próbki i wpłynąć na wyniki eksperymentu. Obrazy reprezentatywne i barwienie H&E dodatkowo pokazują, że ta metoda umożliwia uzyskanie strukturalnie nienaruszonej tkanki ZWRG. Ostatecznie, ta standaryzowana metoda umożliwia niezawodne odizolowanie strukturalnie nienaruszonego i segmentalnie dokładnego grzbietowego zwoja rdzeniowego myszy, zapewniając techniczną podstawę dla badań nad nerwami obwodowymi.

dissection-and-isolation-of-mouse-dorsal-root-ganglia

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano model in vitro do badań genetycznych nad regeneracją aksonów z wykorzystaniem hodowli neuronów z zwojów korzeni grzbietowych dorosłych myszy. Metoda obejmuje etap resuspensji i ponownego wysiewu, aby umożliwić ponowny wzrost aksonów z neuronów poddanych manipulacjom genetycznym. Podejście to jest szczególnie przydatne w badaniach nad utratą funkcji w procesie regeneracji aksonów z wykorzystaniem wyciszania ekspresji białek opartego na RNAi.

Genetyczne badanie regeneracji aksonów w hodowlach neuronów z dorosłych zwojów korzeni grzbietowych

Ten film demonstruje bezenzymatyczny protokół izolacji makrofagów z ganglionu korzenia grzbietowego myszy (DRG) za pomocą techniki mechanicznej dysocjacji. Po homogenizacji świeżo pobranej tkanki DRG, przeciwciała przeciwko receptorom na powierzchni komórki na makrofagach są używane do fluorescencyjnego znakowania komórek, a następnie wykonuje się cytometrię przepływową w celu potwierdzenia obecności makrofagów w próbce.

Izolacja makrofagów z ganglionu korzenia grzbietowego myszy za pomocą dysocjacji mechanicznej

Ten film demonstruje metodę rozwoju zwojów korzenia grzbietowego lub hodowli eksplantatów DRG i modeli komórek zdysocjowanych DRG przy użyciu izolowanych tkanek DRG myszy. Modele te pomagają badać różne mechanizmy interakcji neuron-glej w kontrolowanym środowisku.

Generowanie eksplantatu zwoju korzenia grzbietowego i zdysocjowanej hodowli komórkowej

Ten artykuł wideo pokazuje zastosowanie modelu zwojów korzenia grzbietowego (DRG)/komórek rakowych w gruczolakoraku przewodowym trzustki.

In vitro Modelowanie nowotworowej inwazji neuronalnej: model zwoju korzenia grzbietowego

Tutaj prezentujemy protokół hydraulicznego wytłaczania rdzenia kręgowego, jak również identyfikacji i izolacji specyficznych zwojów korzenia grzbietowego (DRG) u tego samego gryzonia. W porównaniu ze standardowymi metodami izolacji rdzenia kręgowego, metoda ta jest znacznie szybsza i zmniejsza ryzyko uszkodzenia tkanek.

Hydrauliczne wytłaczanie rdzenia kręgowego i izolacja zwojów korzenia grzbietowego u gryzoni

Elektroporacja to skuteczne podejście do dostarczania interesujących genów do komórek. Stosując to podejście in vivo na neuronach zwoju korzenia grzbietowego dorosłej myszy (DRG), opisujemy model do badania regeneracji aksonów in vivo.

Badanie regeneracji aksonów ssaków: elektroporacja in vivo zwoju korzenia grzbietowego dorosłej myszy

Tutaj prezentujemy protokół mechanicznej dysocjacji do szybkiego izolowania makrofagów z grzbietowego zwoju korzenia w celu fenotypowania i analizy funkcjonalnej.

Szybka izolacja makrofagów zwoju korzenia grzbietowego

Ten protokół opisuje chirurgiczną ekspozycję zwoju korzenia grzbietowego (DRG), a następnie GCaMP3 (genetycznie kodowany wskaźnik Ca2+; Białko zielonej fluorescencji-białko kalmoduliny-M13 3) Ca2 + obrazowanie zespołów neuronalnych przy użyciu myszy Pirt-GCaMP3 przy jednoczesnym stosowaniu różnych bodźców do ipsilateralnej tylnej łapy.

In vivo (in vivo) Obrazowanie wapniowe zespołów neuronalnych w sieciach pierwotnych neuronów czuciowych w nienaruszonych zwojach korzenia grzbietowego

Prezentowany jest tutaj rozwój konsekwentnego pozyskiwania wysokiej jakości sekcji kriostatu zwoju korzenia grzbietowego.

Procedura kriosekcji kriosekcji zwoju korzenia grzbietowego myszy

Ten protokół dostarcza techniki do zbierania i hodowli eksplantowanego zwoju korzenia grzbietowego (DRG) od dorosłych szczurów Sprague Dawley w urządzeniu wielokomorowym (MC).

Zbieranie, osadzanie i hodowla zwojów korzeni grzbietowych w urządzeniach wielokompartmentowych w celu zbadania cech neuronów obwodowych

Protokół ten opisuje metody tworzenia całych i zdysocjowanych kultur zwojów korzenia grzbietowego myszy (DRG) i ich zastosowanie do oceny interakcji guz-nerw.

Tworzenie modeli in vitro hodowli zwojów korzenia grzbietowego: uzupełniające podejścia do badania przesłuchów rak-nerw

Naucz się izolacji zwojów korzeniowych myszy w celu badań nad układem nerwowym. Ta metoda umożliwia precyzyjne pobieranie tkanek sensorycznych z zachowaniem ich struktury do analiz histologicznych i molekularnych.

Sekcja i odizolowanie klastrów czuciowych rdzenia kręgowego myszy

Przeglądaj więcej filmów