Name: Proste i dostępne testy wylęgania jaj w Caenorhabditis elegans: elastyczne formaty do przesiewowych badań nad lekami (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2026-07-03T14:40:00.000+00:00
Duration: 8 min 11 s
Description: Poznaj trzy konfiguracje testów wylęgania jaj w Caenorhabditis elegans dla badań nad lekami przeciwpasożytniczymi, toksykologii i biologii rozwoju. Metody obejmują mikroprobówki, agar i płytki wielodołkowe.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

To dzieło było wspierane przez Universidad Nacional del Sur (PGI 24/B366 dla GH). Dziękujemy WormBase (https://wormbase.org). Szcz epi zosta y dostarczone przez Caenorhabditis Genetics Center (CGC), które jest finansowane przez NIH Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440).

1. Caenorhabditis elegans szczepy i hodowla
<ol>
	<li>Użyj szczepu dzikiego N2 (Bristol) i/lub transgenicznego szczepu PD4251 (ccIs4251; dpy-20(e1282)) do opracowania i walidacji metodologii25,26. PD4251 ekspresuje GFP, co ułatwia wizualizację i potencjalne zastosowania w obrazowaniu, gdy jest to wymagane, podczas gdy wykazuje odpowiedzi na wykluwanie jaj i rozwój nieodróżnialne od tych obserwowanych w szczepie dzikiego N2 w warunkach eksperymentalnych stosowanych w niniejszym badaniu27.</li>
	<li>Uzyskaj szczepy (np. szczep dzikiego N2) z Caenorhabditis Genetic Center (CGC), wspierany przez National Institutes of Health Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440).</li>
	<li>Utrzymuj dżdżownice w standardowych warunkach laboratoryjnych w temperaturze 18–25 °C na świeżo przygotowanych płytkach agarowych z pożywką do hodowli nematod (NGM) zasiana Escherichia coli OP50 jako źródło pokarmu. Przygotuj NGM poprzez rozpuszczenie 16 g agaru, 3 g NaCl i 2,5 g bactopeptonu w 975 mL destylowanej lub ultraczystej wody. Sterylizuj przez autoklawację. Po schłodzeniu pożywki do 55 °C dodaj sterylne roztwory buforu fosforanowego potasu (25 mL, 1 M, pH 6,0), CaCl₂ (1 mL, 1 M), MgSO₄ (1 mL, 1 M) i cholesterolu (1 mL, 5 mg/mL w czystym etanolu). Dokładnie wymieszaj i wylej płytki w warunkach sterylnych.</li>
	<li>Wykonuj rutynowe manipulacje, rozmnażanie i utrzymywanie zgodnie z ustalonymi procedurami, jak opisano w WormBook i powiązanych badaniach24,26,28,29. Utrzymuj dżdżownice w warunkach niecałkowitego głodu, zapewniając ciągłą dostępność pokarmu bakteryjnego i unikając przeludnionych płytek. Trzymaj kultury w zalecanym zakresie temperatur (18–25 °C) i unikaj zbyt suchych warunków, ponieważ mogą one przyspieszyć odwadnianie agaru.</li>
	<li>Ogólne zasady przed rozpoczęciem testu
	<ol>
		<li>Wyznacz wszystkie parametry eksperymentalne z wyprzedzeniem, w tym temperaturę (18–25 °C), czas inkubacji (4–8 h), wilgotność  (50–70%) i procedury obsługi.</li>
		<li>Przygotuj wszystkie materiały przed rozpoczęciem testu, aby zapewnić odpowiednie czasowanie i koordynację przepływu pracy.</li>
		<li>Utrzymuj jednolite warunki eksperymentalne we wszystkich repetycjach, aby zminimalizować zmienność.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie związków testowych i kontroli
<ol>
	<li>Świeżo przygotuj wszystkie związki w dniu eksperymentu. Rozpuść zapasy w buforze M9 (22 mM KH₂PO₄, 42 mM Na₂HPO₄, 86 mM NaCl, 1 mM MgSO₄) lub w sterylnej destylowanej wodzie, w zależności od kompatybilności związku i warunków testu30,31. 
	UWAGA: Wybór wodnego medium może wpływać na aktywność związku w testach na C. elegans. Na przykład, związki takie jak serotonina mogą wykazywać różne stężenia skuteczne, jeśli są przygotowane w sterylnej destylowanej wodzie w porównaniu z buforem M9. Dlatego zarówno kompatybilność pojazdu, jak i odpowiedź biologiczna powinny być empirycznie oceniane podczas optymalizacji testu. Ponadto dla związków o niskiej rozpuszczalności wodnej, można stosować odpowiednie nośniki, takie jak dimetylosulfon (DMSO) lub etanol. Ostateczne stężenia rozpuszczalników powinny pozostać niskie (zazwyczaj poniżej 0,2% v/v), aby uniknąć toksyczności. Poprzednie badania na C. elegans wykazały, że stężenia DMSO do 0,5% wywołują minimalne efekty w standardowych warunkach laboratoryjnych17.</li>
	<li>Przygotuj co najmniej pięć stężeń na związek, aby umożliwić konstrukcję krzywych stężeniowo-odpowiedziowych i oszacowanie wartości IC50 lub IC90 . Użyj serialnego rozcieńczenia z 2- do 3-krotnymi krokami stężeniowymi jako punktu wyjścia i dostosuj końcowy zakres stężeń zgodnie z oczekiwaną potencją, rozpuszczalnością i odpowiedzią eksperymentalną każdego związku. 
	UWAGA: Jeśli testowane związki są wrażliwe na światło, wszystkie kroki przygotowawcze powinny być wykonywane w słabym oświetleniu, aby zapobiec degradacji. Obejmuje to przygotowywanie roztworów macierzystych, rozcieńczeń i płytek agarowych zawierających leki. W miarę możliwości płytki powinny być przykryte folią aluminiową i przechowywane w ciemności. Podobnie płytki wielorzędowe powinny być utrzymywane w zakryciu (np. folią lub nieprzezroczystymi pokrywkami) podczas inkubacji. Zaleca się stosowanie zamkniętych pojemników lub komór wilgotnych, które ograniczają ekspozycję na światło, aby zachować

<ol>
	<li>Bizimenyera ES, Githiori JB, Eloff JN, Swan GE. In vitro activity of Peltophorum africanum Sond. (Fabaceae) extracts on the egg hatching and larval development of the parasitic nematode Trichostrongylus colubriformis. Vet Parasitol. 2006;142(3&#8211;4):336-43.</li>
	<li>Demeler J et al. Phylogenetic characterization of &#946;-tubulins and development of pyrosequencing assays for benzimidazole resistance in cattle nematodes. PLoS One. 2013;8(8):e70212.</li>
	<li>von Samson-Himmelstjerna G et al. Standardization of the egg hatch test for the detection of benzimidazole resistance in parasitic nematodes. Parasitol Res. 2009;105(3):825-34.</li>
	<li>Easland E, Biendl S, Keiser J. Development of a hookworm egg hatching assay to&#160;determine the&#160;ovicidal effects of anthelminthics. Parasit Vectors. 2023;16(1):157.</li>
	<li>Abriola L et al. Development and optimization of a high-throughput screening method utilizing Ancylostoma ceylanicum egg hatching to identify novel anthelmintics. Moraes J de, editor. PLoS One. 2019;14(6):e0217019.</li>
	<li>Zaj&#237;&#269;kov&#225; M, Nguyen LT, Sk&#225;lov&#225; L, Raisov&#225; Stuchl&#237;kov&#225; L, Matou&#353;kov&#225; P. Anthelmintics in the future: current trends in the discovery and development of new drugs against gastrointestinal nematodes. Drug Discov Today. 2020;25(2):430-7.</li>
	<li>Banerjee T et al. Ovicidal and larvicidal effects of extracts from leaves of Andrographis paniculata (Burm. f.) Wall.ex Nees against field isolates of human hookworm (Ancylostoma duodenale). J Ethnopharmacol. 2019;235:489-500.</li>
	<li>Mickiewicz M et al. Inhibitory effect of dimethyl sulfoxide on the development of gastrointestinal nematode larvae in the larval development test. J Vet Res. 2025;69(1):83-90.</li>
	<li>Lanusse CE, Alvarez LI, Lifschitz AL. Gaining Insights Into the Pharmacology of Anthelmintics Using Haemonchus contortus as a Model Nematode. In: Advances in Parasitology. Vol. 93. Academic Press; England; 2016:465-518.</li>
	<li>Mir&#243; MV et al. Phytochemical-Mediated Modulation of Doramectin Pharmacology in Sheep: Exploring the Cinnamaldehyde&#8211;Pink Grapefruit Combination. Animals. 2025;15(17):2539.</li>
	<li>Kaewintajuk K et al. Anthelmintic activity of KSI-4088 against Caenorhabditis elegans. Parasitol Res. 2010;107(1):27-30.</li>
	<li>Oliveira JG et al. Chemical profile and antiparasitic effects of Lippia origanoides essential oil against Rhipicephalus microplus, Haemonchus contortus, and Caenorhabditis elegans. Revista Brasileira de Parasitologia Veterin&#225;ria. 2025;34(4):e014825.</li>
	<li>Liu C, Chen Y, Li Z, Xu X. Design, Synthesis, Nematicidal Activity Evaluation, and Mode of Action Study of Novel Trifluorobutene Ester Derivatives as Potential Nematicides. J Agric Food Chem. 2025;73(18):10736-50.</li>
	<li>Zain MM, Zary Yahaya ZS, Him NAIIN. The Effect of Macrocyclic Lactones-Ivermectin Exposure on Egg Hatching and Larval Development of Caenorhabditis elegans. Trop Life Sci Res. 2016;27(Supp. 1):3-8.</li>
	<li>Harlow PH et al. The nematode Caenorhabditis elegans as a tool to predict chemical activity on mammalian development and identify mechanisms influencing toxicological outcome. Sci Rep. 2016;6(1):22965.</li>
	<li>do Nascimento PM et al. Activity of essential oils against Caenorhabditis elegans: Showing anthelmintic potential for new products. Vet Parasitol. 2026;344:110766.</li>
	<li>AlOkda A, Van Raamsdonk JM. Effect of DMSO on lifespan and physiology in C. elegans: Implications for use of&#160;DMSO as a solvent for compound delivery. MicroPubl Biol. 2022;2022.</li>
	<li>Hernando G, Bouzat C. Caenorhabditis elegans neuromuscular junction: GABA receptors and ivermectin action. Phillips W, editor. PLoS One. 2014;9(4):e95072.</li>
	<li>Hernando G, Turani O, Rodriguez Araujo N, Pulido Carrasquero A, Bouzat C. Unraveling anthelmintic targets and mechanisms of action of trans-cinnamaldehyde from cinnamon essential oil. Sci Rep. 2025;15(1):5422.</li>
	<li>Hernando G, Turani O, Rodriguez Araujo N, Bouzat C. The diverse family of Cys-loop receptors in Caenorhabditis elegans: insights from electrophysiological studies. Biophys Rev. 2023;15(4):733-50.</li>
	<li>Olson SK et al. Hierarchical assembly of the eggshell and permeability barrier in C. elegans. J Cell Biol. 2012;198(4):731-48.</li>
	<li>Stein KK, Golden A. The C. elegans eggshell. WormBook. 2018 Aug;2018:1-36.</li>
	<li>Hernando G, Turani O, Bouzat C. Caenorhabditis elegans muscle Cys-loop receptors as novel targets of terpenoids with potential anthelmintic activity. Greenberg RM, editor. PLoS Negl Trop Dis. 2019;13(11):e0007895.</li>
	<li>Hernando G, Bouzat C. Evaluating anthelmintic activity through Caenorhabditis elegans egg hatching assay. MethodsX. 2024;12:102743.</li>
	<li>Bianchi L, Driscoll M. Culture of embryonic C. elegans cells for electrophysiological and pharmacological analyses. WormBook. 2006;1-15.</li>
	<li>Stiernagle T. Maintenance of C. elegans. WormBook. 2006;1-11.</li>
	<li>Fire A et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 1998;391(6669):806-11.</li>
	<li>Hernando G, Bouzat C. Drug combination assays using Caenorhabditis elegans as a model system. J Pharmacol Toxicol Methods. 2025;131:107583.</li>
	<li>Christensen M et al. A primary culture system for functional analysis of C. elegans neurons and muscle cells. Neuron. 2002;33(4):503-14.</li>
	<li>G&#252;rel G et al. Receptors and other signaling proteins required for serotonin control of locomotion in Caenorhabditis elegans. Genetics. 2012;192(4):1359-71.</li>
	<li>Rodriguez Araujo N, Hernando G, Corradi J, Bouzat C. The nematode serotonin-gated chloride channel MOD-1: A novel target for anthelmintic therapy. J Biol Chem. 2022;298(9):102356.</li>
	<li>Porta-de-la-Riva M, Fontrodona L, Villanueva A, Cer&#243;n J. Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation. JoVE. 2012;(64):e4019.</li>
	<li>Baugh LR. To grow or not to grow: nutritional control of development during Caenorhabditis&#160;elegans L1 arrest. Genetics. 2013;194(3):539-55.</li>
</ol>

Autorzy deklarują, że nie mają żadnych konfliktów interesów dotyczących treści tego artykułu.

Niniejsze badanie prezentuje prostą i elastyczną platformę do przeprowadzania testów wylęgania jaj u Caenorhabditis elegans, skonstruowaną wokół trzech uzupełniających się formatów eksperymentów, które różnią się kontrolą, dynamika ekspozycji oraz skalowalnością. Zamiast definiować jeden optymalny protokół, nasze wyniki wspierają pogląd, że testy wylęgania jaj powinny być uważane za elastyczną metodologiczną ramę przystosowaną do konkretnych celów eksperymentalnych.
Format oparty na p...

Testy wylęgania jaj (EHA) od dawna są uznawane za filar metodologii w nematologii do oceny działania owicidalnego i wczesnych efektów rozwojowych związków chemicznych. Pierwotnie opracowane dla pasożytniczych nicieni, testy te ilustrują hamowanie embrionacji lub wylęgu larw w kontrolowanych warunkach in vitro, zapewniając solidne i biologicznie istotne punkty końcowe, takie jak odsetek wylęgu lub analizę koncentracji–odpowiedź (np. EC50 lub IC50)1,2,3,4,5,6,7.
Klasyczne podejścia oparte na jajach u pasożytniczych nicieni takich jak Haemonchus contortus i Trichostrongylus colubriformis były szeroko stosowane do oceny skuteczności leków syntetycznych i produktów naturalnych, a także do monitorowania oporu na leki przeciw pasożytom1,2,6,8,9,10. Te metodologie obejmują szeroką gamę pomiarów, od bezpośredniej oceny żywotności jaj i wylęgu po ocenę rozwoju larw po hodowli kału. Razem odegrały one kluczową rolę w powiązaniu ekspozycji na leki z wynikami rozrodczymi pasożytów i potencjalnym przenoszeniem. Jednakże, te podejścia często wymagają złożonej przygotki próbek od zakażonych gospodarzy, dłuższego okresu inkubacji i specjalistycznej infrastruktury, co może ograniczać ich dostępność, skalowalność i powtarzalność między laboratoriami.
Zastosowanie Caenorhabditis elegans jako organizmu modelowego stało się potężną strategią w celu przezwyciężenia wielu ograniczeń związanych z pasożytniczymi nicieniami. Krótki cykl życia, genetyczna łatwość manipulacji, łatwość hodowli i zachowanie kluczowych celów molekularnych wspólnych dla pasożytniczych gatunków sprawia, że jest to szczególnie odpowiednie do farmakologicznych, toksykologicznych i rozwojowych badań. Co ważne, embriogeneza w C. elegans jest szybka i bardzo powtarzalna, co pozwala na zastosowanie testów żywotności i wylęgu jaj jako ilościowych i wiarygodnych pomiarów wczesnych procesów rozwojowych i ich zakłócania przez substancje obce11,12,13,14,15,16,17.
Poza tym, dostępność dobrze scharakteryzowanych szczepów mutantów umożliwiła uzyskanie mechanistycznych wglądów w działanie leków i oporność. Poprzednie badania wykazały, że oporność na związki bioaktywne może pojawić się w sposób zależny od etapu, przy czym etapy embrionalne i larwalne wykazują różne czułości. Na przykład, zmiany w przekaźnictwie glutaminianowym zostały powiązane z fenotypami oporności w larw, podczas gdy wylęg jaj pozostawał niezaburzony14,18,19,20. Podkreśla to etapowy charakter czułości na leki i sugeruje, że etapy embrionalne mogą obejmować odrębne cele lub różne dostępności w porównaniu z późniejszymi etapami rozwoju.
Poza parazytologią, testy żywotności jaj u C. elegans stały się coraz bardziej istotne w toksykologii i wczesnym odkrywaniu leków. Testy te były stosowane nie tylko do oceny działania przeciwpasożytniczego, ale także do oceny toksyczności rozwojowej i defektów embrionalnych indukowanych lekami, z wynikami, które mogą koreluować z profilami toksyczności wyższych organizmów15,16. Jednocześnie, obecność skorupki jaja wprowadza ważne ograniczenia biologiczne, ponieważ działa jako chroniąca i selektywnie przepuszczalna bariera otaczająca zarodek21,22. W rezultacie, niektóre związki bioaktywne mogą nie osiągnąć zarodka mimo wykazuwania aktywności na późniejszych etapach rozwoju14,19,23,24. Dostęp do zarodka prawdopodobnie zależy więc od fizykochemicznych właściwości każdego związku, w tym od wielkości cząsteczek i ich polarności. Może to przyczyniać się do różnic między aktywnością obserwowaną w testach wylęgu a aktywnością na późniejszych etapach rozwoju. Ta różnica podkreśla znaczenie jasnego zdefiniowania zarówno kontekstu eksperymentalnego, jak i biologicznego punktu końcowego, który jest mierzony.
Pod względem metodologicznym, testy wylęgu jaj u Caenorhabditis elegans zostały wdrożone w szerokim zakresie formatów eksperymentalnych, w tym likwidacji w płynie synchronizowanych jaj, bezpośrednim ekspozycji na płytki agar zawierające

<table><tbody><tr><td>Bacteriological Agar</td><td>Britania&nbsp;</td><td>B0101406</td><td>powinno być przygotowane świeże (1.7 gr na 100 mL&nbsp;H2O)</td></tr><tr><td>Roztwór wybielacza</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>1.2 % (v/v) NaOH i 0.5 M NaOH</td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>ThermoScientific.&nbsp;</td><td>Sorvall ST16R.&nbsp;&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>BiofugePICO do ependorf tube</td><td>Heraeus 75003235&nbsp;&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Aparat cyfrowy</td><td>ToupCam&nbsp;</td><td>TP605100A</td><td>Przemysłowa kamera cyfrowa. Regulowana długość ogniskowa USB 2.0</td></tr><tr><td>DMSO</td><td>BioBasic&nbsp;</td><td>RAS#7-68-5</td><td>MW: 78,13</td></tr><tr><td>Linalil Acetate&nbsp;</td><td>SIGMA</td><td>No.CAS: 115-95-7</td><td>powinno być przygotowane świeże</td></tr><tr><td>Podłoże Lysogeny broth (LB)</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>10 g Bacto-tryptone, 5 g wyciągu drożdżowego, 10 g NaCl na 1 L destylowanej wody&nbsp;</td></tr><tr><td>Bufor M9&nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>3 g KH2PO4, 6 g Na2HPO4, 5 g&nbsp; NaCl, 0,25 g MgSO4 na 1 L destylowanej wody</td></tr><tr><td>Mini Rotator &nbsp;</td><td>BioSan</td><td>Bio RS-24</td><td></td></tr><tr><td>Podłoże do hodowli nicieni (NGM)</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>3 g NaCl, 17 g agar, 2,5 g&nbsp; Bacto-Peptone na 1 L destylowanej wody. Sterylizować przez autoklawację. Uzupełnione 1 mL cholesterolu (5 mg/mL),&nbsp; 1 mL CaCl2 (1 M), 25 mL buforu fosforanowego potasu (1 M, pH 6.0) i 1 mL&nbsp; MgSO4 (1 M)</td></tr><tr><td>Petri Dish (3 - 5 mm)</td><td>ThermoScientific. Nunclon DeltaSurface&nbsp;</td><td>153066</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish (90 mm x 15 mm)</td><td>ExtraGene&nbsp;</td><td>1026160305</td><td>Tylko do użytku laboratoryjnego, Polistyren.&nbsp;</td></tr><tr><td>Pipeta</td><td>Fisherbrand</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>SigmaPlot 12.0</td><td>Systat Software</td><td>N/A</td><td>Wersja 12.0</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>ARCANO</td><td>ZTX-T 1:4 LED</td><td>Trynokularny stereomikroskop (10x&ndash;40x całkowite powiększenie; oświetlenie LED przypadkowe i przepuszczające)</td></tr><tr><td>Sakcharoza&nbsp;</td><td>Laboratorio Cicarelli&nbsp;</td><td>Art 841</td><td>60 % (v/v) sakcharozy&nbsp;</td></tr><tr><td>Płytka do hodowli tkankowej 96-dołkowa&nbsp;</td><td>Biofil&nbsp;</td><td>TCP 012096</td><td>Polistyren, Pokrywka o niskim odparowaniu.&nbsp;</td></tr><tr><td>ToupView&nbsp;</td><td>ToupTek Photonics</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Transcinnamaldehyd (TCA)</td><td>Santa Cruz Biotechnology&nbsp;</td><td>J1712</td><td>Powinno być przygotowane świeże</td></tr></tbody></table>

proste i dostępne testy wylęgania jaj w caenorhabditis elegans: elastyczne formaty do przesiewowych badań nad lekami

Simple and Accessible Egg-Hatching Assays in Caenorhabditis elegans: Adaptable Formats for Drug Screening

Testy wylęgania jaj (EHA) są szeroko stosowane do oceny wpływu związków chemicznych na wczesne etapy rozwoju nicieni, szczególnie w badaniach nad lekami przeciwpasożytniczymi. Jednak istniejące metodologie znacznie różnią się pod względem formatu, złożoności i reprodukowalności oraz są często prezentowane jako stałe protokoły, a nie adaptowalne ramy eksperymentalne. W niniejszym badaniu ustanawiamy prostą, dostępną i elastyczną platformę dla testów wylęgania jaj u Caenorhabditis elegans poprzez integrację i bezpośrednie porównanie trzech konfiguracji eksperymentalnych: (i) kontrolowane inkubacje w mikroprobówkach z następującym wysiewem na płytki agarowe, (ii) bezpośrednie narażenie na płytkach agarowych zawierających lek, oraz (iii) testy w płytkach wielootworowych w cieczy. Dwa reprezentatywne związki zostały użyte do zilustrowania testu: jeden, który hamuje wylęganie się jaj i jeden, który nie ma wykrywalnego wpływu. Każda konfiguracja zapewnia wyraźne zalety pod względem kontroli eksperymentalnej, przepływu i dostępności. Podejście oparte na mikroprobówkach umożliwia precyzyjną kontrolę narażenia na leki i wspiera ilościowe analizy farmakologiczne. Testy na agarze oferują uproszczoną i nisko kosztową alternatywę, nadającą się do ciągłego narażenia i ustawień edukacyjnych. Formaty wielootworowe umożliwiają skalowalne, standaryzowane przesiewanie zgodne z nowoczesnymi procesami odkrywania leków. Poprzez bezpośrednie porównanie tych formatów, pokazujemy, jak wybory metodologiczne wpływają na reprodukowalność testów, dynamikę narażenia na leki i interpretację biologiczną, szczególnie w odniesieniu do czynników specyficznych dla etapów takich jak rola ochronna skorupki jaja i różnice rozwojowe w ekspresji celu molekularnego. Ogólnie, niniejsze prace ustanawiają testy wylęgania jaj u C. elegans jako wszechstronną i skalowalną platformę, przystosowaną do różnorodnych zastosowań, w tym przesiewania przeciwpasożytniczego, oceny toksykologicznej, badań rozwojowych i laboratoriów dydaktycznych, ułatwiając tym samym szersze i bardziej racjonalne wykorzystanie tej metodologii.

TCA wykazało wyraźną zależną od stężenia inhibicję wylęgu jaj we wszystkich formatach eksperymentów, jak pokazano na Rysunku 1. Prezentowane są reprezentatywne krzywe stężenie–odpowiedzi dla każdej konfiguracji testu: probówki mikrowirówkowych (Rysunek 1A), bezpośrednie narażenie na płytkach agarowych (Rysunek 1B) i płytki wielodołkowe (Rysunek 1C).
Szacunkowe wartości IC<sub...

Niniejsze badanie przedstawia elastyczną i standaryzowaną platformę do badania wylęgu jaj u Caenorhabditis elegans, która integruje wiele formatów eksperymentów. Podejście to poprawia reproduktywalność, skalowalność i dostępność, umożliwiając solidną ocenę działania leków i procesów rozwojowych, przy zachowaniu niskich kosztów i łatwej adaptacji zarówno do zastosowań badawczych, jak i edukacyjnych.

Proste i dostępne testy wylęgania jaj w Caenorhabditis elegans: elastyczne formaty do przesiewowych badań nad lekami

Egg-hatching assays (EHA) are widely used to evaluate the effects of chemical compounds on early developmental stages of nematodes, particularly in ...

Opracowujemy proste i skalowalne testy wykluwania jaj C. elegans w celu oceny wpływu związków na rozwój embrionalny. Istniejące metody nie posiadają ustandaryzowanego, adaptowalnego przepływu pracy. Niniejszy protokół zapewnia skalowalne i ustandaryzowane podejście odpowiednie zarówno dla przesiewania niskoprzepustowego, jak i wysokoprzepustowego.Zacznij od trzech do pięciu płytek z pożywką NGM zawierających konfluencyjne kultury dorosłych osobników w stanie ciążowym. Wybierz płytki z dużą liczbą zapłodnionych nicieni i widocznymi jajami, co wskazuje na aktywną reprodukcję. Do każdej płytki dodaj wodę destylowaną i delikatnie przenieś nicienie do 15-mililitrowej probówki stożkowej. Unikaj skrobania powierzchni agaru, aby zminimalizować ilość zanieczyszczeń. Wiruj przy 266 g przez trzy minuty, aby uzyskać pellet z nicieniami, usuń supernatant zawierający bakterie i powtórz etap płukania trzy razy. Aby wyizolować jaja, zawieś ponownie pellet z nicieniami w świeżo przygotowanym roztworze wybielającym. Intensywnie wstrząśnij probówką, aby ułatwić rozpad ciał dorosłych osobników i uwolnienie jaj. Czas inkubacji nie może przekroczyć pięciu minut. Potwierdź pod mikroskopem, że ciała doros

simple-accessible-egg-hatching-assays-caenorhabditis-elegans

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Opisano procedurę hodowli w środowisku ciekłym oraz rozdziału szczepów C. elegans wykazujących ekspresję fluorescencyjnych białek reporterowych, która nie wymaga użycia kosztownego sprzętu do sortowania. Podejście to można zastosować w przypadku licznych indukowalnych genów C. elegans w celu odkrywania leków lub biosensingu zanieczyszczeń.

Przesiewanie wysokoprzepustowe i biosensing z wykorzystaniem fluorescencyjnych szczepów C. elegans

C. elegans podczas składania jaj może dostarczyć ważnych informacji w badaniach rozwojowych, reprodukcyjnych i anatomicznych. Ten film przedstawia ważne etapy testu składania jaj i pokazuje próbkę eksperymentu, w którym lek jest testowany pod kątem toksyczności reprodukcyjnej.

Test składania jaj: metoda ilościowego określania zachowania C. elegans podczas składania jaj

Źródło: Anderson, Q. L. i wsp. Wysokoprzepustowy, o wysokiej zawartości, płynny system C. elegans Pathosystem. J. Vis. Exp. (2018)Ten film przedstawia wysokoprzepustową metodę badań przesiewowych z wykorzystaniem Caenorhabditis elegans do badania knockdownów genów podczas interakcji gospodarz-patogen. Przedstawiono w nim procedurę przygotowania powalanych robaków i przenoszenia ich na płytki testowe w celu oceny skutków zabijania robaków przez patogeny.

Wielodołkowy test na bazie płynu do badań przesiewowych nokautów C. elegans

Opisano metodę ilościowej oceny reakcji chemotaktycznej Caenorhabditis elegans. Zastosowano wskaźnik chemotaksyczny (CI) jako sposób dokładnej oceny reakcji robaków na określone cele oraz jako platformę porównawczą między odmianami i związkami interesującymi.

C. elegans Test chemotaktyksy

Opisujemy szczegółowe etapy wysokoprzepustowego testu chemicznego u nicieni Caenorhabditis elegans używanych do oceny toksyczności linii zarodkowej. W tym teście zaburzenie funkcji linii zarodkowej po narażeniu na działanie substancji chemicznych jest monitorowane za pomocą fluorescencyjnego reportera specyficznego dla zarodków aneuploidalnych.

Kompleksowa ocena toksyczności chemicznej linii rozrodczej z wykorzystaniem nicienia Caenorhabditis elegans

Prezentujemy konfigurację i protokół rejestracji zachowania, który umożliwia automatyczną analizę nicieni, preferencji Caenorhabditis elegans dla rozpuszczalnych związków w teście populacyjnym. W tym artykule opisano budowę komory behawioralnej, protokół testu behawioralnego i wykorzystanie oprogramowania do analizy wideo.

Zautomatyzowana analiza populacyjnego testu preferencji chemosensorycznej na podstawie populacji nicieni

Tutaj opisujemy prosty protokół szybkiego wytwarzania setek pożywek hodowlanych dla nicieni, 96-dołkowych płytek hodowlanych ze stałą liczbą Caenorhhabditis elegans na studzienkę. Kultury te są przydatne do fenotypowych badań przesiewowych całych organizmów. Skupiamy się tutaj na wykorzystaniu tych kultur do badań przesiewowych substancji chemicznych pod kątem efektów sprzyjających długowieczności.

Prosta metoda wysokoprzepustowych badań przesiewowych w kierunku Caenorhabditis elegans

Aby zbadać interakcje chaperon-chaperon i chaperon-substrate, przeprowadzamy syntetyczne badania przesiewowe interakcji w Caenorhabditis elegans za pomocą interferencji RNA w połączeniu z łagodnymi mutacjami lub nadmierną ekspresją białek opiekuńczych i monitorujemy dysfunkcję białek specyficznych dla tkanek na poziomie organizmu.

Wykorzystanie Caenorhabditis elegans do badań przesiewowych pod kątem interakcji opiekuńczych specyficznych dla tkanek

Genetycznie podatny na uszkodzenia nicień Caenorhabditis elegans może być używany jako prosty i tani model do odkrywania leków. Opisano tutaj protokół identyfikacji leków przeciwnowotworowych, które hamują dalszą sygnalizację białek RAS i EGFR.

Identyfikacja inhibitorów EGFR i RAS za pomocą Caenorhabditis elegans

Tutaj prezentujemy ogólną metodę określania żywotności embrionalnej i całkowitej liczby wyprodukowanych zarodków (czerwiu) za pomocą organizmu modelowego C. elegans.

Pomiar żywotności zarodka i wielkości lęgu u Caenorhabditis elegans

Ten protokół zapewnia prostą, niedrogą procedurę ilościowego określania wskaźnika śmiertelności zarodkowej u Caenorhabditis elegans. Umożliwia bezpośrednie wykrywanie zaburzeń zarodkowych w populacjach bez specjalistycznego sprzętu lub doświadczenia w wybieraniu dżdżownic. Protokół może być stosowany do ilościowego określania wpływu mutacji genetycznych, wyciszenia genów za pośrednictwem interferencji RNA i diety.

Określanie wskaźnika śmiertelności embrionalnej u Caenorhabditis elegans

Poznaj trzy konfiguracje testów wylęgania jaj w Caenorhabditis elegans dla badań nad lekami przeciwpasożytniczymi, toksykologii i biologii rozwoju. Metody obejmują mikroprobówki, agar i płytki wielodołkowe.

Proste i dostępne testy wylęgania jaj w Caenorhabditis elegans: elastyczne formaty do przesiewowych badań nad lekami

Przeglądaj więcej filmów