ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcą podziękować Kanata Tachibana, Shion Kudo, Toshiya Makino, Shunta Yorimoto, Shuji Shigenobu, Akiko Kawamura, Ari Fujinoki i Masako Iida za pomoc techniczną. Dziękujemy również wszystkim pozostałym członkom naszego laboratorium.

Schematyczne przedstawienie synchronizowanej metody hodowli D. melanogaster i A. japonica przedstawiono na Rysunku 1.
1. Hodowla gospodarza muszki owocowej Drosophila melanogaster w laboratorium
<ol>
	<li>Utrzymuj wszystkie zwierzęta eksperymentalne w temperaturze 25 °C i 50-60% wilgotności względnej w cyklu 12:12 h światło/ciemność. Użyj szczepu typu dzikiego Oregon-R (OR) jako gospodarza dla A. japonica (Rysunek 2A).</li>
	<li>Przenieś dorosłe muchy do nowego pojemnika z pokarmem zawierającego standardowy agar z mąki kukurydzianej i drożdży (0,55% agar, Tabela 1). Oznakuj pojemnik datą przeniesienia i nazwą szczepu „OR”.</li>
	<li>Wyczyść te dorosłe muszki jeden dzień po przeniesieniu, aby zapobiec nadmiernej liczbie jaj w pokarmie. Upewnij się, że larwy potomstwa żerują na powierzchni pokarmu. 
	UWAGA: Jako wskazówka, utrzymuj około 200-250 jaj na pojemnik z pokarmem (φ30×100 mm). Wyższa gęstość jaj może zmniejszać sukces pasożytowania i zwiększać zmienność w rozwoju gospodarza i os.</li>
	<li>Cztery dni po Kroku 1.2 przenieś łyżkę larw muszek (4 dni po złożeniu jaj, dAEL) do nowego pojemnika z pokarmem. Trzymaj te larwy bez narażenia na pasożytników na następne pokolenie. Ta procedura pomaga również kontrolować gęstość larw gospodarza w pojemniku.</li>
</ol>
2. Hodowla wewnątrzorganizmowego owada pasożytniczego Asobara japonicaw laboratorium
<ol>
	<li>Użyj partenogenetycznego szczepu Tokyo (TK) i szczepu płciowego Iriomote-jima (IR) (Rysunek 2B). Pierwszy składa się z samic, podczas gdy drugi składa się z samic i samców. Samce lądują dwa-cztery dni wcześniej niż samice. Dlatego przed przeniesieniem potwierdź obecność samic za pomocą owłosienia. </li>
	<li>Przenieś 10-20 dorosłych os bezpośrednio z pojemnika zapasowego do pojemnika zawierającego larwy muszek w 4 dAEL. Oznakuj pojemnik datą przeniesienia i nazwą szczepu „TK” lub „IR”. Utrzymuj osy w tych samych warunkach jak w Kroku 1.1.</li>
	<li>Pozwól dorosłym osom składać jaja w larwach muszek. Wyczyść te osy jeden do dwóch dni później, aby zapobiec nadmiernej pasożytności, która może prowadzić do śmierci gospodarza. Usuń dorosłe muszki, które uciekły z pasożytnictwa 10 lub więcej dni po Kroku 2.2.</li>
	<li>Dwa tygodnie po Kroku 2.2 dorosłe osy zaczynają lądować z poczwarki muszki gospodarza. Przenieś te nowo wylądowanych dorosłych os do nowego pojemnika z pokarmem z filtrem papierowym zawierającym 25% glukozę i 50 mM roztwór witaminy C. Kawałki filtra papierowego powinny być sterylizowane w 130 °C przez 2 godziny. Dostarczenie roztworu na filtrze papierowym wspomaga zachowania składania jaj i wydłuża żywotność dorosłych os. Nasze podejście do użycia witaminy C w celu zwiększenia składania jaj zostało zainspirowane obserwacjami w badaniach nad Drosophila 11.</li>
</ol>
3. Test infekcji pojedynczego składania jaj
<ol>
	<li>Synchronizuj etapy rozwojowe larw muszek używanych do eksperymentu infekcyjnego.
	<ol>
		<li>Umieść dorosłe muszki w 50-ml probówce zawierającej płytkę agarową z sokiem winogronowym (3% agar) nasmarowaną świeżym pastą drożdżową i pozwól im składać jaja przez 24 godziny.</li>
		<li>Zbierz nowo wylęgające się larwy pierwszego stadium na płytce agarowej z sokiem winogronowym i przenieś je do małej probówki (12 ml) zawierającej 2-3 g pasty z pokarmem dla muszek (pokarm dla muszek zmieszanych z odpowiednią ilością wody). Do probówki umieszcza się 20-30 larw. Larwy muszek są dopuszczone do wzrostu w temperaturze 25 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W odpowiednim momencie przygotuj 4 cm płytkę Petriego zawierającą cienką, równomiernie rozprowadzoną warstwę pasty z pokarmem dla muszek, pokrywającą obszar o średnicy około 1,5-2,0 cm (dalej nazywaną areną testu infekcji). Oprócz areny testu infekcji, przygotuj nową małą probówkę (12 ml) zawierającą odpowiednią ilość pasty z pokarmem dla muszek. Ta probówka jest używana do hodowli larw gospodarza po teście infekcji.</li>
	<li>Zbierz larwy w odpowiedniej fazie i przenieś je do naczynia zawierającego wodę dejonizowaną (rezystywność = 15 MΩ·cm, 25 °C). Płucz larwy w naczyniu z łagodnym mieszaniem, aby usunąć resztki pokarmu z ich ciała.</li>
	<li>Po przepłukaniu delikatnie usuń nadmiar wilgoci z larw za pomocą bezstrzępowych chusteczek papierowych, ponieważ nadmiar wody zakłóca zachowania składania jaj os na

<ol>
	<li>Hasik AZ, et al. Parasitism as a driver of host diversification. Nat Rev Biodivers. 2025;1(6):401-410.</li>
	<li>Pennacchio F, Strand MR. Evolution of developmental strategies in parasitic Hymenoptera. Annu Rev Entomol. 2006;51:233-258.</li>
	<li>Quicke DL. Parasitic Wasps. 1997:221-255.</li>
	<li>Moreau S, Asgari S. Venom proteins from parasitoid wasps and their biological functions. Toxins. 2015;7(7):2385-2412.</li>
	<li>Huang J, Chen XX, Zhan S. Molecular mechanisms underlying parasitoid-derived host manipulation strategies. Annu Rev Entomol. 2026;71:51-68.</li>
	<li>Belokobylskij SA. Key to the Insects of Russian Far East. Tribe Alysiini. In: Ler PA, ed. 1998;4(3):163-298.</li>
	<li>Ideo S, Watada M, Mitsui H, Kimura MT. Host range of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae), a larval parasitoid of drosophilid flies. Entomol Sci. 2008;11(1):1-6.</li>
	<li>Mitsui H, Van Achterberg K, Nordlander G, Kimura MT. Geographical distributions and host associations of larval parasitoids of frugivorous Drosophilidae in Japan. J Nat Hist. 2010;41(25-28):1731-1738.</li>
	<li>Kamiyama T, et al. Whole-genome sequencing analysis and protocol for RNA interference of the endoparasitoid wasp Asobara japonica. DNA Res. 2022;29(4):1-14.</li>
	<li>Kamiyama T, et al. Parasitoid wasp venoms degrade Drosophila imaginal discs for successful parasitism. Sci Adv. 2025;11(5).</li>
	<li>Shrestha B, Aryal B, Lee Y. The taste of vitamin C in Drosophila. EMBO Rep. 2023;24(6).</li>
	<li>Murata Y, Ideo S, Watada M, Mitsui H, Kimura MT. Genetic and physiological variation among sexual and parthenogenetic populations of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae), a larval parasitoid of drosophilid flies. Eur J Entomol. 2009;106(2):171-178.</li>
	<li>Werren JH, Baldo L, Clark ME. Wolbachia: master manipulators of invertebrate biology. Nat Rev Microbiol. 2008;6(10):741-751.</li>
	<li>Furihata S, Hirata M, Matsumoto H, Hayakawa Y.&#160;Bacteria endosymbiont,&#160;Wolbachia, promotes parasitism of parasitoid wasp Asobara japonica. PLoS One. 2015;10(10).</li>
	<li>Yamashita S, Takahashi KH. Artificial transfer of a thelytoky-inducing Wolbachia endosymbiont between strains of the endoparasitoid wasp Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae). Appl Entomol Zool. 2018;53(3):403-409.</li>
	<li>Wang X, Biondi A, Daane KM. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). J Econ Entomol. 2020;113(1):73-80.</li>
	<li>Niwa R, Niwa YS. Molecular mechanisms of ecdysteroid biosynthesis. Compr Mol Insect Sci. 2026:106-137.</li>
	<li>Zhang J, et al. A set of novel venom proteins enables parasitoid wasps to exploit older hosts and coexist with competitors. Adv Sci. 2026;13(4).</li>
	<li>Schott S, et al. A fluorescent toolkit for spatiotemporal tracking of apoptotic cells in living Drosophila tissues. Development. 2017;144(20):3840-3846.</li>
	<li>Kacsoh BZ, Bozler J, Ramaswami M, Bosco G. Social communication of predator-induced changes in Drosophila behavior and germ line physiology. eLife. 2015;4.</li>
	<li>Sadanandappa MK, Sathyanarayana SH, Kondo S, Bosco G. Neuropeptide F signaling regulates parasitoid-specific germline development and egg-laying in Drosophila. PLoS Genet. 2021;17(3).</li>
	<li>Amano S, Akada T, Takahashi KH. In vivo and in vitro developmental profiling of Asobara japonica, a larval endoparasitoid of drosophilid flies. Entomol Exp Appl. 2019;167(5).12790.</li>
	<li>Shirai Y, Piulachs MD, Belles X, Daimon T. DIPA-CRISPR is a simple and accessible method for insect gene editing. Cell Rep Methods. 2022;2(5):100215.</li>
	<li>Zhang X, Singh A, Soriano Martinez K, Ferree PM. Direct parental (DIPA) CRISPR in the jewel wasp, Nasonia vitripennis. G3 (Bethesda). 2024;14(7).</li>
</ol>

Nie mamy żadnego konfliktu interesów do ujawnienia.

W niniejszym badaniu stworzyliśmy wszechstronny eksperymentalny system do badania interakcji pasożytoid-gospodarz na poziomie molekularnym. Poprzez optymalizację warunków chowu, pojedynczego testu infekcji jajorodowej oraz protokołu RNAi, zapewniliśmy solidny system do funkcjonalnych badań czynników pochodzących od pasożytoidów. Platforma ta ułatwi przyszłe badania mające na celu poznanie mechanizmów, za pomocą których osy pasożytoidy manipulują rozwojem gospodarza, a także może przyczynić się do rozwoju biologicznych st...

Pasożytnictwo to sposób życia, w którym jeden organizm wykorzystuje zasoby pokarmowe innego i jest szeroko rozpowszechnione wśród różnych taksonów. Szacuje się, że aż do połowy wszystkich znanych organizmów wykazuje pasożytnictwo w swoim cyklu życia1. Wśród pasożytów, błonkoskrzydłe pasożytoidy są szczególnie zróżnicowaną grupą, stanowiącą około 20% wszystkich owadów2. Eksploatują one szeroki zakres gatunków stawonogów, takich jak owady, pająki i roztocza, i wykazują niezwykłą różnorodność w swoich historiach życia i strategiach pasożytniczych3. Te cechy sprawiają, że błonkoskrzydłe pasożytoidy są jedną z najbardziej ewolucyjnie i ekologicznie udanych grup owadów.
Interakcje między pasożytoidami a ich gospodarzami były szeroko badane jako modele ewolucyjnych "wyścigów zbrojeń". W szczególności błonkoskrzydłe pasożytoidy endoparazytoidalne wykorzystują zróżnicowaną gamę czynników, w tym jady, wirusy symbiotyczne i teracyty4,5. Czynniki te manipulują fizjologią i rozwojem gospodarza, zapewniając tym samym pomyślny rozwój wewnątrz gospodarza. Pomimo tych postępów, mechanizmy molekularne leżące u podstaw pasożytnictwa są słabo poznane w przypadku większości gatunków pasożytoidów. Jedną z głównych ograniczeń jest ich niewielki rozmiar ciała, co utrudnia biochemiczne identyfikowanie składników jadu. Ponadto, utrzymanie pasożytoidów i ich gospodarzy z zsynchronizowanymi etapami rozwojowymi w warunkach laboratoryjnych jest technicznie trudne.
Ostatnie postęp w sekwencjonowaniu nowej generacji i innych technologiach omicznych umożliwiają teraz analizy genomowe nawet u bardzo małych gatunków pasożytoidów. Podejścia te otworzyły nowe drogi do badania uprzednio niedostępnych mechanizmów molekularnych, pozwalając na badania interakcji pasożyt-gospodarz na bezprecedensowym poziomie rozdzielczości. W tym kontekście, nasze laboratorium koncentruje się na Asobara japonica Belokobylskij (Hymenoptera: Braconidae), gatunku pierwotnie zidentyfikowanym w Japonii6,7,8. A. japonica obejmuje partenogenetyczną odmianę telytokous, w której samice produkują potomstwo bez kopulacji. Ta cecha pozwala nam na zbieranie znacznych ilości genetycznie jednorodnego DNA genomowego do sekwencjonowania całego genomu9. Ponadto, ten gatunek pasożytuje na szerokim zakresie gatunków Drosophila, w tym na modelowym organizmie D. melanogaster, który oferuje duże zalety eksperymentalne ze względu na dobrze ustalone warunki hodowli i precyzyjnie określone etapy rozwoju, umożliwiające powtarzalne testy zakażeń i dokładną kontrolę rozwoju pasożytoidów10.
Podczas pasożytnictwa A. japonica, samica osy wstrzykuje jad wraz z pojedynczym jajem do larwy muchy, w której larwa osy rośnie obok swojego gospodarza. Warto zauważyć, że A. japonica wykazuje wysoką skuteczność pasożytnictwa na gospodarzu D. melanogaster, co sprawia, że ta para pasożytoid-gospodarz jest potężnym modelem eksperymentalnym. W tym artykule opisujemy protokoły dotyczące stabilnego hodowania, testu infekcji z pojedynczym złożeniem jaj i metody tłumienia genów opartej na podwójnie łańcuchowej RNA (dsRNA) w A. japonica. Te protokoły zapewniają niezawodną ramę do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw interakcji pasożyt-gospodarz.

<table><tbody><tr><td>50 mL tube</td><td>Greiner Bio-One</td><td>210261</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>1 mL syringe</td><td>TERUMO</td><td>SS-01T</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Agar</td><td>Daisin, Ltd.</td><td>P-700</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Asnol Petri Dish &phi;40&times;13.5mm</td><td>As One Corporation</td><td>1-8549-01</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Asnol Petri Dish &phi;55&times;17mm</td><td>As One Corporation</td><td>1-8549-02</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Blue dye (Erioglaucine disodium salt)</td><td>Sigma-Aldrich Co. Llc.</td><td>861146-25G</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Butyl p-Hydroxybenzoate</td><td>Nacalai Tesque, Inc.</td><td>06327-15</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>CO2 pressure regulator</td><td>YAMATOSANGYO</td><td>YR-507F-2</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Confocal laser scanning microscope</td><td>Zeiss</td><td>LSM700</td><td>Analiza obrazów</td></tr><tr><td>Corn meal</td><td>Sunny Maize Co., Ltd.</td><td>No.4M</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>PI62247</td><td>Barwienie jąder, 1:10000</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td>Millipore Inc.</td><td>ZLXEV030WW</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Dual-Stage Glass Micropipette Puller</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Fiji</td><td>NA</td><td><a href="https://fiji.sc/">https://fiji.sc</a></td><td>Analiza obrazów</td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>Advantec</td><td>ITEM 526</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Fly food vial</td><td>Chiyoda Science Co., Ltd.</td><td>KFB-3M</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Fly food vial plug</td><td>Chiyoda Science Co., Ltd.</td><td>AS-275</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Dumont Biologie</td><td>11252-20</td><td>Sekcja</td></tr><tr><td>Freezer, -20 &deg;C</td><td>Nihon Freezer</td><td>GS-3120HC</td><td>Przechowywanie próbek</td></tr><tr><td>Freezer, -80 &deg;C</td><td>Nihon Freezer</td><td>CLN-52UD2</td><td>Przechowywanie próbek</td></tr><tr><td>Glass slides</td><td>Matsunami Glass Ind., Ltd</td><td>S7213</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Showa Sangyo Co., Ltd.&nbsp;</td><td>Not availavle</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>KOD Plus Neo</td><td>Toyobo</td><td>KOD-401</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Panasonic</td><td>MIR-254-PJ</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Ligation high Ver.2</td><td>Toyobo</td><td>LGK-201</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>Micropipette Grinder</td><td>Narishige</td><td>EG-401</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Mineral oil</td><td>Nacalai Tesque, Inc.</td><td>23306-84</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Nanoject III</td><td>Drummond Scientific Company</td><td>3-000-207</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Nanoject Glass Capillaries</td><td>Drummond Scientific Company</td><td>3-000-203-G/X</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>pBluescript KS (+) plasmid</td><td>Not availavle</td><td>Not availavle</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>pBluescript SK (-) plasmid</td><td>Not availavle</td><td>Not availavle</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>PrimeScript reverse Transcriptase</td><td>Takara</td><td>2680A</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Nacalai Tesque, Inc.</td><td>29018-55</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>PROWIPE</td><td>Daio Paper Corporation</td><td>2-2624-02</td><td>Ocena zakażenia, wstrzyknięcie dsRNA.</td></tr><tr><td>ReverTra Ace qPCR RT Master Mix with gDNA Remover</td><td>Toyobo</td><td>FSQ-301</td><td>qRT-PCR</td></tr><tr><td>RNAiso Plus reagent</td><td>Takara</td><td>9108</td><td>qRT-PCR</td></tr><tr><td>Small vial (Test tube 12 mL)</td><td>Sarstedt</td><td>REF 58.487</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Small vial plug</td><td>Chiyoda Science Co., ltd.</td><td>QD-S4</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Spatula</td><td>As One Corporation</td><td>6-522-02</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Square petri dish</td><td>Eiken Chemical Co., Ltd.</td><td>64-2192-55, AW2000</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>lvesta3 (C-Mount)</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Nikon Solutions Co., Ltd.</td><td>SMZ1000</td><td>Wstrzyknięcie dsRNA</td></tr><tr><td>T7 RiboMAX Express RNAi System</td><td>Promega</td><td>P1700</td><td>Synteza dsRNA</td></tr><tr><td>Thermal Cycler Dice Real Time System</td><td>Takara</td><td>TP815</td><td>qRT-PCR</td></tr><tr><td>Thermal Cycler GeneAtlas</td><td>Astel</td><td>G02</td><td>Synteza dsRNA, qRT-PCR</td></tr><tr><td>THUNDERBIRD SYBR qPCR Mix</td><td>Toyobo</td><td>QPS-201</td><td>qRT-PCR</td></tr><tr><td>TissueLyser II</td><td>Qiagen</td><td>Not availavle</td><td>qRT-PCR</td></tr><tr><td>Vitamin C, L-Ascorbic Acid</td><td>Nacalai Tesque, Inc.</td><td>03420-65</td><td>Hodowla</td></tr><tr><td>Welch's grape 100 juice</td><td>Asahi Soft drinks Co., Ltd.</td><td>32390</td><td>Ocena zakażenia</td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Asahi Group Foods, Ltd.</td><td>HB-P02</td><td>Hodowla</td></tr></tbody></table>

protokoły efektywnego hodowania i analizy funkcjonalnej endoparazitoida asobara japonica oraz jego żywiciela drosophila melanogaster

Protocols for Efficient Rearing and Functional Analysis of the Endoparasitoid Wasp Asobara japonica and its Host Drosophila melanogaster

Pasożytnictwo to interakcja biologiczna, w której jeden organizm wykorzystuje ciało lub zasoby innego (żywiciela), powodując znaczne uszkodzenia lub śmierć żywiciela. Wśród pasożytniczych zwierząt, błonkoskrzydłe pasożytoidy są jednym z najbogatszych gatunkowo kladów, stanowiąc prawie 20% wszystkich gatunków owadów. W szczególności, błonkoskrzydłe pasożytoidy endoparazytyczne składają jaja bezpośrednio w ciałach żywicieli i uwalniają zróżnicowaną gamę czynników jadu w celu manipulacji rozwojem, odpornością i fizjologią żywiciela. W odpowiedzi na atak osy, żywiciele próbują eliminować jaja pasożytoidów poprzez wrodzone mechanizmy odpornościowe. Jednak mechanizmy molekularne i komórkowe, za pomocą których poszczególne składniki jadu modulują biologię żywiciela i sprzyjają pomyślnemu pasożytnictwu, pozostają słabo poznane. Przedstawiamy tu standaryzowany protokół laboratoryjny do hodowli pasożytoidowej osy Asobara japonica oraz jej żywiciela Drosophila melanogaster. Dostępne są zarówno szczepy partenogenetyczne, jak i płciowe A. japonica, a szczep partenogenetyczny wykazuje wysoką skuteczność pasożytnictwa, umożliwiając stabilne utrzymanie szczepów laboratoryjnych do analizy genomu i badań pasożytnictwa. Dla analizy funkcjonalnej genów jadu zoptymalizowano pojedynczy test infekcji składaniem jaj oraz metodę wyciszenia genu opartą na podwójnie łańcuchowej RNK. Razem, te protokoły zapewniają praktyczną ramę eksperymentalną do analizy mechanizmów molekularnych leżących u podstaw interakcji pasożyt-żywiciel i ułatwią przyszłe badania w dziedzinie biologii rozwoju, immunologii i fizjologii.

Szczepy bezpłciowe i płciowe Asobara japonica 
A. japonica występuje powszechnie w całej Japonii. Szczepy partenogenetyczne telitokowe dominują na głównych wyspach, natomiast szczepy płciowe arrenotokowe występują na wyspach subtropikalnych, w tym na wyspach Amami-Oshima i Iriomote-jima8,12. W szczepach płciowych samce wykluwają się o kilka dni wcześniej niż samice, przez co czas przenoszenia osobników dorosłych różni się pom...

Celem tego protokołu jest ułatwienie analizy funkcjonalnej interakcji parazytoid-gospodarz w Asobara japonica i Drosophila melanogaster poprzez zoptymalizowane metody chowu, pojedynczy test infekcji jajorodności i wyciszenia genu z wykorzystaniem RNAi.

Protokoły efektywnego hodowania i analizy funkcjonalnej endoparazitoida Asobara japonica oraz jego żywiciela Drosophila melanogaster

Parasitism is a biological interaction in which one organism exploits the body or resources of another (the host), resulting in substantial damage or ...

protocols-for-efficient-rearing-functional-analysis-endoparasitoid

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Protokoły dotyczące efektywnego hodowli i analizy funkcjonalnej endoparazitoida Asobara japonica oraz jego żywiciela Drosophila melanogaster

Fopius arisanus jest parasitoidem jaj i larw muszek owocówek z rodziny Tephritidae, który jest z sukcesem wykorzystywany w biologicznej kontroli tych istotnych tropikalnych szkodników. Opisujemy tutaj zoptymalizowany protokół hodowli F. arisanus na małą skalę z wykorzystaniem łatwo dostępnych materiałów.

Zoptymalizowany protokół hodowli Fopius arisanus, parasytoida much owocówek z rodziny Tephritidae

Osy pasożytnicze stanowią główną grupę naturalnych wrogów wielu owadów, w tym Drosophila melanogaster. Przedstawimy techniki rozmnażania tych pasożytów w gatunkach Drosophila spp. oraz zademonstrujemy sposób analizy ich wpływu na tkanki odpornościowe larw Drosophila.

Wprowadzenie do os w pasożytach Drosophila i odpowiedzi immunologicznej przeciwpasożytniczej

Obwód żywieniowy u larw Drosophila melanogaster służy prostemu, ale potężnemu modelowi, który pozwala na skorelowanie zmian w tempie karmienia ze zmianami w obwodach nerwowych stomatogastrycznych. Obwód ten składa się z centralnych neuronów serotoninergicznych, które wysyłają projekcje do haczyków ustnych, a także do jelita przedniego.

Analiza funkcjonalna obwodu żerowania larw u Drosophila

Tutaj prezentujemy protokół do ilościowego określenia unikania osób zestresowanych. Ten paradygmat jest potężny, ale przyjazny dla użytkownika i może być wykorzystany do oceny wpływu genów i środowiska na jeden rodzaj interakcji społecznych u Drosophila melanogaster.

Prosty test do ilościowego oznaczania unikania społecznego u Drosophila melanogaster

Dostarczamy szczegółowy protokół do badania długości ścieżki żerowania Drosophila melanogaster. Omawiamy przygotowanie i postępowanie ze zwierzętami doświadczalnymi, sposób wykonywania testu i analizy danych.

Protokół długości ścieżki żerowania dla larw Drosophila melanogaster

Dorosłe muchy Drosophila melanogaster były szeroko wykorzystywane jako organizmy modelowe do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw wrodzonych odpowiedzi immunologicznych gospodarza i strategii infekcji mikrobiologicznej. Aby promować stadium larwy D. melanogaster jako dodatkowy lub alternatywny system modelowy, opisano technikę iniekcji larw.

Drosophila melanogaster (Drosophila melanogaster) Protokół wstrzyknięcia larw

Obecny protokół opisuje metodę hodowli owadów szkodników w laboratoriach. Procedury rozróżniania płci owadów i ekstrakcji kwasów nukleinowych w celu sekwencjonowania o wysokiej przepustowości są ustalane przy użyciu dwóch szkodników tortricid.

Masowy chów i badania molekularne owadów szkodników Tortricidae

Ganaspis brasiliensis - larwalny parazytoid Drosophila suzukii (globalny inwazyjny szkodnik upraw owocowych) - został zatwierdzony lub jest rozważany do wprowadzenia do Europy i Stanów Zjednoczonych w celu biologicznego zwalczania tego szkodnika. W tym artykule przedstawiono protokoły hodowli tego parazytoida zarówno na małą, jak i dużą skalę.

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

Zarodki osy Nasonia zostały wypreparowane z poczwarek Lucillia sericata po pasożytowaniu przez 12-24 godziny i przemyte alkoholem i 10% roztworem podchlorynu sodu w celu uzyskania wolnych od zarazków zarodków. Po wyhodowaniu zarodków wolnych od zarazków i dostarczeniu im podłoża hodowlanego Nasonia do wzrostu i rozwoju in vitro, uzyskano dorosłe osobniki Nasonia wolne od zarazków.

Optymalizacja procedury chowu os wolnych od zarazków

Ten artykuł przedstawia laboratoryjne utrzymanie (w tym krycie i karmienie) muchówki niższej Bradysia (Sciara) coprophila.

Utrzymanie laboratoryjne muchówki dolnej Bradysia (Sciara) coprophila: nowy/stary wyłaniający się organizm modelowy

University of Tsukuba.  Celem tego protokołu jest ułatwienie analizy funkcjonalnej interakcji pasożytoida-żywiciela w Asobara japonica i Drosophila melanogaster poprzez zoptymalizowane metody chowu, pojedynczy test infekcji składania jaj i wyciszenie genu za pomocą RNAi.

Protokoły efektywnego hodowania i analizy funkcjonalnej endoparazitoida Asobara japonica oraz jego żywiciela Drosophila melanogaster

Przeglądaj więcej filmów