Name: Analiza immunoblot (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2008-06-20T14:38:00.000+00:00
Duration: 16 min 1 s
Description: Poznaj technikę immunoblottingu do wykrywania i charakteryzacji białek. Film pokazuje separację elektroforetyczną, transfer na membrany, immunosondowanie przeciwciałami oraz wizualizację.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Pełny protokół tekstowy dla tego podejścia eksperymentalnego jest dostępny w <a class="jove_content" href="http://www.mrw.interscience.wiley.com/emrw/9780471142720/cp/cpmb/article/mb1008/current/abstract]">Current Protocols in Molecular Biology </a>

Autorzy nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów.

analiza immunoblottingowa

Immunoblot Analysis

Immunoblotting (western blotting) to szybka i czuła metoda detekcji i charakteryzacji białek, która wykorzystuje specyficzność właściwą dla rozpoznawania antygenu przez przeciwciało. Obejmuje ona solubilizację i rozdział elektroforetyczny białek, glikoprotein lub lipopolisacharydów za pomocą elektroforezy żelowej, a następnie ilościowy transfer i nieodwracalne wiązanie z nitrocelulozą, PVDF lub nylonem. Technika immunoblottingu jest przydatna w identyfikacji specyficznych antygenów rozpoznawanych przez przeciwciała poliklonalne lub monoklonalne i charakteryzuje się wysoką czułością (można wykryć 1 ng antygenu). Niniejsza jednostka zawiera protokoły dotyczące rozdziału białek, transferu białek na membrany, immunoprobowania oraz wizualizacji z użyciem substratów chromogennych lub chemiluminescencyjnych.

Immunoblotting (western blotting) to szybka i czuła metoda detekcji i charakterystyki białek, która wykorzystuje specyficzność rozpoznawania antygen-przeciwciało. Niniejsze wideo przedstawia protokoły rozdziału białek, transferu białek na membrany, immunodetekcji oraz wizualizacji z wykorzystaniem substratów chromogennych lub chemiluminescencyjnych.

Analiza immunoblottingowa

Immunoblotting (western blotting) jest szybką i czułą metodą detekcji i charakterystyki białek, która opiera się na wykorzystaniu...

Imunoblotting, często nazywany Western blottingiem, jest wykorzystywany do identyfikacji w próbce białek specyficznych antygenów rozpoznawanych przez przeciwciała poliklonalne lub monoklonalne. Procedura ta zazwyczaj następuje po elektroforezie żelowej w jednym lub dwóch wymiarach i polega na przeniesieniu rozdzielonych białek na błony nitrocelulozowe. Następnie błony te inkubuje się z przeciwciałami pierwotnymi i wtórnymi, bezpośrednio lub pośrednio sprzężonymi z enzymami, a następnie wizualizuje antygeny białkowe na błonach, wykorzystując barwne lub fluorescencyjne reakcje substratowe.W tym filmie przedstawiamy krok po kroku procedurę immunoblottingu. Dzień dobry, nazywam się Sean Gallagher z UVPI i współpracuję z centrum proteomiki tutaj, w KE Graduate Institute. Dzisiaj zaprezentuję Państwu analizę immunoblottingu.Proces ten obejmuje szereg etapów, w tym rozdział białek, ich transfer na membrany (blotting), sondowanie immunologiczne oraz wizualizację z wykorzystaniem substratów chromogennych i chemiluminescencyjnych. Zacznijmy zatem. Przed rozpoczęciem procedury immunoblottingu, próbki białek muszą zostać najpierw rozdzielone metodą elektroforezy przy użyciu żeli jednowymiarowych lub dwuwymiarowych o rozmiarze małym lub standardowym.Przygotować próbki antygenowe i nałożyć je na ścieżki żelu, uwzględniając w jednej lub kilku ścieżkach białko wstępnie barwione lub biotynylowane oraz standardy masy cząsteczkowej. Markery białkowe te zostaną przeniesione na membranę, co pozwoli w wygodny sposób określić orientację membrany oraz wielkości białek po immunobarwieniu. Po zakończeniu elektroforezy można przystąpić do przygotowania immunoblottu.Aby przygotować do immunoblotingu, najpierw rozdziel żel z ramki i usuń żel koncentrujący. Inkubuj żel przez 30 minut w temperaturze pokojowej w buforze do transferu; taka równowaga jest niezbędna, aby zapobiec zmianie rozmiaru żelu podczas transferu. W czasie równoważenia żelu rozpocznij montaż kanapki transferowej w kuwecie wystarczająco dużej, aby pomieścić plastikową kasetę transferową; napełnij ją buforem do transferu tak, aby kaseta była całkowicie zanurzona. Następnie umieść w dolnej części plastikowej kasety transferowej gąbkę lub wkład z włókna szorstkiego.Następnie należy wziąć arkusz papieru filtrującego dociętego do tego samego rozmiaru co żel. Należy go uprzednio zwilżyć buforem do transferu i położyć na gąbce typu scotch bright. Po zakończeniu 30-minutowej równowagowania żelu, należy umieścić żel na papierze filtrującym.Usuń wszelkie pęcherzyki powietrza znajdujące się między żelem a papierem filtrującym, delikatnie przesuwając probówkę lub szklaną rurkę po powierzchni żelu. Można również użyć wałka BioRad, który znajduje się w zestawie BioRad. Pamiętaj o stosowaniu rękawiczek podczas pracy z papierami filtrującymi, żelami i membranami.Tłuszcz z dłoni zablokuje proces transferu. Następnie przygotuj membranę transferową. Wytnij membranę o rozmiarze odpowiadającym żelowi, dodając jeden do dwóch milimetrów z każdej krawędzi.Następnie należy powoli umieścić membranę w wodzie destylowanej, wprowadzając jedną krawędź pod kątem 45 stopni; woda będzie podciągana do membrany, aż ostatecznie zwilży całą jej powierzchnię. Jeśli membrana zostanie wprowadzona do wody zbyt szybko, uwięzione pęcherzyki powietrza pojawią się w postaci białych plam. W tych obszarach nie dojdzie do transferu białka.Po całkowitym zwilżeniu membrany należy ją równoważyć przez 10 do 15 minut w buforze do transferu. Ta procedura zwilżania sprawdza się w przypadku membran nitrocelulozowych i nylonowych. Tylko membrany PVDF są hydrofobowe i nie zostaną zwilżone samym umieszczeniem ich w wodzie destylowanej lub buforze do transferu.Membrany PVDF należy najpierw zanurzyć w 100% metanolu na jedną do dwóch sekund, a następnie inkubować przez 10 do 15 minut w buforze do transferu. Nie wolno dopuścić do wyschnięcia membrany w żadnym momencie.Jeśli to nastąpi, ponownie zwilż membranę metanolem, a następnie buforem do przenoszenia. Po przygotowaniu membrany umieść ją bezpośrednio na górnej powierzchni żelu. Pamiętaj, aby usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza znajdujące się między żelem a membraną, delikatnie przesuwając po powierzchni membrany szklaną rurkę lub wałek BioRad.Następnie nawilż kolejny kawałek papieru filtracyjnego Whatman o grubości 3 mm. Połóż go na błonie i ponownie usuń wszystkie pęcherzyki powietrza. Następnie połóż na tym papierze filtracyjnym kolejną gąbkę szorującą typu Scotch-Brite lub zwykłą gąbkę.Zakończ montaż „kanapki” do immunoblottu, blokując górną część kasety transferowej. Po złożeniu zestawu do immunoblottu można przystąpić do transferu białek z żelu na membranę. Aby rozpocząć procedurę transferu, napełnij komorę elektroforetyczną buforem do transferu i umieść kasetę transferową zawierającą zestaw w urządzeniu do elektroblottingu.Ważne jest ułożenie „kanapki” w taki sposób, aby membrana była skierowana w stronę anody lub dodatnio naładowanej strony komory. Podłącz przewody zasilacza do odpowiednich stron anody i katody aparatury do elektrotransferu. Ten konkretny model urządzenia do transferu jest wyposażony w chłodzący blok lodowy.Następnie przeprowadź transfer elektroforetyczny białek z żelu na membranę przez 30 do 60 minut przy napięciu 50 V z chłodzeniem lub przez noc przy 14 V w pomieszczeniu chłodniczym. Po zakończeniu transferu wyłącz zasilacz i rozmontuj aparat. Następnie wyjmij membranę z aparatu do transferu i zaznacz jej orientację, odcinając narożnik.Na tym etapie membrany można wysuszyć i przechowywać w szczelnym plastikowym worku w temperaturze 4°C przez rok. Przed dalszą obróbką wysuszone membrany PVDF należy umieścić w niewielkiej ilości 100% metanolu w celu ich nawilżenia. Następnie należy przenieść je do wody destylowanej, aby usunąć metanol.Po zaznaczeniu orientacji, zabarw żel, aby zweryfikować wydajność transferu. W celu wizualizacji przetransportowanych białek można zabarwić membranę odwracalnie przy użyciu cipro ruby lub nieodwracalnie za pomocą kamasi blue, tuszu indyjskiego, naftolu błękitnego lub złota koloidalnego. Te procedury barwienia nieodwracalnego są niekompatybilne z membranami nylonowymi.Po przeniesieniu białek na membranę należy przystąpić do immunodetekcji i wizualizacji białek. Na tym etapie unieruchomione na membranie białka są inkubowane ze swoistymi przeciwciałami w celu identyfikacji i ilościowego oznaczenia obecnych antygenów. Aby rozpocząć, należy umieścić membranę w plastikowej kuwecie inkubacyjnej zawierającej 20 milliliters buforu blokującego.Niektórzy stosują worki, jednak często zamiast nich używa się kuwet, które są szczególnie przydatne podczas przetwarzania dużej liczby pasków w różnych roztworach przeciwciał pierwszorzędowych. Następnie inkubuj zamkniętą membranę przez 30 do 60 minut w temperaturze pokojowej przy jednoczesnym mieszaniu na wytrząsarce orbitalnej lub platformie kołyszącej. Podczas inkubacji membrany rozcieńcz przeciwciało pierwszorzędowe i bufor blokujący.Rozcieńczenie określa się empirycznie, zazwyczaj wynosi ono od 1:100 do 1:1000. W przypadku przeciwciał poliklonalnych stosuje się rozcieńczenia od 1:10 do 1:100 dla supernatantów hybrydom, a powyżej 1:1000 dla płynów z myszy zawierających przeciwciała monoklonalne. Po zakończeniu inkubacji należy odlać bufor blokujący.Wymień bufor na rozcieńczone przeciwciało pierwszorzędowe i ponownie inkubuj przez 30 do 60 minut w temperaturze pokojowej przy stałym mieszaniu. Następnie przemyj membranę cztery razy, wstrząsając z 100 mililitrami TTBS w przypadku filtrów NITROCELLULOSE lub PVDF lub TBS w przypadku filtrów nylonowych.Każde z myć powinno trwać od 10 do 15 minut; podczas mycia membrany należy rozcieńczyć przeciwciało wtórne w buforze blokującym. Przykłady przeciwciał wtórnych to koniugaty przeciwciał anty-IG z peroksydazą chrzanową lub fosfatazą alkaliczną, dostępne w sprzedaży koniugaty enzymatyczne. Przeciwciała wtórne są zazwyczaj rozcieńczane w zakresie od 1:200 do 1:25 000 przed użyciem.Po zakończeniu etapów płukania i usunięciu materiałów do płukania, należy dodać rozcieńczony koniugat przeciwciał anty-IG z peroksydazą chrzanową lub fosfatazą alkaliczną i inkubować od 30 do 60 minut w temperaturze pokojowej przy ciągłym mieszaniu. Po 30 do 60 minutach należy wyjąć membranę z pojemnika i wypłukać ją czterokrotnie, po 10 do 15 minut za każdym razem, w buforze TTBS zgodnie z wcześniejszym opisem.Po zakończeniu etapów płukania można przystąpić do kroku wizualizacji. Przedtem jednak zaprezentujemy alternatywną procedurę sondowania immunologicznego. Ta alternatywna procedura sondowania immunologicznego opiera się na zestawie Vector Stain ABC firmy Vector Labs.Metoda ta wykorzystuje kompleks awidyny i biotyny do przyłączenia peroksydazy chrzanowej (HRP) lub fosfatazy alkalicznej (AP) do biotynilowanego przeciwciała wtórnego. Dzisiaj zaprezentujemy zestaw HRP. TTBS dobrze sprawdza się jako bufor blokujący w systemach awidyna-biotyna.W przypadku filtrów nylonowych zaleca się stosowanie odczynników wiążących białka, ponieważ beztłuszczowe mleko w proszku zawiera resztkową biotynę, która zakłóci analizę immunoenzymatyczną. Należy go użyć wyłącznie w etapie blokowania, aby rozpocząć równoważenie membrany w buforze blokującym w otwartej kuwecie przy ciągłym mieszaniu za pomocą wytrząsarki orbitalnej lub platformy kołyszącej. Inkubuj membranę przez 30 do 60 minut w temperaturze pokojowej podczas procesu równoważenia.Przygotuj roztwór przeciwciała pierwszorzędowego. W przypadku membran z nitrocelulozy lub PVDF stosuj TTBS w systemach Aden. Biotin o wysokiej czułości.Rozcieńczenie sera zawierającego przeciwciało pierwszorzędowe zazwyczaj mieści się w zakresie od 1:1000 do 1:100 000. Zastosowanie chemii chemiluminescencyjnej wymaga wyższego zakresu rozcieńczeń. W naszym przypadku zastosowano metodę chromogenną.Stosujemy przeciwciało pierwszorzędowe w rozcieńczeniu 1:5 000. Po zakończeniu etapu równoważenia należy usunąć bufor blokujący. Następnie należy dodać taką ilość roztworu przeciwciała pierwszorzędowego, aby całkowicie przykryć membranę.Inkubować membranę przez 30 minut w temperaturze pokojowej przy delikatnym kołysaniu. Membranę nitrocelulozową przemyć trzykrotnie w TTBS w odstępach pięciominutowych. Podczas etapu płukania przygotować roztwór biotynilowanego przeciwciała wtórnego, rozcieńczając jedną kroplę biotynilowanego przeciwciała w 10 milliliters TTBS. Po zakończeniu etapów płukania dodać roztwór przeciwciała wtórnego.Inkubuj membranę przez 30 minut w temperaturze pokojowej przy powolnym kołysaniu, podczas gdy membrana jest inkubowana z przeciwciałem wtórnym. W tym celu przygotuj avadon biotin HRPO. Wymieszaj dwie krople odczynnika barwiącego vti A i dwie krople odczynnika B w 10 mililitrach.TTBS dla nitrocelulozy. Inkubować przez 30 minut w temperaturze pokojowej po zakończeniu inkubacji z przeciwciałem wtórnym. Przemyć membranę trzy razy w ciągu 15 minut za pomocą TTBS lub TBS.Następnie nanieś na membranę roztwór enzymu avidan z biotyną i inkubuj przez 30 minut w temperaturze pokojowej przy powolnym kołysaniu. Następnie przemyj membranę trzy razy w odstępach 10-minutowych przy użyciu TTBS. Po zakończeniu procedury sondowania immunologicznego białka związane z membraną są gotowe do wizualizacji za pomocą substratów chromogennych.W tym końcowym etapie wizualizacji, w procedurach immunodetekcji opartych na peroksydazie chrzanowej, powszechnie stosuje się substraty takie jak DAB/ICL oraz TMB. Jeśli ostatnie płukanie membrany podczas procedury sondowania immunologicznego wykonano w TTBS, należy teraz przepłukać membranę przez 15 minut w temperaturze pokojowej w 50 ml TBS, a następnie umieścić membranę w chromogenicznym roztworze do wizualizacji.Prążki białkowe powinny pojawić się w ciągu 10 do 30 minut. Po 30-minutowej inkubacji należy usunąć mieszaninę reakcyjną substratu i przerwać reakcję poprzez dodanie wody destylowanej. Immunoblotting jest wieloetapową procedurą stosowaną w tysiącach laboratoriów w celu wykrycia obecności specyficznych białek po elektroforezie 1D lub 2D.Właśnie zaprezentowałem sposób przeprowadzenia immunoanalizy krwi. To wszystko. Powodzenia w eksperymentach i dziękuję za oglądanie.

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Analiza immunoblot

Opracowano prostą metodę slot blot do ilościowego oznaczania hemaglutyniny i neuraminidazy wirusa grypy przy użyciu uniwersalnych przeciwciał skierowanych przeciwko ich najbardziej konserwatywnym sekwencjom, zidentyfikowanym za pomocą analiz bioinformatycznych. To innowacyjne podejście może stanowić przydatną alternatywę dla ilościowego określania wszystkich hemaglutynin i neuraminidaz wirusowych.

Analizy ilościowe wszystkich hemaglutynin i neuraminidaz wirusa grypy typu A z wykorzystaniem uniwersalnych przeciwciał w prostych testach slot blot

Wykorzystując technologię mikrosfer xMAP firmy Luminex Corporation, opracowaliśmy wielowiązkowy fluorometryczny test immunoenzymatyczny (MFIA) do nadzoru serologicznego różnych gatunków zwierząt laboratoryjnych. MFIA to zawiesinowa macierz mikrosfer, w której antygen, kontrola tkankowa lub immunoglobuliny są kowalencyjnie powiązane z kolorowo kodowanymi mikrosferami polistyrenowymi. Omówiono metodę testową MFIA oraz różne zagadnienia związane z rozwiązywaniem problemów.

Metodyka przeprowadzania i rozwiązywanie problemów w multipleksowym fluorometrycznym immunoprzebiegu

Ten film opisuje technikę testu immunologicznego wykorzystującą fluorescencyjne kulki magnetyczne lub mikrosfery w połączeniu z różnymi antygenami do jednoczesnego wykrywania różnych izotypów przeciwciał w próbce surowicy. Test jest pomocny w zrozumieniu serokonwersji podczas infekcji lub po szczepieniu.

Multianalitowy test immunobealikowy: Technika testu immunologicznego oparta na przepływie do jednoczesnego wykrywania wielu podtypów przeciwciał w próbce ludzkiej surowicy

Tutaj demonstrujemy szczegółowy proces ilościowej analizy punktowej (QDB) poprzez określenie bezwzględnej zawartości docelowego białka, białka aktynowego capping, gelsolin-like (CAPG), w trzech różnych tkankach myszy. Demonstrujemy wysokoprzepustową, wygodną, ilościową technikę immunoblot do walidacji biomarkerów na poziomie komórkowym i tkankowym.

Wysoka przepustowość, bezwzględne oznaczanie zawartości wybranego białka na poziomie tkankowym za pomocą ilościowej analizy igłowej (QDB)

Tutaj prezentujemy protokół opisujący rozwój i walidację cyfrowego testu ELISA z pojedynczą matrycą molekuł, który umożliwia ultraczułe wykrywanie wszystkich podtypów IFN-α w próbkach ludzkich.

Opracowanie i walidacja ultraczułego, cyfrowego testu immunoenzymatycznego z pojedynczą matrycą cząsteczek dla ludzkiego interferonu-α

W tym artykule opisujemy protokół charakteryzujący odpowiedzi immunoglobuliny (Ig) zależnej od T i niezależnej od T u myszy za pomocą testu ELISA. Ta metoda stosowana samodzielnie lub w połączeniu z cytometrią przepływową pozwoli naukowcom zidentyfikować różnice w odpowiedziach izotypu Ig za pośrednictwem komórek B u myszy po immunizacji antygenu T zależnej i niezależnej od T.

Charakterystyka odpowiedzi izotypu immunoglobuliny zależnej i niezależnej od grasicy u myszy przy użyciu testu immunoenzymatycznego

Opisujemy użycie ilościowego immunoblottingu do walidacji histologii immunofluorescencyjnej w połączeniu z analizą obrazu jako sposobu ilościowego oznaczania interesującego białka w próbkach tkanek utrwalonych w formalinie, zatopionych w parafinie (FFPE). Nasze wyniki wskazują na przydatność histologii immunofluorescencyjnej do ustalania względnej ilości białek biomarkerowych w rutynowych próbkach biopsji.

Ilościowe immunoblotting linii komórkowych jako standard walidacji immunofluorescencji do ilościowego określania białek biomarkerowych w rutynowych próbkach tkanek

Technika ultra-szybkiego western blottingu jest rozwijana poprzez poprawę kinetyki wiązania antygen-przeciwciało poprzez technologię cyklicznego drenowania i uzupełniania (CDR) w połączeniu ze środkiem wzmacniającym immunoreakcję.

Ultra-High-Speed Western Blot przy użyciu technologii wzmacniającej immunoreakcję

Interakcje białko-białko są ważne dla wyjaśnienia funkcji docelowych białek, a koimmunoprecypitacja (co-IP) może łatwo potwierdzić IPP. Przejściowo transfekowaliśmy plazmid kodujący białko znakowane epitopem do komórek HEK-293 i opracowaliśmy metodę immunoprecypitacji, aby łatwo potwierdzić wiązanie dwóch białek docelowych.

Immunoprecypitacja za pomocą żelu powinowactwa do znaczników antyepitopowych w celu zbadania interakcji białko-białko

Ten artykuł opisuje protokół analizy białek z oocytów i zarodków Xenopus za pomocą immunoblottingu. Opisane są etapy pobierania, po których następują kroki odpowiadające przetwarzaniu próbek, SDS-PAGE, transferowi, barwieniu przeciwciał oraz obrazowaniu. Protokół kładzie nacisk na badanie translacyjnych kompleksów białek regulacyjnych z endogennymi przeciwciałami oraz przeciwciał przeciwko znacznikom powinowactwa białkowego.

Optymalizacja analizy białek z oocytów i zarodków Xenopus przez immunoblotting

Poznaj technikę immunoblottingu do wykrywania i charakteryzacji białek. Film pokazuje separację elektroforetyczną, transfer na membrany, immunosondowanie przeciwciałami oraz wizualizację.

Analiza immunoblottingowa

Przeglądaj więcej filmów