Injeção intraductal em coelhos: entrega localizada de solução de interesse na glândula mamária de coelho

1. Preparação pré-operatória

1. Registre o peso corporal de cada coelho. Como em todos os estudos pré-clínicos, monitore o peso dos animais regularmente para avaliar a toxicidade potencial.
2. Antes de anestesiar o coelho, encha um tubo cônico de 50 mL com gel de ultrassom disponível comercialmente e gire a 500 x g por 30 s; não deve haver bolhas visíveis no gel após a conclusão da centrifugação.
3. Administre glicopirrolato por via subcutânea na dose de 0,1 mg / kg e acepromazina por via intramuscular na dose de 0,75 mg / kg. Aguarde de 15 a 20 minutos para que o sedativo faça efeito enquanto monitora os sinais vitais e o comportamento.
   nota: O glicopirrolato é um agente anticolinérgico que previne a bradicardia e reduz as secreções respiratórias e gastrointestinais. A acepromazina é um sedativo que serve como pré-medicação para anestesia.
4. Administrar 35 mg/kg de cetamina e 5 mg/kg de xilazina por via subcutânea como anestésico. No entanto, à medida que o operador se torna mais experiente e pode realizar a administração intraductal mais rapidamente, diminua as dosagens do medicamento para 15 mg/kg de cetamina e 3 mg/kg de xilazina por via subcutânea; Isso reduzirá o tempo de anestesia e o tempo necessário para o animal se recuperar da anestesia.
5. Verifique e documente a frequência cardíaca, SPO_2, temperatura, frequência respiratória e cor da membrana mucosa a cada 15 min. Aplique lubrificante ocular em ambos os olhos.
   nota: Somente funcionários que passaram por treinamento adequado e foram aprovados pelo IACUC de sua instituição devem administrar ou monitorar a anestesia. O uso de um monitor de anestesia veterinária pode ajudar na aquisição de sinais vitais e é recomendado. O monitor de anestesia veterinária, no entanto, não substitui a necessidade de verificar manualmente o animal a cada 15 minutos. Consulte as instruções do fabricante para o uso adequado de um monitor veterinário.
6. Verifique o início da anestesia com um leve beliscão no dedo do pé; o coelho não deve responder antes de continuar.
7. Raspe cuidadosamente o abdômen caudal do coelho na área ao redor do terceiro e quarto pares de inguinais.
8. Com a maior parte do cabelo removido, aplique um creme depilatório de venda livre na área raspada. Retire o creme 10 min após a aplicação usando papel toalha úmido umedecido com água morna.
   nota: A pele do coelho é muito frágil/sensível. O creme depilatório não deve ser usado por mais de 10 min. Na verdade, é mais seguro tentar um "ponto de teste" aos 5 minutos e só deixar ligado por mais tempo se o local de teste indicar que é necessário um período de tempo mais longo.
9. Limpe a área com compressas de gaze embebidas em álcool para limpar o local da injeção.
10. Coloque o coelho em seu dorso em uma calha em forma de V forrada com um cobertor de água morna recirculante e uma almofada absorvente.

2. Preparação do Agente de Contraste

1. Reconstituir o reagente de contraste não direcionado de acordo com as instruções do fabricante. Pipete para cima e para baixo suavemente para misturar.
   nota: O agente de contraste usado neste protocolo é estável à temperatura ambiente por 4 a 6 h após a reconstituição. Balance suavemente o frasco entre cada recuperação.
   NOTA: O volume de solução necessário dependerá do número de dutos a serem injetados. O coelho tem 4 aberturas ductais por teto, e 0,2 mL de solução é suficiente para preencher uma árvore ductal de um coelho branco da Nova Zelândia adulto (Oryctolaguscuniculus). Assim, um volume total de 0,8 mL pode ser entregue a uma glândula mamária.

3. Entrega intraductal

1. Localize os tetos apropriados para serem injetados; recomenda-se o^3º e o^4º pares de tetos inguinais, pois são facilmente visualizados quando o animal está posicionado em seu dorso.
2. Coloque 0,2 mL de solução salina estéril a 0,9% em uma seringa tuberculínica Luer-lock de 1 mL com uma agulha de 22 G. Descarte adequadamente a agulha 22 G assim que a solução salina estiver na seringa e substitua-a por uma agulha estéril de calibre 25. Limpe suavemente a área com álcool isopropílico 85% em uma gaze.
3. Com o bisel da agulha para cima e a seringa paralela ao corpo do animal, insira o bisel da agulha na lateral do teto e injete lentamente 0,1-0,2 mL de solução salina; isso permitirá uma melhor visualização das aberturas ductais.
4. Coloque 0,2 mL de solução injetável em uma seringa de tuberculina Luer-lock de 1 mL.
5. Segure a tetina suavemente com o polegar e o indicador e levante-a levemente para posicioná-la para a injeção intraductal; uma lupa ocular vestível pode ajudar na visualização das aberturas ductais.
6. Mantendo a posição levantada da tetina, canule cuidadosamente o ducto de interesse usando uma agulha de ponta romba de 25 G.
7. Após a canulação, gire suavemente a seringa Luer-lock no cubo da agulha de infusão de ponta romba até que esteja travada no lugar.
8. Levante a tetina e injete a solução lentamente para minimizar os danos potenciais causados pelo fluido em movimento rápido dentro do duto; em nenhum momento deve haver resistência ao injetar a solução.