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Artigo de método

Monitoramento de microambiente tumoral baseado em PTM: um método para rastrear mudanças na rigidez da ECM usando esferoides tumorais

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30 de abril de 2023

Neste artigo

Resumo

Fonte: Jones, D. P., et al. Medição longitudinal da rigidez da matriz extracelular em modelos tumorais 3D usando microrreologia de rastreamento de partículas. J. Vis. Exp. (2014).

Este protocolo descreve uma técnica para monitorar as alterações de rigidez da matriz extracelular usando microrreologia de rastreamento de partículas (PTM). Isso é feito cultivando esferoides de tumores pancreáticos 3D em ECM com sondas fluorescentes incorporadas para rastreamento e análise de partículas de vídeo.

Protocolo

1. Preparando esferoides tumorais 3D embutidos na ECM

  1. Prepare uma estação de trabalho com os materiais necessários dentro de uma capela de fluxo laminar.
  2. Prepare uma mistura diluída de sondas traçadoras fluorescentes de 1 μm de diâmetro modificadas com carboxilato adicionando 2 partes de sondas de estoque (2% de sólidos) a 25 partes de água estéril.
  3. Retire um frasco de 3,1 mg/ml de colagénio bovino do frigorífico e coloque-o no gelo.
  4. Alíquota de 125 μl de colagénio para um frasco vazio de 2 ml.
  5. Adicione 50 μl de solução de sonda traçadora diluída ao frasco para injetáveis que contém o colágeno e o vórtice brevemente para distribuir as sondas.
  6. Adicionar 235 μl de meios de cultura celular apropriados contendo vermelho de fenol (que ficará amarelo) para um volume total de 410 ml e vórtice brevemente antes de remover 205 ml (metade do volume total) e colocá-lo num novo frasco para injetáveis de 2 ml. O frasco 1 conterá o esferóide tumoral e o frasco 2 será uma mistura de controle.
  7. Adicione ~ 2 μl de NaOH 1 M ao frasco 1 para trazer a solução de volta ao pH neutro (os meios de cultura contendo vermelho de fenol devem retornar ao vermelho). Observe que isso fará com que a mistura comece a curar se não for mantida no gelo. Vortex brevemente para misturar e, em seguida, retorne à prateleira de gelo imediatamente.
    nota: O esferóide é quase invisível a olho nu após 9 dias de cultivo e sua remoção do leito de agarose é uma tarefa delicada. O uso de um microscópio de dissecção pode ser útil para alguns usuários. Manter a integridade do esferóide durante a transferência é fundamental.
  8. Usando uma ponta de pipeta de boca larga, remova suavemente 40 μl de meio do poço que contém o esferóide tumoral. Retenha esses 40 μl enquanto conduz a próxima etapa.
  9. Verifique o poço para ver se o esferóide foi removido na etapa anterior. Se estiver, adicione os 40 μl contendo o esferóide ao frasco 1. Caso contrário, coloque os 40 μl de volta no poço e repita a etapa anterior.
  10. Agite suavemente o frasco 1 (não corra o risco de vórtice, pois pode danificar o esferóide) antes de transferir a mistura em porções de 60 μl para três poços separados de uma placa de 96 poços. Inspecione cada poço com um microscópio após adicionar a mistura para determinar qual poço contém o esferoide.
  11. Adicione ~ 2 μl 1 M NaOH e 40 μl de meio de cultura celular ao frasco 2 e ao vórtice antes de aliquotar 60 μl dessa mistura para um poço vazio na placa de 96 poços e rotular como controle.
  12. Coloque a placa em uma incubadora a 37 °C para curar por pelo menos 1 hora.

2. Construa uma grade de pontos de amostra e faça um vídeo em cada ponto

  1. Transfira a placa de amostra da incubadora para o estágio de microscópio. Aguarde 10 minutos para que a amostra se equilibre com a temperatura ambiente se um estágio aquecido não estiver disponível.
  2. Observe a amostra com lentes objetivas de baixa potência para certificar-se de que está intacta e pronta para a imagem. Determine a posição do tumor dentro do poço.
  3. Decida quantos pontos de amostra tomar. Normalmente, 20 pontos de amostragem em cada poço, distribuídos em anéis concêntricos ao redor do esferoide, produzirão resultados adequadamente detalhados.
  4. Mova a platina para cada posição desejada e use o software de interface do microscópio para registrar as coordenadas x e y (ou registre as coordenadas manualmente se o software de interface não estiver disponível).
  5. Mude o microscópio para uma lente objetiva de alta potência (normalmente 100X) e selecione o cubo de filtro apropriado para o comprimento de onda de excitação das sondas traçadoras. Use a lista de pontos criada na etapa 2.4 para mover para o primeiro ponto na grade.
  6. Ajuste o foco para encontrar o fundo do poço e, em seguida, mova-se para cima para encontrar um campo de visão (fov) contendo várias sondas traçadoras em foco.
  7. Observe o histograma de intensidade e ajuste a intensidade e o tempo de exposição para obter a maior faixa dinâmica possível, garantindo que a imagem não fique saturada.
  8. Obtenha uma sequência de vídeo a uma taxa de quadros de 20 a 30 ms por quadro (recomenda-se aproximadamente 800 quadros ou 16 a 24 segundos de duração para fornecer estatísticas suficientes para um cálculo robusto de MSD equilibrado com a necessidade de minimizar o tempo de aquisição em cada ponto da grade espacial) e salve com uma convenção apropriada. Durante a gravação, não toque no microscópio ou na mesa.
  9. Repita as etapas 2.6 a 2.9 para cada ponto de amostra na grade.
  10. Repita as etapas 2.3 a 2.10 para cada poço no experimento.

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Divulgações

Não há conflitos de interesse declarados.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Colágeno bovino tipo 1BD Biosciences, San Jose, CA354231
PANC-1Cultura de células do tipo americano, Manassas, VACRL1469ou outro tipo de célula apropriado
Microesferas fluorescentesTecnologias de Vida, Carlsbad, CA906906
agaroseBiorreagentes Fisher, Waltham, MAC12H18O9
NaOHBiorreagentes Fisher, Waltham, MANC0480985
Placas de imagem de 96 poçosCorning Inc., Corning, NY3904
DMEMHyclone, Waltham, MASH30243.01ou meios de cultura celular apropriados
Microscópio Zeiss AxioObseverZeiss, Oberkochen, AlemanhaInclui câmera de alta velocidade e software de imagem

Etiquetas

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