Todos os procedimentos envolvendo modelos animais foram revisados pelo comitê institucional local de cuidados com animais e pelo conselho de revisão veterinária JoVE.
1. Semeadura e cultura de capilares bovinos
- Dia 0: Misture 0,7 mL de estoque de colágeno IV com 6,3 mL de PBS. Adicionar a solução a um balão T75 e deixar o balão durante 2 h à temperatura ambiente (RT) ou deixá-lo durante a noite a 4 °C.
- Remova a solução de colágeno do frasco e lave três vezes com PBS.
- Adicionar 7 ml de solução de trabalho de fibronectina e deixar o balão durante 30 min à RT. Em seguida, remova a solução de fibronectina e semeie os capilares imediatamente depois.
- Durante o tempo de espera de 30 minutos, descongele um frasco de capilares em banho-maria a 37 °C.
- Quando os capilares estiverem descongelados, transfira imediatamente para um tubo de centrifugação com 30 mL de DMEM-comp e centrifugue por 5 min a 500 x g e RT. Remova o DMEM-comp do tubo e ressuspenda o pellet capilar em 10 mL de DMEM-comp fresco.
- Transfira a suspensão de 10 ml para o balão T75 revestido e deixe os capilares aderirem ao fundo do balão durante 4–6 h numa incubadora a 37 °C a 10% CO2.
nota: A taxa de crescimento celular é maior a 10% de CO2 em vez dos convencionais 5% de CO2.
- Após 4–6 h de incubação, inspecionar o frasco sob um microscópio óptico. As fracções de capilares devem agora ser fixadas no fundo do balão (figura 1, dia 0).
- Prepare o GM e aspire o meio DMEN-comp com muito cuidado dos capilares e substitua-o por 10 mL de GM recém-feito.
- Dia 2: Remova o GM dos capilares e substitua por 10 mL de GM recém-feito. O crescimento celular dos capilares deve ser visível sob um microscópio óptico neste momento (Figura 1, dia 2–3).
2. Isolamento de pericitos primários de capilares cerebrais bovinos
- Dia 4: Inspecione os capilares sob um microscópio óptico.
nota: O frasco deve agora ser aproximadamente 60-70% confluente para fornecer uma quantidade adequada de pericitos (Figura 1, dia 4). Se não for esse o caso; substitua o GM por 10 ml de meio fresco e deixe o balão na incubadora por mais um dia.
- Aspire o meio e lave as células suavemente em PBS.
- Adicione 2 mL de tripsina-EDTA descongelada para células endoteliais e deixe o frasco na incubadora por 1–3 min. Retire o frasco com freqüência e observe com o microscópio durante esse período.
nota: As células endoteliais devem arredondar e se desprender do frasco; Os pericitos devem ser visíveis como células com uma morfologia "fantasma" e ainda estar ligados à superfície do frasco. Este é um passo complicado e importante.É essencial remover a maioria das células endoteliais para evitar a contaminação da monocultura de pericitos, mas a tripsinização prolongada também pode desprender os pericitos. O tempo de tripsinização pode variar ligeiramente de tempos em tempos, sendo, portanto, de extrema importância observar o frasco frequentemente com o microscópio durante o tratamento.
- Bata suavemente no frasco, quando as células endoteliais começarem a arredondar, para separar as células endoteliais soltas.
- Para interromper a tripsinização, adicione 10 mL de DMEM-comp ao frasco. Lave o frasco cuidadosamente algumas vezes com o meio para remover as células endoteliais. Aspirar a suspensão de células endoteliais do balão. As células endoteliais agora podem ser usadas para outros fins.
- Adicionar 10 ml de DMEM-comp ao balão. Olhe sob o microscópio óptico para garantir que os pericitos ainda estejam presentes e presos ao fundo. Coloque o frasco de volta na incubadora para permitir que a cultura enriquecida com pericito cresça.
nota: É importante observar a cultura durante os dias seguintes. Se ainda houver um bom número de células endoteliais em crescimento, outro tratamento com tripsina pode ser realizado.
- Permitir que a monocultura de pericitos cresça com a mudança de DMEM-comp. meio a cada dois dias. Verifique o crescimento das células ao microscópio óptico (Figura 1, dia 5–8).