Modelo de Geração de Infecção do Trato Urinário: Uma Técnica para Administrar Bactérias Uropatogênicas em Camundongos para Desenvolver Modelo de Infecção do Trato Urinário

Resumo

Fonte: Luyts, N. et al., Acompanhamento longitudinal de infecções do trato urinário e seu tratamento em camundongos usando imagens de bioluminescência. J. Vis. Exp. (2021).

Neste vídeo, descrevemos a técnica de administração intravesical de bactérias uropatogênicas para gerar um modelo de infecção do trato urinário em camundongos. Este modelo pode ser usado para entender a disseminação da infecção bacteriana uropatogênica no sistema urinário e os mecanismos que determinam a suscetibilidade à ITU.

Protocolo

1. Inoculação dos animais

1. Preparação dos animais
   1. Escolha a(s) cepa(s) de camundongo desejada(s), dependendo da questão de pesquisa e da disponibilidade de linhas de vazamento, detalhes experimentais e diferenças na suscetibilidade à ITU. Lembre-se de que o cateterismo transuretral é mais fácil em camundongos fêmeas. Não use animais com menos de 8 semanas, pois são imunologicamente imaturos. Aqui, camundongos C57Bl / 6J fêmeas de 12 semanas de idade foram usados.
   2. Encomende os animais com bastante antecedência e deixe-os se aclimatar, idealmente por 7 dias. Animais domésticos em grupo em gaiolas ventiladas individualmente, sob condições padrão de 12 h de luz / escuridão.
   3. Depile a região abdominal dos animais para limitar a perda de sinal. Não use creme depilatório, pois pode queimar a pele dos animais rapidamente. Contenha o animal segurando firmemente a nuca e os membros posteriores com a mão não dominante enquanto se barbeia com a mão dominante. Como alternativa, faça a barba sob anestesia com isoflurano.
      nota: Os animais foram raspados 2 dias antes da imagem, considerando que os animais limparão ainda mais a área raspada.
   4. Forneça água e comida padrão ad libitum durante todo o experimento. No entanto, prive os animais da água 2 h antes da instilação para minimizar o volume da bexiga durante a instilação.
   5. Monte uma ponta de angiocateter estéril de 24 G em uma seringa de 100 μL e encha a seringa com uma solução bacteriana.
2. Instilação dos animais
   1. Colocar os animais em uma câmara de indução e anestesiar com inalação de isoflurano com oxigênio puro como gás carreador (indução a 3% e manutenção a 1,5%).
   2. Coloque um animal em uma superfície de trabalho em decúbito dorsal e mantenha uma anestesia estável com isoflurano usando um cone nasal durante a instilação. Aplique a pomada para os olhos.
   3. Expulse a urina residual aplicando compressão suave e fazendo movimentos circulares na região suprapúbica. Limpe a parte inferior do abdômen com etanol a 70% antes da instilação.
   4. Lubrifique a ponta do cateter com solução salina normal. Coloque o dedo indicador da mão não dominante no abdômen e empurre-o suavemente para cima. Inicie o cateterismo da uretra em um ângulo de 90° (verticalmente) e, uma vez encontrada a resistência, incline-a horizontalmente antes de inseri-la novamente (0,5 cm).
      nota: Nunca empurre o cateter com força, pois isso causará danos à uretra. Movimentos suaves de giro podem ser úteis na inserção do cateter. Por outro lado, a falta de resistência geralmente indica inserção errônea na vagina.
   5. Realizar uma instilação lenta (5 μL/s) de 50 μL do inóculo bacteriano (2 x 10⁷ UFC).
      nota: Volumes mais altos ou instilação mais rápida podem causar refluxo para os rins. Durante a prática da técnica, a tinta azul pode ser usada para avaliar o refluxo.
   6. Após a instilação, mantenha a seringa e o cateter no lugar por mais alguns segundos e, em seguida, retraia lentamente para evitar vazamentos. Registre quaisquer irregularidades, como uma grande quantidade de vazamento ou um meato sangrento e exclua os animais, se necessário.
   7. Posicionar o animal em decúbito dorsal no cone do nariz da câmara de imagiologia e repetir os passos anteriores 1.1.1-1.1.6 para todos os restantes animais. Use um cateter por grupo experimental. Certifique-se de que a anestesia seja continuada e minimize o tempo entre o primeiro e o último animal.
   8. Se necessário, administrar antibióticos ou drogas experimentais, antes ou depois da imagem (etapa 3). Por exemplo, para administrar enrofloxacina, adicione 40 μL da solução de enrofloxacina (100 mg / mL) a 3,96 mL de solução salina fisiológica para obter uma diluição de 1/100. Injete 100 μL / 10 g por via subcutânea às 9h e às 17h para administrar 10 mg / kg de enrofloxacina duas vezes ao dia por 3 dias.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Aesculap ISIS	Aesculap	GT421	aparador de cabelo, com tampão GT608
Vaporizador de anestesia	Aparelho de Harvard limitado	N/A	https://www.harvardapparatus.com/ harvard-apparatus-anestheticvaporizers.html
BD Insyte Autoguard 24 GA	Bd	382912	Angiocateter amarelo, use ponta de plástico estéril para instilação
Camundongos C57Bl/6J	Janvier	N/A
Solução salina tamponada com fosfato de Dulbecco, Gibco	ThermoFisher Scientific	REFERÊNCIA 14040-083
Etanol 70% desnaturado 5L	VWR internacional	85825360
Seringa Hamilton GASTIGHT, trava luer de PTFE, 100 μL	Sigma-Aldrich	Rolamento 26203	para garantir uma instilação bacteriana lenta de 50 μL
Iso-Vet 1000mg/g	Dechra Produtos veterinários	N/A	Isoflurano