Coloração Maule para lignina: uma técnica para caracterizar a distribuição de lignina em seções de caule de Arabidopsis thaliana

Neste artigo

Resumo

Fonte: Pradhan Mitra, P. et al., Coloração histoquímica de elementos secundários da parede celular de Arabidopsis thaliana. J. Vis. Exp. (2014).

Neste vídeo, descrevemos a técnica de coloração Maule para coloração de lignina siringil presente nas células vegetais especializadas. Essa técnica de coloração ajuda a caracterizar a distribuição da lignina no xilema e nas fibras interfasciculares.

Protocolo

1. Coloração de Mäule

Dissolva 0,2 g de permanganato de potássio em 40 ml de água destilada para preparar uma solução de permanganato de potássio a 0,5%. Conservar em frasco escuro à temperatura ambiente durante um máximo de 7 dias.
1. Prepare uma solução de HCl a 3,7% adicionando 1 ml de HCl concentrado (37 N) a 9 ml de água destilada (1:10). Prepare uma nova solução de HCl a 3,7% no dia do experimento. Certifique-se de que a solução-mãe de HCl 37 N que está sendo usada não seja muito velha. A solução concentrada de hidróxido de amónio (14,8 M) deve ser conservada a 4 °C para evitar que a molaridade da solução saturada diminua.
Transfira as seções da haste para um tubo de microcentrífuga de 2,0 ml. Adicione 1 ml da solução de permanganato de potássio a 0,5% ao tubo que contém as seções.
1. Pipete a solução de permanganato de potássio a 0,5% para cima e para baixo suavemente, de preferência sem perturbar as seções. Incube por 2 min e repita a pipetagem. Deixe o tubo da microcentrífuga repousar até que todas as seções se acomodem.
  nota: Tenha cuidado para não pipetar as seções na ponta da pipeta, pois as seções podem ser danificadas. Pode ser difícil ver as seções da haste, pois a solução é escura, portanto, mantenha o tubo com as seções no suporte do tubo de ensaio e deixe-as repousar por 2 min.
2. Usando uma pipeta de 1 ml, retire 700 μl de solução de permanganato de potássio a 0,5%. Adicione 700 μl de água destilada para enxaguar a solução de permanganato de potássio. Repita 3-4x ou até que a solução aquosa permaneça límpida.
3. Descarte a água. Adicione rapidamente 1 ml de HCl a 3% até que a cor marrom profunda seja descarregada das seções. Isso pode acontecer dentro de 3-5 minutos ou pode exigir 2 lavagens de 5 minutos cada. Pipete toda a solução de HCl a 3% e prossiga imediatamente para a próxima etapa.
4. Adicionar 1 ml de solução concentrada de hidróxido de amónio. Use uma pipeta de 1 ml com a ponta cortada de forma que as seções possam ser pipetadas facilmente sem danos. Pipete suavemente as seções na ponta e em uma lâmina de microscópio. Cubra as seções com uma lamínula. Observe as seções sob iluminação de campo claro. (Figura 1)
  cuidado: Como o hidróxido de amônio é extremamente corrosivo, ele requer cuidado e atenção extras para evitar corrosão na platina do microscópio ou da lente.
  nota: Os vapores de hidróxido de amônio podem embaçar a lamínula, dificultando a observação da amostra. Portanto, tenha muito cuidado antes de adicionar a lamínula. A solução seca em 5-10 minutos, portanto, a imagem deve ser concluída dentro desse período de tempo.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

figure-results-1
Figura 1. Coloração de Mäule de seções transversais do caule de A. thaliana. Coloração de Mäule (cor vermelha) de uma seção de caule selvagem de A. thaliana mostrando a deposição normal de lignina nas paredes das fibras interfasciculares e células do xilema (A-E). As posições da epiderme e córtex (Ep), fibras interfasciculares (Fi), medula (Pi) e xilema (Xy) são indicadas. Ampliações: Painel A: 5X; Painel B: 10X; Painel C: 20X; Pain...