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Artigo de método

Roux-en-Y operação de bypass gástrico em ratos

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DOI:

10.3791/3940

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11 de junho de 2012

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1Department of Surgery, University Hospital Zürich, 2Zürich Centre for Integrative Human Physiology, University of Zürich, 3Institute of Veterinary Physiology, Vetsuisse Faculty, University of Zürich, 4Imperial Weight Centre, Department of Investigative Medicine, Imperial College London

Neste artigo

Resumo

Numerosos estudos utilizando modelos de ratos bypass gástrico foram recentemente realizados para desvendar os mecanismos fisiológicos subjacentes de Roux-en-Y operações de bypass gástrico. Este artigo visa demonstrar e discutir os detalhes técnicos e experimental da nossa publicado modelo do rato de bypass gástrico para compreender as vantagens e limitações desta ferramenta experimental.

Resumo

Atualmente, a terapia mais eficaz para o tratamento da obesidade mórbida para induzir perda de peso significativa e mantida corpo com um benefício comprovado de mortalidade é de 1,2 a cirurgia bariátrica. Consequentemente, tem havido um aumento constante no número de operações bariátricas realizadas em todo o mundo nos últimos anos com o Roux-en-bypass gástrico em Y (bypass gástrico) é a operação mais realizada 3. Neste contexto, é importante entender os mecanismos fisiológicos por que o bypass gástrico induz e mantém perda de peso corporal. Estes mecanismos não são ainda totalmente conhecidos, mas podem incluir fome reduzidos e aumento da saciedade 4,5, maior gasto de energia 6,7, de preferência alterado para alimentos ricos em gordura e açúcar 8,9, sal alterada e tratamento de água do rim 10 como bem como alterações na microbiota intestinal 11. Tais mudanças observadas após bypass gástrico pode pelo menos em parte derivam comoa cirurgia altera o meio hormonal gástrica porque aumenta a libertação pós-prandial de péptido-YY (PYY) e glucagon-like peptide--1 (GLP-1), hormonas que são libertados pelo intestino, na presença de nutrientes e que reduzem a comer 12.

Durante as últimas duas décadas, inúmeros estudos com ratos têm sido realizados para investigar alterações fisiológicas após o bypass gástrico. O modelo do rato de bypass gástrico tem provado ser uma ferramenta valiosa não menos experimental, pois imita o perfil de tempo e magnitude da perda de peso humano, mas também permite aos pesquisadores controlar e manipular críticos fatores anatômicos e fisiológicos, incluindo o uso de controles apropriados. Consequentemente, existe uma grande variedade de modelos de ratos bypass gástrico disponíveis na literatura em qualquer outra parte mais detalhe 13-15. A descrição da técnica cirúrgica exacta desses modelos varia amplamente e difere por exemplo, em termos de tamanho da bolsa, o membrocomprimentos, ea preservação do nervo vago. Se relatado, as taxas de mortalidade parecem variar de 0 a 35% 15. Além disso, a cirurgia foi realizada quase exclusivamente em ratos machos de diferentes estirpes e idades. Dietas pré e pós-operatório também variou significativamente.

Variações técnicas e experimentais em modelos de ratos publicados gástrica de desvio complicar a comparação e identificação de potenciais mecanismos fisiológicos envolvidos na bypass gástrico. Não há nenhuma evidência clara de que qualquer um destes modelos é superior, mas não há uma necessidade emergente para a normalização do procedimento para a obtenção de dados consistentes e comparáveis. Este artigo visa, portanto, resumir e discutir detalhes técnicos e experimental do nosso modelo de rato previamente validado e publicado bypass gástrico.

Protocolo

1. Cuidados Pré-Operatórios

  1. Remover comida de rato durante a noite antes da cirurgia.
  2. Indução da anestesia em câmara com fluxo de 4-5% isoflurano e O2 de 2 l / min.
  3. Shave abdome do esterno às pélvis usando barbeador elétrico.
  4. Coloque rato anestesiado em decúbito dorsal sobre a almofada de aquecimento isotérmico.
  5. Aplicar pomada (Vitagel) antes de colocar focinho dos ratos em nosecone.
  6. Manter a anestesia com isoflurano concentração de 2-3% e fluxo de O2 de 2 l / min.
  7. Desinfectar a pele com Betadine Solução.
  8. Confirme profundidade da anestesia com uma pinça pitada entre os dedos da pata traseira.
  9. Administrar 5,7 mg / kg por via intraperitoneal Enrofloxacina como profilaxia antibiótico perioperatória e 1 flunixin mg / kg para analgesia.

2. Laparotomia mediana

  1. Realizar incisão mediana usando bisturi começando logo abaixo processo xifóide (Blade No. 10).
  2. Mobilizar pele circunferencialmente de Sublinharying músculos abdominais utilizando tesoura Metzenbaum.
  3. Abra cavidade abdominal.
  4. Instale retratores para facilitar a exposição da melhor forma possível o campo de operação.

3. Biliopancreática e Limb Alimentar

  1. Identificar onde o jejuno proximal duodeno ou passa sob o cólon.
  2. Transecão intestino delgado cerca de 10 cm aborally a partir daqui e ligar ambas as extremidades do intestino (PDS 5-0).
  3. Coloque coto proximal das duas extremidades do quadrante superior esquerdo do abdómen, como será mais tarde utilizados para formar o membro biliopancreática de reconstrução de Roux-Y.
  4. Coloque coto distai das duas extremidades do quadrante superior direito do abdómen, como será mais tarde utilizados para formar o membro alimentar de reconstrução de Roux-Y.

4. Jejuno-jejunostomia

  1. Identificar ceco com válvula ileocoecal e íleo.
  2. Seguir íleo por via oral durante cerca de 25 centímetros. O jejuno-jejunostomia será colocado aqui como ponto de partidado canal comum de reconstrução Roux-en-Y.
  3. Recuperar membro biliopancreática de quadrante superior esquerdo do abdome, e posicioná-lo próximo ao canal comum, onde você pretende executar jejuno-jejunostomia.
  4. Membro biliopancreatic segura e canal comum com a retenção de ponto (PDS 6-0).
  5. Incisar ambos os loops mais de 10 mm aproximada usando uma tesoura micro.
  6. Criar jejuno-jejunostomia através da realização de um lado para outro-anastomose com sutura interrompida (PDS 6-0).
  7. Lateral completa primeira dorsal e ventral, em seguida, do lado de anastomose.

5. Bolsa gástrica

  1. Identificar junção gastro-esofágico.
  2. Mobilizar nesta área dissecando ligamentos gastro-hepáticas e gastro-esplênico usando uma tesoura Metzenbaum.
  3. Mova artéria gástrica esquerda e fibras vagais de pacote para-esofágica esquerdo lateralmente para evitar sangramentos maiores e danos nos nervos vagal quando pequena bolsa gástrica é criado.
  4. Exponha gastro-esofágico junction colocando cotonete retro-oesophageally.
  5. Coagular pequenos vasos do estômago frontal usando cautério comercialmente disponível - também para evitar hemorragias.
  6. Transecão estômago cerca de 5 mm abaixo da junção gastro-esofágico criando bolsa gástrica de um tamanho de não mais do que 2-3% do tamanho do estômago original usando delicadas, tesouras curvas.
  7. Fechar gástrica remanescente (PDS 5-0).

6. Gastro-jejunostomia

  1. Recuperar tubo alimentar de quadrante superior direito do abdômen e posicioná-lo próximo a bolsa gástrica.
  2. Criar gastro-jejunostomia através da realização de término-lateral-anastomose (PDS 7-0).
  3. Primeira parte de trás completa e, em seguida, parte da frente da anastomose.

7. Encerramento abdominal

  1. Reduzir a anestesia por reduzir a concentração de isoflurano a 1,5%.
  2. Feche camada muscular da parede abdominal com sutura contínua (PDS 4-0).
  3. Administrar 100 uL de 0,3 mg / mlsolução de buprenorfina por via subcutânea para analgesia.
  4. Reduzir ainda mais a concentração de isoflurano para baixo para 1%.
  5. Feche a pele usando suturas interrompidas (Vicryl 4-0).

8. Cuidados Pós-Operatórios

  1. Pare de isoflurano e continuar com a O2.
  2. Administrar 5 ml de solução salina quente para a substituição do fluido em três depósitos subcutâneos.
  3. Rato posição sob luz vermelha até a recuperação completa.
  4. Devolva o rato para gaiola.

9. Os resultados representativos

Animais e habitação

Ratos Wistar machos (Harlan Laboratories Inc., Blackthorn, Reino Unido,. Elevage Janvier, Le-Genest-St Isle, França) com peso entre 350 e 500 g foram alojados individualmente em / 12 a 12 h h ciclo claro-escuro a uma temperatura ambiente de 21 ± 2 ° C. Água e ração padrão foram disponíveis ad libitum, salvo indicação em contrário. Todos os experimentos foram realizados sob uma licença emitida pelo Offi Inícioce, Reino Unido (PL70-6669) ou aprovado pelo Serviço Veterinário do cantão de Zurique, na Suíça. Todos os ratos receberam uma semana de aclimatação antes de ser randomizados para bypass gástrico ou operação simulada. Após a cirurgia, os ratos receberam a dieta líquida durante 3 dias antes de o acesso a comida normal foi reinstalado.

O peso corporal

Dados do nosso modelo de derivação rato gástrico são consistentes com os resultados anteriores de que a cirurgia de bypass gástrico é eficaz para reduzir o peso corporal e, especialmente, para manter a perda de peso corporal (Figura 2). Peso corporal médio pré-cirúrgica de ratos para realização de bypass gástrico e simulada operações foi semelhante (farsa: 433,4 ± 8,3 g vs bypass: 420,7 ± 8,4 g, p = 0,28). Cinco dias após a cirurgia sham-operados controles pesaram significativamente mais em comparação com ratos bypass gástrico (sham: 422,2 ± 8,3 g vs bypass: 374,7 ± 7,6 g, p <0,001). Após 60 dias, a diferença de peso corporal era quase 170 g (sham: 533,2 ± 8,1 g vs bypass: 366,2 ± 10,8 g, p <0,001).

A ingestão de alimentos

A ingestão de alimentos seguido padrões semelhantes como peso do corpo e foi reduzido em ratos bypass gástrico quando comparado com o sham operados ad libitum ratos. Figura 3 mostra a ingestão de alimentos diária média para ambos os grupos (dias pós-operatória 1-60). Ingestão diária de alimentos foi consistentemente menor após o bypass gástrico (sham: 29,9 ± 0,2 g vs bypass: 25,7 ± 0,3 g, p <0,001).

Gut hormônios

Sangue de todos os ratos foram coletadas no dia da final do estudo 8,16. Os animais tinham acesso ad libitum alimentos a noite antes e foram decapitados no início do ciclo de luz no dia pós-operatório 60. O sangue foi obtido, imediatamente centrifugado a 3000 rpm durante 10 minutos a 4 ° C, e armazenadas a -20 ° C até que as amostras foram ensaiadas em duplicado num único ensaio. PYY-like imunorreatividade foi medidomedido com um radioimunoensaio específico e sensível, que mede, tanto o comprimento total (PYY1-36) e do fragmento (PYY3-36). O GLP-1 foi medida por estabelecida in-house radioimunoensaios 17,18. Diferenças na ingestão de alimentos pode ser parcialmente explicada pelo aumento dos níveis plasmáticos pós-prandiais de peptídeo YY (PYY) e glucagon-like peptide 1 (GLP-1) como ratos bypass gástrico apresentaram níveis significativamente mais elevados para PYY (sham: 26 ± 2 pmol / L vs . bypass: 141 ± 14 pmol / L, p <0,001) e GLP-1 (sham: 40 ± 5 pmol / L vs bypass: 215 ± 23 pmol / L, p <0,001; Figura 4).

figure-protocol-1
Figura 1. Anatomia de bypass gástrico. Ilustração esquemática da anatomia do intestino delgado antes (A) e após (B) operação de bypass gástrico. Os diferentes tons de vermelho representam cerca de segmentos correspondentes do intestino delgado com o vermelho que representa o meio foregut(Esôfago e duodeno, estômago e jejuno proximal), a luz vermelha que representa o intestino (jejuno proximal e médio, íleo proximal) eo vermelho escuro representando o intestino posterior (íleo, ceco).

figure-protocol-2
Figura 2. . Perda de peso corporal após a cirurgia de bypass gástrico em ratos mudança de peso corporal para um grupo representativo de ratos após derivação gástrica (-) (n = 52) e sham-operado ratos (-) (n = 52) ao longo de um período de observação de 60 dias. Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 6,8-10 e são mostrados como valores médios ± SEM (*** = p <0,001).

figure-protocol-3
Figura 3. Consumo alimentar médio após a cirurgia de bypass gástrico em ratos. Ingestão alimentar média diária de um grupo representativo de ratos após o bypass gástrico (preto, n = 52) e sham-operado ratos (branco, n = 52) ao longo de umpós-operatório de 60 dias. Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 6,8-10 e são mostrados como valores da média ± SEM.

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Figura 4. PYY pós-prandial e GLP-1 níveis séricos após a cirurgia de bypass gástrico em ratos. PYY pós-prandial e nível de GLP-1 no soro para os ratos de bypass gástrico (preto, n = 18) e sham operados ratos (branco, n = 22). Os dados foram reunidos a partir de publicações anteriores 8,16 e são mostrados como valores da média ± SEM.

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Discussão

O procedimento de Roux-en-Y bypass gástrico em humanos foi primeiramente descrita por Mason em 1967 e modificada em sua forma atual por Torres em 1983 19. Actualmente, o processo consiste em uma pequena bolsa gástrica e da derivação do intestino delgado proximal. Uma ilustração esquemática da anatomia pré e pós-operatório é dado na Figura 1.

Bypass gástrico em humanos induz e mantém a perda de peso de cerca de 15-30% 2. A maioria do peso corporal é perd...

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Divulgações

Não há conflitos de interesse declarados.

Agradecimentos

Marco Bueter e Florian Seyfried foram apoiados pelo Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG). A Thomas Lutz foi apoiado pela Fundação de Pesquisa Nacional Suíço (SNF). Marco Bueter e Thomas A. Lutz ainda receber financiamento do National Institute of Health (NIH) e do Centro de Zurique de Fisiologia Humana Integrativa (ZIHP) Carel le Roux W foi apoiada por um Department of Health prêmio cientista médico. Imperial College de Londres recebe o apoio da Investigação Biomédica NIHR regime de financiamento Centro.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Nome genérico Marca Companhia Número de catálogo
Enrofloxacina Baytril 2,5% Provet AG 1036
Flunixin Finadyne Graeub 908040
Buprenorphin Temgesic Reckitt Benckiser 138976
Isoflurano IsoFlo Graeub 902035
A vitamina A Vitagel Bausch & Lomb 690
Solução de iodo Betadine Mundipharma 111141
NaCl 0,9% NaCl 0,9% B. Braun 534534

Tabela 1. Drogas.

Nome Tamanho Companhia Número de catálogo
PDS II 4-0 Ethicon Z924H
PDS II 5-0 Ethicon Z925H
PDS II 6-0 Ethicon PUU2971E
PDS II 7-0 Ethicon Z1370E
Vicryl 4-0 Ethicon V451H

Tabela 2. Suturas.

Nome Companhia Número de catálogo
Bisturi alça No. 3 Aesculap BB073R
Lâminas de bisturi Sem. 10 Swann-Morton 0301
Suporte de agulha Aesculap BM124R
Pinça Aesculap BD555R
Metzenbaum tesoura, em linha reta Aesculap BC022R
Metzenbaum tesoura, curvada Aesculap BC023R
Tesouras curvas delicadas, Aesculap BC061R
Fórceps da artéria, curvada Aesculap BH109R
Fórceps da artéria, curvado, dentes 1x2 Aesculap BH121R
Sonda, de duas pontas Aesculap BN113R
Suporte de agulha Micro Aesculap FM 541R
Micro pinça Aesculap FM571R
Micro tesoura AESCulap FM470R
Cautério olho descartável John Weiss Internacional 0111122
Cotonetes Hartmann AG 9679369

Tabela 3. Equipamento cirúrgico.

Referências

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