Nós desenvolvemos um método simples, confiável e relativamente barata para a intubação traqueal em ratos através de laringoscopia direta utilizando um otoscópio com um espéculo 2,0 mm. Esta técnica é não traumático e pode ser usado para as medições repetidas em experiências crónicas. Achamos superior à traqueostomia ou relatado anteriormente técnicas não cirúrgicas.
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Artigo de método
Entubação endotraqueal em Ratos
Neste artigo
Resumo
Resumo
Ratos, ambos do tipo selvagem e transgênica, são o modelo de mamíferos capital em pesquisa biomédica atualmente. Intubação e ventilação mecânica são necessários para experimentos com animais inteiros que necessitam de cirurgia sob anestesia profunda ou medidas de função pulmonar. A traqueostomia tem sido o padrão para entubar as vias aéreas nestes ratos para permitir a ventilação mecânica. A entubação orotraqueal foi relatado, mas não tem sido utilizada com sucesso em muitos estudos, devido à dificuldade técnica substancial ou uma necessidade de equipamento altamente especializado e caro. Aqui nós relatamos uma técnica de laringoscopia direta utilizando um otoscópio equipado com um espéculo 2,0 mm e com um cateter intravenoso 20 G como um tubo endotraqueal. Nós temos usado esta técnica extensivamente e de forma confiável para entubar e realizar avaliações precisas da função pulmonar em camundongos. Esta técnica tem se mostrado segura, com praticamente nenhuma perda de animais em mãos experientes. Além disso, esta técnicapode ser utilizado para estudos repetidos de ratinhos em modelos crónicos.
Introdução
O rato de laboratório suplantou praticamente todas as espécies como o principal modelo de mamíferos de biologia e pathobiology. O rato de laboratório é a menor espécie de mamíferos que tem sido clara e exaustivamente demonstrado ser de valor como um modelo da doença humana e provou inestimável em avanços de nossa compreensão da biologia humana e doenças. O tempo de gestação curto e substancialmente menor custo tem permitido o desenvolvimento e estudo de ratinhos nulos e transgénicos como uma ferramenta comum em pesquisa biomédica. No entanto, o tamanho do rato de laboratório média (20-25 g) tem limitado o seu estudo em estudos com base fisiológica ou cirurgicamente e, consequentemente, alguns investigadores estudar espécies de mamíferos maiores. Um impedimento ao uso de camundongos nestes estudos é a dificuldade encontrada com técnicas de intubação que permitiriam medidas fisiológicas ou extensos procedimentos cirúrgicos sob anestesia profunda. Traqueostomia 1 tem sido utilizado como um padrão de tehaver descrição prévia em vez de intubação, devido à maior facilidade de realizar esta técnica e habilidade modesto necessário. No entanto, a traqueostomia não é propício para estudos de cirurgia, crônicas ou de recuperação; Assim, é limitada a experiências agudas. A traqueostomia também pode ser uma variável de confusão na pesquisa em que a inflamação ou reflexos fisiológicos sensíveis são importantes.
O nosso laboratório tem tentado a maioria das técnicas descritas por outros investigadores e encontrou-inadequada para uma variedade de razões. A traqueostomia é muito traumático e induz a sangramento e inflamação das vias aéreas. Muito mais problemático é que ele não pode ser viável repetido. Muitas técnicas relativamente não invasivos que requerem um investimento modesto em equipamentos não são suficientemente fiáveis. Outras técnicas exigem equipamentos caros que é difícil de justificar, sem saber se o equipamento irá trabalhar em um aplicativo específico. Assim, buscou-se desenvolver uma técnica não traumática que não necessitaram de mais than um pequeno investimento em equipamento especializado, pode ser conseguida rapidamente e de forma fiável, pode ser repetido em modelos crónicos, e poderia ser utilizada em um grande número de animais. Aqui nós relatamos tal técnica.
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Protocolo
1. Preparação animal
- Obter ratos que estão com mais de 8 semanas e mais de 20 g (camundongos menores podem ser entubado por um especialista).
- Anestesia
- Injectar ratinhos com 20 mg / kg, cada uma, de cetamina e xilazina intraperitonealmente como uma pré-anestésica. (Esta dose é insuficiente para anestesiar totalmente o mouse, mas facilita a transferência, após intubação, a ventilação mecânica.) No entanto, o ajuste das doses podem ser necessárias de acordo com a resposta do anestésico, em consulta com o veterinário institucional.)
- Induzir a anestesia em ratos com 3,5% de isoflurano / oxigênio em uma câmara de indução para 90-120 seg.
- Observar a freqüência respiratória com cuidado. Deve diminuir progressivamente a não menos de 45 bpm.
2. Preparação para intubação
- Remover o rato da câmara de indução e nuca com força.
- Use uma pinça fina almofadadas a gently estender a língua da boca.
- Manter extensão da língua, segurando a língua entre dois dedos e aplicar a força suave.
- Puxe o mouse em cima da espéculo do otoscópio com um movimento vertical.
- Olhe pela ocular do otoscópio enquanto scruffing firmemente e puxe o mouse para cima suavemente pela língua e da nuca.
- Olhe atentamente para as cordas vocais. Eles devem ser facilmente visíveis neste momento. O aditus laryngis (a estrutura da abertura da laringe) deve parecer relativamente branco. Não deve haver movimento dos cordões, com cada respiração. Se os cabos não estão se movendo ou são mal visualizado, gire o animal um pouco e delicadamente hiperextensão do pescoço.
- Com a mão dominante, segure a 20 G, 1 em cateter, com um comprimento de um centímetro do tubo PE10 se estende através da ponta do cateter, como um lápis e coloque-o ao lado do espéculo. O tubo de PE serve como um estilete ou vela.
- Direcione a tubi PE10ng (estilete) através das cordas vocais e avançar o cateter de 20 G (tubo endotraqueal) sobre o tubo de PE, até o cubo está ao nível dos incisivos inferiores. Remover esta estilete rapidamente.
- Delicadamente, levar o animal fora do espéculo e verificar a localização do tubo, colocando o animal em um ventilador mecânico com contínua isoflurano a 2% para manter a anestesia geral durante todo o experimento. Visualize ar expirado (bolhas) passando por uma armadilha PEEP para confirmar a intubação. Embora prótese esofágica pode resultar em algumas bolhas, não será tão pronunciados ou como consistente com a intubação endotraqueal. Além disso, observar um traçado da pressão das vias aéreas para desvios negativos (Figura 1). Estes confirmar o posicionamento adequado do tubo. Alternativamente, coloque uma pequena quantidade de água em tubos IV e conectá-lo ao tubo ET. Verificando o movimento de e para o mouse com a respiração 2. No caso da prótese esofágica, do prastreamento ressure revelará pressões significativamente mais elevados e sem desvios negativos. Embora ao final da expiração de CO 2 seria útil, tecnicamente isso seria muito difícil, dado os pequenos volumes correntes (~ 200 mL) e o equipamento para fazer isso seria muito caro. As técnicas simples descritas são inteiramente suficiente e muito menos dispendioso. Se a anestesia de isoflurano não está disponível, todos os procedimentos podem ser realizados utilizando cetamina 80-120 mg / kg em conjunto com xilazina 10-20 mg / kg de anestesia geral.
3. Técnica Alternativa: laringoscopia direta com a Técnica otoscópio é usado Prontamente para outros fins, principalmente para o direto instilação de substâncias estudo sobre o pulmão.
- Induzir a anestesia dos animais com isoflurano sozinho para este procedimento em 3,5% de 90-120 segundos na câmara de indução.
- Nuca do animal com força na base do crânio e estender a língua suavementecom uma pinça fina.
- Segurando a língua gentilmente, puxe o animal para cima sobre o espéculo (sem modificações) até que o animal não pode ser puxado para cima ainda mais.
- As cordas vocais podem ser visualizados na maioria das vezes por esta técnica por si só, mas girar o animal e hiper-estendeu o pescoço para trazê-los em plena vista.
- Avance uma pipeta de gel de carregamento contendo o instilado a glote e incutir o fluido. Porque o espéculo faz um selo com a hipofaringe o mouse irá aspirar qualquer líquido residual que não atravessa as cordas. Este é facilmente verificado pelo rhonchorous soa o rato torna agora quando a respiração até que o fluido é distribuído completamente nos pulmões.
- Em alternativa, ligar PE10 tubagem para uma seringa de 0,5 ml contendo 50 ul de fluido com um bolus de ar atrás do líquido. Avançar o tubo PE cuidadosamente através das cordas vocais para 0,5 cm e descarregar o conteúdo para a via aérea lentamente. No entanto, o trauma ocasional para as vias aéreas inferiores ocorre ucantar esta técnica sem a melhor entrega da amostra.
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Resultados
Intubação com a técnica acima é confiável e rápido. O posicionamento adequado do tubo endotraqueal é mais facilmente verificado observando borbulhamento de gases expirados a partir do membro expiratório submersa do circuito do ventilador (geralmente numa armadilha de PEEP) e desvios negativos sobre a pressão das vias respiratórias traçando (Figura 1). Os desvios negativos sobre o rastreamento de pressão nas vias aéreas são as mais confiáveis. Outros têm utilizado o movimento de uma pequena gota de fluid...
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Discussão
Neste relatório nós descrevemos uma técnica simples e confiável para entubar ratos que é não traumática e pode ser usado repetidamente no mesmo animal. Esta técnica pode ser realizada com laboratório simples ou equipamentos médicos que podem ser comprados por uma módica quantia. A técnica de laringoscopia directa, originalmente relatado por Hastings e colegas 4, pode também ser usado para uma variedade de fins, mas principalmente para administrar com precisão as substâncias de ensaio para o trato respiratório...
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Divulgações
Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.
Agradecimentos
A Grant Mérito do Departamento de Assuntos de Veteranos e uma bolsa T32-HL098062 do NHLBI dos Institutos Nacionais de Saúde apoiaram este trabalho. Queremos agradecem o conselho de Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. e os conselhos e apoio da Unidade de Medicina Veterinária do Sistema de Saúde VA San Diego.
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Materiais
| Nome | Empresa | Número de catálogo | Comentários |
|---|---|---|---|
| Cabeça do otoscópio operacional | Welch Allyn | 21700 | $188.98 |
| Alça do otoscópio | Welch Allyn | 71000 | $112.20 |
| Espéculo reutilizável | Welch Allyn | 22002 | $3.98 |
| Fórceps fino | Miltex | 18-779 | $107.18 |
| Suporte de grampo pequeno para segurar o otoscópio | |||
| Vaporizador de isoflurano (circuito múltiplo com manuseio de gases residuais a vácuo) | Summit Medical | $ 3.000 | |
| Flexivent (ventilador animal) | SCIREQ | $ 35.000 | |
| Cateter intravenoso (20 G, 1 pol) | BD | 381233 | $ 9,62 |
| Tubo de polietileno (PE10) (0,011 em ID, 0,024 em OD) 100 pés | Intramedic, Clay-Adams | 427401 | $ 115,70 |
| Cetamina 100 mg / ml (10 frasco de ml) | Butler | 23061 | $10.00 |
| Xilazina (frasco de 100 ml) | Vedco | 24105 | $20.00 |
| Isoflurano (frasco de 250 ml) | $15.00 | ||
| Brometo de vecurônio 10 mg/10 ml | Pfizer | NDC 0069-0094-01 | $15.00 |
Referências
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- Orebaugh, S. L. Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine. Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).
- Berul, C. I., Aronovitz, M. J., Wang, P. J., Mendelsohn, M. E. In vivo cardiac electrophysiology studies in the mouse. Circulation. 94, 2641-2648 (1996).
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Reimpressões e permissões
