Artigo de método

Embrião de galinha Spinal Cord Protocolo Cultura Slice

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DOI:

10.3791/50295

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25 de março de 2013

 ,  , 
1Research Department of Cell and Developmental Biology, University College London

* These authors contributed equally

Neste artigo

Resumo

Cultura de lâminas de facilitar a manipulação do gene de desenvolvimento do embrião e perturbações farmacológicas. No entanto, as condições de cultura devem assegurar que o desenvolvimento normal pode prosseguir dentro do ambiente reduzido da fatia. Ilustramos um protocolo que facilita o desenvolvimento normal, medula espinhal prosseguir durante pelo menos 24 horas.

Resumo

Cultura de lâminas podem facilitar a manipulação do desenvolvimento embrionário, tanto farmacologicamente e através de manipulações genéticas. Neste sistema reduzido, os potenciais efeitos colaterais fatais devidos a aplicações farmacêuticas sistémicas podem ser superados. No entanto, as condições de cultura devem assegurar que o desenvolvimento prossegue normais dentro do ambiente reduzido da fatia. Temos focado no desenvolvimento da espinal medula, em particular a de neurónios motores espinais. Nós sistematicamente variadas condições de cultivo de fatias de embrião de galinha a partir do ponto em que os neurônios motores mais coluna havia nascido. Analisamos o número e tipo de neurónios motores que sobreviveram durante o período de cultura e a posição destas neurónios motores em comparação com a in vivo. Descobrimos que tipo de soro e os factores neurotróficos foram necessárias durante o período de cultura e foram capazes de manter os neurónios motores vivo durante pelo menos 24 horas e permitir que os neurónios motores a migrar para as posições apropriadas nomedula espinal. Apresentamos estas condições de cultura e a metodologia de preparação das culturas de embriões de fatia utilizando embriões de galinha evisceradas incorporados em agarose e cortado utilizando um vibratome.

Introdução

Durante o desenvolvimento embrionário normal, muitos tipos de células diferentes que são gerados devem migrar do seu ponto de origem até onde eles eventualmente funcionar no organismo maduro. No interior da medula espinal em desenvolvimento, as células progenitoras estão localizados na zona ventricular na linha média e gerar muitos subtipos de neurónios pós-mitóticos e células gliais, que deve migrar para integrar em circuitos neuronais funcionais necessários para o processamento sensorial e saídas do motor 1. Os neurónios motores espinais que controlam a contração dos músculos do membro ter sido extensivamente estudada e é conhecida tanto das moléculas e de mecanismos que conduzem à formação de suas subclasses diferentes. No entanto, muito pouco se sabe dos mecanismos pelos quais os neurônios motores migrar, segregar e receber entradas sinápticas.

Motor identidade subtipo neurônio é adquirida durante o desenvolvimento de uma forma hierárquica. Subtipos do neurônio motor pode ser amplamente classificada into colunas distintas, divisões e piscinas que são definidas por suas projeções de axônio. Colunas de motor axônios projeto para axiais, músculos viscerais ou membro. Divisões Motor subdividir o membro projetando neurônios motores da coluna do motor lateral (LMC) em aqueles projetando para os músculos ventral ou dorsal 2. Dentro das divisões, grupos de neurônios motores denominado projeto piscinas do motor para os músculos individuais no membro 2, 3. Neurónios projectam-Limb motor é definido pela sua expressão do factor de transcrição FOXP1 4, 5, enquanto que a identidade de divisão é caracterizada pela expressão dos factores de transcrição homeodomain Islet-1 (ventralmente projectando) ou LHX-1 (dorsal projectando) 6. Com efeito, LHX-1 é necessária para a expressão das projecções apropriadas dorsais dos neurónios motor 7. Cada um desses subtipos ocupam posições distintas dentro da medula espinhal; ventral neurônios motores projetando venham a residir medial dorsal projectineurônios ng motor. Isto resulta na LMC sendo segregados em LMCmedial dita (LMCm) e (LMCl) LMClateral divisões. Organização piscina divisional e motor é adquirido em duas fases 8. Na primeira fase, a segregação da divisão é obtida por meio de uma migração de neurónios motores de uma forma característica medial para lateral. As células LMCl são gerados após as células e assim LMCm LMCl migra através da LMCm para atingir a sua posição de sedimentação final. A segunda fase leva neurónios motores dentro de uma divisão e de aglomerados os em pools de neurónios motores, presumivelmente através de uma triagem dorsal-ventral dos neurónios motores. Os membros da família da caderina-catenina dependente clássica foram mostrados como sendo crucial para ambas as fases de 8-10 organização dos neurónios motores. No entanto, como a função caderina controla o movimento da célula é mal compreendida.

A aquisição de identidades colunar, de divisões e piscina requer sinais extrínsecos que o padrão intrinc expressão dos fatores de transcrição 11. Além disso, cerca de 50% de todos os neurônios motores morrem por apoptose durante o desenvolvimento normal de um processo que requer sinais extrínsecos do membro, principalmente através do apoio do motor neurotrófico sobrevivência dos neurônios. Assim, o desenvolvimento motor neuron requer um ambiente adequado para ser mantida ao longo de um timecourse relativamente longo. Por esta razão, os aspectos práticos da obtenção de culturas de fatias de medula espinal de manter a sobrevivência de neurónios motores exigem a elucidação de condições de cultura adequadas. Cultura de lâminas anteriores de embriões foram usadas para seguir o comportamento das extrinsecamente adicionado purificado populações neuronais 12-14. No entanto, as nossas condições de cultura de conhecimento que facilitam a sobrevivência neuronal in situ do motor e migração dentro do segmento em si não foram publicados. Nós modificada uma condição de cultura padrão que facilita a sobrevivência de purificado, dissociadas neurónios motores cranianos para facilitar motor desenvolvimento neurônio dentro de um sistema de cultura de embriões fatia. Nós também monitorizados o posicionamento dos neurónios motores sobreviventes e demonstram que as posições em grande parte normal do neurónio motor divisões é adquirida durante o período de cultura.

Protocolo

1. Faça soluções necessárias

  1. 1 M de tampão fosfato:. Pesar 109,4 g de Na 2 HPO 4 e 32 g de NaH 2 PO 4 H 2 0, misturar e dissolver em água a um volume total de 1 litro.
  2. Tampão fosfato salino (PBS): Preparar tampão fosfato 0,1 M, 0,15 M NaCl. 100 ml de PBS deve ser suficiente para o processamento de lâminas a partir de 10 embriões.
  3. Agarose: Aquecer uma solução de PBS para cerca de 70 ° C e adicionar sólida baixa temperatura de fusão agarose lentamente sob agitação contínua. Tornar a solução para uma concentração final de 4% (w / v) de agarose. Fazer um stock de 50 ml desta solução. Deixar a solução em um banho de água mantido a 48 ° C até serem necessárias. Qualquer solução de agarose não utilizada após a experiência pode ser armazenado a 4 ° C durante várias semanas.
  4. A solução de anticorpo de bloqueio: Adicionar soro fetal de vitelo e triton X-100 a uma Concentr definitivação de 1% (v / v) de soro fetal de vitelo, 0,1% (v / v) de Triton X-100 em PBS. 10 ml de solução de bloco é suficiente para a imunocoloração de 5 lâminas de corte no criostato.
  5. Fixador: Preparar 0,75 milímetros NaOH, paraformaldeído a 4% (w / v) (CUIDADO). Para preparar quantidade de calor necessária fixador de água a 70 ° C, adicionar NaOH concentrado a concentração final desejada, adicionar paraformaldeído sólido e mistura-se até dissolver. Arrefecer em gelo a 4 ° C. 10 ml desta solução é suficiente para 20 poços de fatias de embriões.
  6. Solução de sacarose: Preparar 10 ml de uma solução de sacarose a 30% (w / v) contendo 0,1 M de tampão fosfato. 10 ml desta solução é suficiente para 10 poços de fatias de embriões.
  7. 70% (v / v) de etanol. Diluir 70 ml de etanol absoluto com 30 ml de água.
  8. Meio de Cultura: Prepara-se uma solução de extracto de embrião de galinha a 1%, 1% Penicilina / Estreptomicina, 0,35% de L-glutamina, 0,1% de 2-mercaptoethAnol, 4% de soro de galinha, 2% de suplemento B27 e 100 ng / ml de factor de crescimento ciliaryneurotrophic (CNTF) diluídos em meio neurobasal, preparada em gelo e usados ​​no mesmo dia. 10 ml de meio de cultura é necessário para 20 poços de fatias de embriões.

2. Preparação embrião de galinha

  1. Colocar ovos fertilizados de galinhas com o lado mais comprido na horizontal de tiragem forçada incubadora a 38 ° C até que elas se desenvolvem para a fase 15 24. Isto geralmente requer cerca de 4 dias de incubação.
  2. No segundo dia de incubação, esterilizar a casca do ovo, limpando com um lenço de papel embebido em etanol a 70%. Cuidadosamente perfure a extremidade plana da casca do ovo usando uma agulha de calibre 21 ligada a uma seringa de 5 ml e 5 ml de remover da albumina. Isso diminui o embrião para longe do reservatório de modo que o embrião não é prejudicado quando o reservatório é aberto. Retornar os ovos na incubadora e incubar durante mais 2 dias.
  3. Usando embotado Dumont # 5 fórceps carefully perfurar a parte superior central da casca e retire cerca de 9 cm 2 de shell. Corte em torno do embrião e, cuidadosamente, retire o embrião e local em HBSS durante a dissecção. Os embriões devem ser encenadas de acordo com Hamburger e Hamilton (1992) 15. Todos os embriões devem ser utilizadas no próximo a etapa 24. Quaisquer embriões que mostram quaisquer sinais de anormalidade deve ser descartada.
  4. Remover a membrana âmnio, cório-alantóide membrana, a cabeça, e alantóide usando dois Dumont # 5 fórceps. Eviscerar o embrião para remover todos os órgãos internos. Para fazer isso, cortou a linha média ventral do embrião com micro tesoura de dissecção, manter o embrião em torno da região do tronco rostral com um par de fórceps, pegue a parte rostral do intestino e do coração e puxe caudalmente. É importante que isto seja feito de forma limpa. Você deve ser capaz de ver o embrião somitos claramente. Cortar o embrião ao meio, transversalmente entre o buds.Now membro superior e inferior do corpo aparar torácicaparede com uma tesoura microdissecção.

3. Preparação Slice embrião

  1. Remover a solução de agarose a partir do banho de água. Cortado a 5 cm do fundo de um plástico descartável 3 ml pipeta de Pasteur.
  2. Remova cuidadosamente o meia lombar do embrião dissecadas de duas pinças para embalar o embrião da solução de dissecção e colocar em uma placa de Petri e seco. Utilizando a pipeta de Pasteur, remover cerca de 2 ml de agarose, pipeta de aproximadamente 0,5 ml por cima do embrião e depois aspirar a fatia de embrião para a pipeta. Transferir o embrião e uma casca de agarose para molde de plástico descartável tomar cuidado para não introduzir quaisquer bolhas no agarose. Diminuir suavemente o embrião para a parte inferior da agarose no molde de plástico com a secção torácica virada para baixo. O embrião deve ser posicionado para ser linear, utilizando uma agulha de calibre 21. As fatias conterá também parte do membro em desenvolvimento e é importante que a orientação do embrião no agarose vai permitir isso. Coloque o barco no gelo para definir a agarose. Tome cuidado para que o embrião não alterar a orientação durante este período (cerca de 2 min).
  3. A Leica VT1000S vibratome (Velocidade 3, freqüência 4, 400 m de espessura) deve ser criado com a câmara de corte cheio de HBSS e cercado por água gelada. O bloco de agarose é então preso à plataforma vibratome com supercola. O bloco de agarose é aparado com uma lâmina de barbear para deixar a peça embrião com 1-3 mm de agarose que o rodeiam. As fatias, que incluem secções de brotos de membros com uma clara apical ectodérmico rebordo são seleccionados e as fatias são então colocados em HBSS. Geralmente, há apenas 1-2 fatias apropriadas por embrião. Remover suavemente a agarose em torno das fatias de tecido usando duas agulhas. É essencial que isso seja feito cuidadosamente e com cuidado.

4. Embrião Fatias de cultura

  1. Adicionar 500 ml de solução de cultura (descrita acima) para a proteced número de poços de um 24 bem baixo placa de fixação de ultra cultura tratada tecido. Transferir as fatias cuidadosamente a partir da solução de HBSS para o poço. Em geral, tentar ter 2-3 fatias em cada poço. Colocar a placa de 24 poços na incubadora de cultura de tecido a 37 ° C com 5% de CO2 durante 24 hr.

5. A secção dos Fatias de imunocoloração

  1. Após o período de cultura, adicionar 500 ul de solução não tamponada a cada poço de fatias de embriões e deixar em gelo durante 20 min. A solução total é então removido com cuidado e três lavagens de PBS são realizadas, com 5 min de intervalo. As fatias são então deixados em solução de sacarose a 4 ° C, até que o dissipador de fatias, de cerca de 6 horas, mas pode ser deixada durante mais tempo (por exemplo durante a noite).
  2. Remover as fatias e dab largo solução de sacarose extra e equilibrar em cerca de 1 ml de outubro de cerca de 5 min a 20 ° C. Monte cada apartamento fatia em um molde de outubro cheio de casca de plástico descartável.Após a montagem, colocar os moldes verticalmente em gelo seco para solidificar.
  3. Montar os blocos de outubro no criostato e equilibrar os blocos a -24 ° C durante cerca de 20 min. Corte cada fatia com 15 seções montadas em milímetros Superfrost-Plus slides. As lâminas podem ser armazenadas a -80 ° C até serem necessárias.

6. Imunofluorescência

  1. Pipetar 1-2 ml de PBS nas lâminas horizontais realizadas numa câmara humidificada com as lâminas colocadas a partir do fundo da câmara (usamos 1 ou 2 ml de pipetas de plástico fixados com fita de autoclave). Incubar as secções em PBS durante 5 min a 20 ° C para remover o excesso de outubro Remover a solução de PBS a partir do slide e adicionar 500 ml de uma solução de bloqueio ao longo das secções, incubar durante 30 min a 20 ° C. Remover a solução de bloqueio e imediatamente adicionar 500 ml de anticorpo primário diluído adicionado para as lâminas, incubar a 4 ° C por 18-22 horas.
  2. Remover a solução de anticorpo primário, e imediatamente foih as lâminas com 1 ml de PBS durante 5 min, três vezes a 20 ° C para remover o excesso de solução de anticorpo primário. Adicionar 500 ml de anticorpo secundário diluído ao longo das secções. As lâminas são, em seguida, deixada a 20 ° C durante 30 min. A solução de anticorpo secundário foi então removido e a corrediça lavadas 3 vezes 5 minutos em PBS a 20 ° C.
  3. Seguindo estas lavagens, remover a última lavagem PBS, dab a borda da lâmina para remover o excesso de PBS, adicionar duas gotas de Vectashield nas lâminas e deite cuidadosamente uma lamela de vidro sobre as secções, evitando a formação de bolhas. Remover o excesso de Vectashield por blotting da borda das lâminas antes de imagiologia.

7. Imagem

  1. Imagem dos imunoistoquímica. Nós usamos uma Nikon Eclipse E80i microscópio de fluorescência equipado com um ER ORCA Hamammatsu câmera digital e 10 X, 20X e 40 X lentes objetivas.

Resultados

A utilização de culturas de fatias para seguir o desenvolvimento de neurónios de projecção e interneurônio foi influente em progredir a nossa compreensão da geração de organização no interior do córtex 16. Na espinal medula, neurónios motores do desenvolvimento foi seguido utilizando as culturas de embriões de peixes-zebra integrais 17. No entanto, espinal motor neuron organização no peixe-zebra é relativamente simples (devido à falta de músculos dos membros grandes em peixes). Os mecanismos moleculares que conduzem uma hierarquia de espinal organização neurónio motor durante o desenvolvimento dos vertebrados superiores são actualmente mal compreendidos. As condições de cultura que facilitam a sobrevivência neuronal e da migração das células do corpo, em culturas de embriões de fatia de vertebrados superiores estão assim requerido. Actualmente, as culturas de medula espinal de fatia de vertebrados superiores têm sido usadas para os neurónios dissociados de sementes em cima das fatias 12-14, investigar os axônios marcadas com fluorescência na periferia da fatia18, ou de comportamento de células progenitoras no desenvolvimento precoce do cordão espinal 19. Fatie condições de cultivo para cordas depois da coluna vertebral, especialmente aqueles que mantêm neurônio motor de desenvolvimento não existem actualmente.

Para tentar acompanhar o desenvolvimento neuronal espinhal, particularmente a de neurônios motores espinhais, investigou várias condições de cultura que pode promover a sobrevivência do neurônio motor de e aquisição de ordem inicial na organização motora por meio da migração lateral dos neurônios. Testes iniciais utilizando fase 18 para o estágio 20 de embriões de pintos fatias de medula espinhal foram infrutíferas; que não foram capazes de manter os neurônios motores vivo por mais tempo do que algumas horas e foram incapazes de demonstrar a geração de um número significativo de células LMCl durante o período de cultura (dados não mostrados). Nós, portanto, investigado culturas fatia de estágio 24 embriões, um ponto no tempo, quando a maioria dos LMCl e neurônios LMCm foram gerados, mas quando LMCl neurônio migração ainda está em sua infancy (Figura 1a-c). Esta migração lateral de neurônios LMCl está amplamente completo por etapa 27, por volta de 24-36 horas mais tarde (Figura 1 df). O nosso ensaio pode assim ser simplificada para ser capaz de manter os neurónios vivos e para facilitar a sua migração lateralmente no corno ventral. Iniciamos nossas experiências com condições de cultura relativamente simples, contendo apenas Hank solução salina balanceada com ou sem soro frango ou extrato de embrião de galinha. Em todos os casos, mas foram capazes de manter os neurônios LMC na fatia, encontramos pouca evidência de neurônios LMCl sendo mantida (pelo menos por expressão de LHX-1). Além disso, observou-se expressão inapropriada de genes, tais como HB9 na medula espinal dorsal, uma situação que não ocorre in vivo (dados não mostrados). Assim, estas condições de cultura simples não são adequados para a investigação da aquisição da organização motora neurónio.

Nós, portanto, procurou conditio mais complexons e como base utilizada uma formulação que foi publicado para facilitar a sobrevivência da dissociadas embrionárias frango neurônios motores cranianos. Esta condição 20 (extracto de embrião de pinto de 1%, 1% Pen Strep, 0,35% de L-glutamina, 0,1% de 2-mercaptoetanol, 2% de soro de cavalo, 2% de suplemento B27 e 50 ng / ml de factor de crescimento ciliaryneurotrophic (CNTF) em meio neurobasal (aqui chamado Guthrie médio) manteve mais neurônios motores vivos do que os meios de comunicação mais simples. Além disso, não resultou na expressão de fatores de transcrição espúria na medula espinhal dorsal. entanto, a sobrevivência de neurônios LMCl era pobre (Figura 1 gi, p). Portanto, o que variaram considerados factores essenciais para o meio Guthrie, a saber, o animal de origem do soro, a concentração do soro e a concentração de CNTF no meio. Nós descobrimos que a mudança do soro a partir de soro de cavalo para pintainho soro e um aumento na concentração de CNTF a partir de 50 ng / ml a 100 ng / ml aumentou substancialmente tele sobrevivência das células e LMCl LMCm e permitiu também a sua migração no corno ventral em relação ao hr 24 das condições de cultura (Figura 1 jl, p). O número total de neurónios motores, a razão entre a LMCm LMCl e, de facto, a migração das células LMCl no corno ventral pareceu muito semelhante às secções de embriões que foram autorizados a desenvolver in ovo, em vez de na cultura fatia (Figura 1 ko, p). Assim, acreditamos que com base no número de células de expressão factor de transcrição, e na posição de neurónios motores, as nossas condições de cultura normais fatia recapitular o desenvolvimento motor espinal neurónio pelo menos ao longo de um período de 24 horas.

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Figura 1. a - c. Situação da geração de LMC (FOXP1 coloração emb) e LMCl (LHX-1 coloração em a) na fase 24. c é uma fusão dos dois canais. A linha média é mostrada como uma linha tracejada e em D, V mostra a orientação do eixo (D, V) dorsoventral da medula espinhal d -. F. . Status de LMC (FOXP1 coloração em d) e LMCl (LHX-1 em coloração e) organização na fase 27 f é uma fusão dos dois canais g -. I. Lhx-1 (g) e FOXP1 (h) a expressão em secções de uma fatia cultivadas num meio que suporta cranial do motor sobrevivência celular neuronal (Guthrie meio, o nosso "meio inicial" ver referência 20). Lhx-1 já não é expresso em neurónios motores, embora haja alguma sobrevivência de células de LMC evidenciadas por FOXP1 expressão. D, V em (g) mostra a orientação do eixo (D, V) dorsoventral da medula espinhal. ML mostra a orientação dos eixos (M, L) mediolateral do sj cabo de Pinal - l. Células LMCl (LHX-1 no corno ventral em j) e a LMC em geral (em FOXP1 k) pode ser observada em fatias cultivadas em meio contendo 4% de soro de pinto e de 100 ng / ml de CNTF. Note-se que algumas células LMCl são encontrados numa posição lateral no corno ventral. A seta em (j) mostra a posição lateral de uma parte das células dos LMCl. (L) é uma fusão dos dois canais m -. O. Estado de expressão de LHX-1 (m) e FOXP1 (n) em secções de um embrião mantida in ovo durante a cultura do embrião fatia mostrado na j - l. (O) é uma fusão dos dois canais. P. A determinação quantitativa da percentagem de LMCl (FOXP1 + ve / Lhx1 + ve) contra células de LMC (FOXP1 + ve /-ve Lhx1) células encontradas na cultura de lâminas de diferentes condições compared para controlar embriões mantidos in ovo (que representam 100%). *** Teste t de Student-representa p <0,01. Clique aqui para ver maior figura .

Discussão

O protocolo aqui descrito permite uma fatia de embriões de galinha a ser incubadas durante mais de um dia, mantendo simultaneamente os neurónios motores vivo e continua a migrar durante o período de cultura. Em elucidar as condições para manter os neurônios motores vivo, nós identificamos várias características-chave necessários. Parece que o soro de pinto até 4% é crítica para a sobrevivência de neurónios motores e a sua substituição com soro a partir de uma espécie diferente não é tolerado. Curiosamente, verificou-se que a presença de maiores concentrações de soro eram prejudiciais para as fatias em que promoveu o crescimento excessivo do tecido conduzindo a grandes distorções em forma de fatia. Mais importante ainda, a presença do factor neurotrófico ciliar também provado crítica. Mantém-se uma possibilidade distinta que as fatias podem ser capazes de ser cultivadas por períodos consideravelmente mais longos do que apenas 24 horas, talvez mesmo permitindo a visualização de entrada de aferentes sensoriais para a medula espinhal. Além disso, a culcondições tura aqui também pode ser útil para cortar culturas do tronco cerebral desenvolvimento e mesencéfalo / cerebelo.

Talvez a maior vantagem potencial na utilização destas condições de cultura fatia é que eles facilitam a possibilidade de manipulação farmacológica da função da proteína, enquanto minimiza o potencial de efeitos adversos sobre o resto do embrião, tais como o coração. Um grande número de inibidores e agonistas de diferentes vias de sinalização pode ser utilizado para avaliar a migração de diferentes subtipos de neurónios espinais e, potencialmente, o seu efeito na formação de circuitos locais durante o desenvolvimento da coluna vertebral. Além disso, algumas perturbações genéticas da expressão da proteína, tais como aqueles que fazem uso de siRNAs e oligonucleótidos morfolino, sofrem do facto de que eles só podem ser introduzidas no início do desenvolvimento (devido às limitações de electroporação em procedimentos in ovo) e os efeitos duram apenas um curto período de time (tipicamente de um dia). Nossa cultura fatia é iniciada em fases posteriores e oferece a possibilidade de utilizar essa tecnologia ainda em desenvolvimento na fase de corte para ver os seus efeitos durante o período da cultura da fatia.

O protocolo de cultura fatia poderia também permitir a visualização de ambos neurônio motor espinhal, assim como a migração interneurônio dorsal em tempo real através de lapso de tempo microscopia de vídeo. Isto poderia ser alcançado utilizando microscopia de contraste de fase, sob luz branca ou através da utilização de imagiologia por fluorescência. Se a última técnica foi para ser usado, em seguida, a introdução de marcadores fluorescentes é necessário. Isto poderia ser conseguido quer por introdução de corantes fluorescentes, tais como DiI DiO ou através de qualquer marcação retrógrada do membro ou a rotulagem anterógrada do ventrículo ou electroporação in ovo de construções para dirigir proteínas fluorescentes em um subconjunto de neurónios.

Divulgações

Nenhum dos autores concorrência de interesses ou conflitos de interesse.

Agradecimentos

Gostaríamos de agradecer a Boast Sharon para discussões perspicazes e muitos Novitch B. para o presente tipo de anticorpos de FOXP1. Este trabalho como financiado por uma bolsa de estudo do Wellcome Trust para KCT e uma subvenção projeto do Wellcome Trust para SRP (Grant número de referência 094399/B/10/Z).

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Ovos Henry Stewart Farms, Reino Unido Os ovos fertilizados de galinha Brown Bovan Gold Farms (Henry Stewart, Reino Unido), armazenados a 14 ° C até a incubação
Agulha de calibre 21 BD-Microlance-3 304432
Seringa de 5 ml BD Plastipak 302187
º 5 Dumont fórceps Roboz RS 5045
Micro tesoura Dissecando Roboz RS 5910SC (3,5 em linha reta)
Embrião moldes de incorporação: descascar moldes Agar Scientific G3764 Piramidal de 22 mm a 12 mm em forma
Super cola Poder Flex, Loctite
Etanol SIGMA 32221
Fosfato de sódio di-hidrogénio, mono-hidrato BDH 102454R
Fosfato de Sódio Di-hidrogénio mono VWR / BDH 102494C
Cloreto de Sódio VWR / BDH 27810.295
Baixa temperatura de fusão agarose Invitrogen 16520
Soro de bovino fetal Gibco 10500-064
Triton X-100 SIGMA T8787
Hidróxido de sódio FLUKA 71689
Paraformaldeído VWR / BDH 28794.295
Plásticos descartáveis ​​pipetas pasteur Elkay Precision laboratório consumíveis 127-P503-000 Liquipette 3 ml de volume
Solução Salina Equilibrada de Hanks (HBSS) Gibco 14170
Sacarose SIGMA S0389
Hidrogenocarbonato de sódio SIGMA S5761
Extrato de embrião de galinha Seralabs CE650-J
Penicilina Estreptomicina / solução Gibco 15070
L-Glutamina solução Gibco 25030
2-mercaptoetanol Gibco 21985
Soro de cavalo Sul do Grupo Labs 9028B
B27 suplemento Invitrogen 17504-044
Meio Neurobasal Gibco Cat ~ 2103
Fator CilliaryNeurotrophic (CNTF) R e D Systems 557-NT-010
Pintainho Soro SIGMA C5405
Os anticorpos primários foram adquiridas de Desenvolvimento Estudos Hibridoma Banco, com exceção do anti-FOXP1 anticorpos, que foram um presente tipo de Bennett Novitch da UCLA. Diluições primárias de anticorpos anti-coelho foram FOXP1 (1/32000), de ratinho anti-Lhx1 / 2 (4F2) (1/50), anti-cobaia FOXP1 (1/1000).
Todos os anticorpos foram armazenadas a 4 ° C.
Anticorpos secundários Donkey anti-cobaia (Cy3) (1:1000) comprado de Jackson Immunoreseach Laboratories Inc. Donkey anti-Mouse (Alexa Fluor 488) (1:1000), Donkey anti-coelho (Alexa Fluor 594) (1:1000) comprado de Invitrogen
Todos os anticorpos foram armazenadas a 4 ° C.
Placa de 24 poços Corning COSTAR 3473 fixação ultralow placa de 24 poços
Outubro Tissue Tek, Sakura 4583 Temperatura de corte óptima
Vectashield Vector Labs H1000 Vectashield fluorescente meio de montagem
Slides Thermo Scientific SuperFrost-Plus lâminas carregadas positivamente, 25 x 75 x 1,0 mm
Tampa de vidro VWR International 631-0167 25x60 milímetros
Forçado projecto incubadora: Lyon Electric Company mantido úmido, garantindo sempre os níveis de água suficientes, mantida a 38 ° C
Criostato Brite, Huntingdon, no Reino Unido -36 ° C
Tissue Culture Incubator DH Autoflow NuAire 38 ° C CO, 5% 2
Vibratome Leica Leica VT1000-S
Microscópio Nikon Nikon Eclipse E80i microscópio de fluorescência
Câmera Digital Nikon Nikon DS5M e Hamammatsu ORCA ER

Referências

  1. Jessell, T. M. Neuronal specification in the spinal cord: Inductive signals and transcriptional codes. Nature Reviews Genetics. 1 (1), 20-29 (2000).
  2. Landmesser, L. Distribution Of Motoneurons Supplying Chick Hind Limb Muscles. Journal of Physiology-London. 284, 371-389 (1978).
  3. Romanes, G. J. The motor pools of the spinal cord. Progress in Brain Research. 11, 93-119 (1964).
  4. Dasen, J. S., De Camilli, A., Wang, B., Tucker, P. W., Jessell, T. M. Hox repertoires for motor neuron diversity and connectivity gated by a single accessory factor, FoxP1. Cell. 134 (2), 304-316 (2008).
  5. Rousso, D. L., Gaber, Z. B., Wellik, D., Morrisey, E. E., Novitch, B. G. Coordinated actions of the forkhead protein Foxp1 and Hox proteins in the columnar organization of spinal motor neurons. Neuron. 59 (2), 226-240 (2008).
  6. Tsuchida, T., Ensini, M., et al. Topographic organization of embryonic motor-neurons defined by expression of limhomeobox genes. Cell. 79 (6), 957-970 (1994).
  7. Kania, A., Johnson, R. L., Jessell, T. M. Coordinate roles for LIM homeobox genes in directing the dorsoventral trajectory of motor axons in the vertebrate limb. Cell. 102 (2), 161-173 (2000).
  8. Price, S. R., Garcia, N. V. D., Ranscht, B., Jessell, T. M. Regulation of motor neuron pool sorting by differential expression of type II cadherins. Cell. 109 (2), 205-216 (2002).
  9. Demireva, E. Y., Shapiro, L. S., Jessell, T. M., Zampieri, N. Motor Neuron Position and Topographic Order Imposed by β- and γ-Catenin Activities. Cell. 147 (3), 641-652 (2011).
  10. Bello, S. M., Millo, H., Rajebhosale, M., Price, S. R. Catenin-Dependent Cadherin Function Drives Divisional Segregation of Spinal Motor Neurons. Journal of Neuroscience. 32 (2), 490-505 (2012).
  11. Haase, G., Dessaud, E., et al. GDNF acts through PEA3 to regulate cell body positioning and muscle innervation of specific motor neuron pools. Neuron. 35 (5), 893-905 (2002).
  12. Hotary, K. B., Landmesser, L. T., Tosney, K. W. Embryo slices. Methods in Cell Biology. 51 (51), 109-124 (1996).
  13. Hotary, K. B., Tosney, K. W. Cellular interactions that guide sensory and motor neurites identified in an embryo slice preparation. Developmental Biology. 176 (1), 22-35 (1996).
  14. Krull, C. E., Tosney, K. Embryo slices and strips: Guidance and adhesion assays in the avian embryo. Methods in Cell Biology: New Methods in Avian Embryology. Bronner-Fraser, M. 87, 2nd Edition, Elsevier Academic Press Inc. San Diego. 97-113 (2008).
  15. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. (Reprinted From Journal Of Morphology, Vol. 88, 1951). Developmental Dynamics. 195 (4), 231-272 (1992).
  16. Rakic, P. A century of progress in corticoneurogenesis: From silver impregnation to genetic engineering. Cerebral Cortex. 16, I3-I17 (2006).
  17. Bingham, S. M., Sittaramane, V., Mapp, O., Patil, S., Prince, V. E., Chandrasekhar, A. Multiple mechanisms mediate motor neuron migration in the zebrafish hindbrain. Dev. Neurobiol. 70 (2), 87-99 (2010).
  18. Brachmann, I., Jakubick, V. C., Shaked, M., Unsicker, K., Tucker, K. L. A simple slice culture system for the imaging of nerve development in embryonic mouse. Developmental Dynamics. 236 (12), 3514-3523 (2007).
  19. Das, R. M., Wilcock, A. C., Swedlow, J. R., Storey, K. G. High-resolution Live Imaging of Cell Behavior in the Developing Neuroepithelium. J. Vis. Exp. (62), e3920(2012).
  20. Barnes, S. H., Price, S. R., Wentzel, C., Guthrie, S. C. Cadherin-7 and cadherin-6B differentially regulate the growth, branching and guidance of cranial motor axons. Development. 137 (5), 805-814 (2010).

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