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Artigo de método

Gavaging Zebrafish Adulto

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DOI:

10.3791/50691

11 de agosto de 2013

Neste artigo

Resumo

O uso crescente de peixe-zebra como um modelo animal requer o desenvolvimento de métodos eficazes para a entrega de quantidades conhecidas de compostos e soluções. O procedimento de gavagem descrito abaixo permite a distribuição oral de volumes precisos de solução fiável, segura e eficiente de peixe-zebra adultos.

Resumo

O peixe-zebra tornou-se um importante modelo in vivo na pesquisa biomédica. Métodos eficazes devem ser desenvolvidos e utilizados para fornecer compostos ou agentes em soluções para a investigação científica. Os métodos atuais para a administração de compostos oralmente para zebrafish adultos são imprecisos devido à variabilidade no consumo voluntário pelos peixes. Um procedimento de gavagem foi desenvolvido para entregar quantidades precisas de agentes infecciosos para peixe-zebra para o estudo em pesquisa biomédica. Peixe-zebra adultos com mais de 6 meses de idade, foram anestesiados com 150 mg / L de tamponada MS-222 e gavaged com 5 mL de solução usando implantação tubo flexível do cateter ligada a um corte de 22 L da ponta de agulha. O tubo flexível foi baixada para dentro da cavidade oral do peixe-zebra, até a ponta do tubo estendida para além das guelras (aproximadamente 1 cm). A solução foi então injectada lentamente no tracto intestinal. Este método foi eficaz 88% do tempo, com peixe recuperação sem intercorrências. Esteprocedimento também é eficaz como uma pessoa pode gavagem 20-30 peixes em uma hora. Este método pode ser utilizado para administrar agentes precisamente para estudos de doenças infecciosas, ou estudos de outros compostos em peixes-zebra adultos.

Introdução

Os métodos atuais para a administração de compostos oralmente para zebrafish incluem compostos administração top-revestidos para alimentação, misturados em dietas de gelatina 1, bioencapsulated em salmoura camarão 2, misturado com dietas lipídicas encapsuladas 3, cera contas de pulverização 4 e via dietas à base de glúten. 5 Limitações estes métodos de administração oral incluem altas taxas de lixiviação e consumo composto incompleta ou imprevisível por peixes individual. Essas variáveis ​​são problemáticas porque em estudos de doenças infecciosas, sabendo que a dose infecciosa administrado ao peixe pode ser fundamental para o sucesso do estudo. Além disso, o trabalho anterior tenha mostrado que certos compostos administrados em banhos de água causar lesão tóxica para as guelras do peixe-zebra intestinais antes que os efeitos que podem estar sob estudo ocorrem 6.

Gavage é um método padrão usado em outras espécies de animais de laboratório para administrar quantidades precisas de um produto com akconcentração nown para estudo na investigação biomédica e farmacêutica. Só recentemente os métodos para gavaging peixe-zebra foram descritos na literatura. Uma técnica descrita é um método de duas pessoas utilizando uma bainha de cateter 24 G ligada a uma pipeta de 2-20 ul de entregar 5 ul de solução. 7 O método descrito teve uma taxa de mortalidade de 8,7% e 39% no primeiro e segundo ensaio, respectivamente, a maioria da mortalidade foi atribuída a fêmeas grávidas. A segunda técnica gavage descrito seringas gavage atraumáticas usados ​​para administrar 5 ml de solução para medakas (Oryzias latipes). 8 Informações sobre a mortalidade não foi fornecido eo processo exato de realizar a sonda não foi descrita. De acordo com a Canadian Council on Animal Care e do peixe-zebra de Laboratório, até 1% de peso do corpo do peixe, podem ser administrados através de sonda esofágica. 9,10 nosso objectivo foi desenvolver um método repetitivo, segura e eficiente de fornecer volumes precisos de ptlibras por via oral para zebrafish adultos de ambos os sexos e em todas as fases de reprodução. Este procedimento seria aplicável para qualquer estudo em que é necessária a administração oral de um composto precisas.

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Protocolo

1. Preparar a solução anestésica

  1. Prepara-se uma solução de 150 mg / L de MS-222, em água do sistema a partir de uma solução estoque ou a partir da forma em pó.
  2. Verifique se o pH com um medidor de pH.
  3. Tampão de bicarbonato de sódio, como necessário, até que o pH está entre 7-7,5.
  4. Prepare um tanque de água do sistema livre de MS-222 para o peixe para se recuperar dentro O tempo de recuperação é normalmente menos de 1 min.

2. Preparando o aparelho Gavage

  1. Corte a clara 22-G implantação tubulação para um pouco mais do que o comprimento aproximado da boca para o bulbo intestinal do peixe. Inicialmente, sugerimos anestesiar um peixe para cada novo grupo que está sendo usado para obter a melhor estimativa do comprimento necessário.
  2. Empurrar o tubo de implante de corte clara para a agulha 22 G ½ polegada até que seja segura e não há risco de separar. Se uma agulha ½ 22-C não estiver disponível, cortar uma agulha mais longa approximately esse comprimento.
  3. Quando completa, a implantação tubo do cateter deve estender-se a cerca de 1 cm da ponta da agulha, ou mais curtos, se os peixes são menores.
  4. Conecte o hub agulha 22-G para um luerlok seringa de 1 cc.

3. Preparando-se para Gavage

  1. Corte um sulco em uma esponja com uma lâmina de bisturi.
  2. Mergulhe a esponja na água sistema livre de MS-222.
  3. Coloque a esponja humedecida sobre uma superfície plana.
  4. Desenha-se a 5 mL de solução adequada para a administração por sonda para o tubo do cateter 22-G e uma seringa de 1 cc.

4. Anestesia e Gavage

  1. Rápido o peixe, pelo menos, 24 horas antes do procedimento.
  2. Coloque o peixe na solução de MS-222 até perder a sua reflexo de endireitamento, e não responde a uma aleta de aperto da cauda, ​​mas mantém a circulação opérculo. Isso normalmente leva cerca de 2-3 min.
  3. Retire o peixe da solução anestésica e colocá-lo ema ranhura na esponja com a cabeça ligeiramente saliente a partir da esponja, mas as guelras cobertos por esponja.
  4. Mover a esponja para uma posição vertical.
  5. Abra a boca do peixe-zebra com o tubo do cateter 22-G.
  6. Inserir o tubo suavemente até que a ponta é passado as guelras (cerca de 1 cm ou o comprimento do tubo). O tubo de implantação não precisa ser forçado. Resistência sugere o tubo pode ser batendo o arco ou coração branquial.
  7. Se houver resistência, retirar delicadamente, reposicionar e tente novamente.
  8. Injectar o material lentamente.
  9. Enquanto está a injectar, certifique-se de que a solução não sair através das guelras ou a boca.
  10. Retire o peixe da esponja e colocar no tanque de recuperação.
  11. A recuperação ocorre tipicamente em menos de 1 min, e é indicado pelos peixes nadando na vertical e manter o equilíbrio.
  12. Monitorar peixe para regurgitação, como mostrado, visualizando o peixe expulsar ativamente material de sua boca, ou nenhum movimento opercular.
  13. Os peixes podem ser devolvidos ao seu tanque regularmente, uma vez que eles se recuperaram.

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Resultados

Ambos os sexos, de peixe, incluindo fêmeas grávidas foram gavaged com sucesso (Figura 1). Um procedimento bem sucedido, leva menos de um minuto com o líquido não visto saindo as brânquias ou a boca. A tubulação entra facilmente, sem força, sem sangue visto após a remoção do cateter. O procedimento é rápido, necessitando de aproximadamente 10 min, a administração por sonda 3-4 peixes, com uma média de 30-45 seg por peixe.

Peixe-zebra não deve ser gavaged com mais de 5 ul de u...

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Discussão

Significado

Esta técnica é um aperfeiçoamento e oferece várias vantagens em relação a ambas as técnicas descritas anteriormente para o peixe-zebra gavaging adulto. Em primeiro lugar, o uso de uma esponja para restringir os peixes permite que uma pessoa para realizar o procedimento, em oposição a uma técnica previamente descrita exige duas pessoas. Segunda 7, o cateter de implante de tubagem é mais flexível do cateter IV, que pode ajudar a minimizar o trauma secundário devido a perfur...

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Divulgações

Os autores declaram que não têm interesses financeiros concorrentes.

Agradecimentos

A Universidade comparativa Centro de Biociências Rockefeller deu apoio para este projeto. Agradecemos Janelle Monnas para assistência técnica.

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Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Equipment
A esponja
seringa luer lock de 1 ccBecton Dickinson Co
22-G (corte)Braintree Scientific, Inc.
1 agulha de 22 G (corte, se necessário)Medidor deBecton Dickinson Co
Sonda
1 lâmina
[cabeçalho]
Reagent/Material
MS-222 (Finquel)Argent Laboratories
Tubo de implantação de micro-renatano pH Hanna de bisturi

Referências

  1. Royes, J. -A. B., Chapman, F. Preparing Your Own Fish Feeds. , Department of Fisheries and Aquatic Sciences, Florida Cooperative Extension Service, Insitute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida. (2009).
  2. Gomez-Gil, B., Cabanillas-Ramos, J., Paez-Brambila, A., Roque, A. Standardization of the bioencapsulation of enrofloxacin and oxytetracycline in Artemia fransciscana Kellogg. Aquaculture. 196, 1-12 (1906).
  3. Langdon, C. Microparticle types for delivering nutrients to marine fish larvae. Aquaculture. 227, 259-275 (2003).
  4. Langdon, C., Nordgreen, A., Hawkyard, M., Hamre, K. Evaluation of wax spray beads for delivery of low-molecular weight, water soluble nutrients and antibiotics to Artemia. Aquaculture. 284, 151-158 (2008).
  5. Zang, L., Morikane, D., Shimada, Y., Tanaka, T., Nishimura, N. A Novel Protocol for the Oral Administration of Test Chemicals to Adult Zebrafish. Zebrafish. 8, 203-210 (2011).
  6. Goldsmith, J. R., Jobin, C. Think Small: Zebrafish as a Model System of Human pathology. Journal of Biomedicine and Biotechnology. , (2012).
  7. Tysnes, K. R., Jorgensen, A., Poppe, T., Midtlyng, P. J., Robertson, L. J. Preliminary expermients on use of zebrafish as a laboratory model for Giardia duodenalis infection. Acta Parasitologica. 57, 1-6 (2012).
  8. Marie, B., Huet, H., et al. Effects of a toxic cyanobacterial bloom (Planktothris agardhii) on fish: Insights from histopathological and quantitative proteomic assessments following the oral exposure of medaka fish (Oryzias latipes). Aquatic Toxicology. 114-115, 39-48 (2012).
  9. Canadian Council on Animal Care. CCAC guidelines on: the care and use of fish in research, teaching and testing. , CCAC. Ottawa, Ontario, Canada. (2005).
  10. Harper, C., Lawrence, C. The Laboratory Zebrafish. , CRC Press. Boca Raton, Florida, USA. (2011).
  11. De Tolla, L. J., Srinivas, S., et al. Guidelines for the Care and Use of Fish in Research. ILAR Journal. 37 (4), (1995).
  12. Topic Popovic, N., Strunjak-Perovic, I., et al. Tricaine methane-sulfonate (MS-222) application in fish anaesthesia. Journal of Applied Ichthyology. 28, 553-564 (2012).
  13. Field, H. A., Kelley, K. A., Martell, L., Goldstein, A. M., Serluca, F. C. Analysis of gastrointestinal physiology using a novel intestinal transit assay in zebrafish. Neurogastroenterology & Motility. 21, 304-312 (2009).

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Reimpressões e permissões

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