É necessária uma assinatura do JoVE para visualizar este conteúdo. Faça login ou inicie seu teste gratuito.

Artigo de método

Projetando proteína de seda-seda liga Materiais para aplicações biomédicas

17.9K visualizações

⸱

DOI:

10.3791/50891

⸱

13 de agosto de 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physics and Astronomy, Rowan University, 2Department of Biomedical and Translational Sciences, Rowan University, 3Department of Biomedical Sciences, Cooper Medical School of Rowan University, 4Department of Chemistry and Biochemistry, Rowan University

Neste artigo

Resumo

A mistura é uma abordagem eficiente para gerar biomateriais com uma ampla gama de propriedades e as características combinadas. Ao prever as interações moleculares entre diferentes proteínas da seda natural novas silk-seda plataformas liga proteína com resiliência ajustável mecânica, resposta elétrica, transparência óptica, processamento químico, biodegradabilidade ou estabilidade térmica pode ser projetado.

Resumo

As proteínas fibrosas exibir diferentes seqüências e estruturas que têm sido utilizados para diversas aplicações em áreas biomédicas, tais como biossensores, nanomedicina, regeneração de tecidos e entrega da droga. Concepção de materiais com base nas interações em escala molecular entre estas proteínas irá ajudar a gerar novos biomateriais liga proteína multifuncional com propriedades ajustáveis. Tais sistemas de materiais de liga também proporcionar vantagens em relação aos polímeros sintéticos tradicionais devido à biodegradabilidade materiais, biocompatibilidade, e Viabilidade no corpo. Este artigo usou as misturas de proteína de seda selvagem tussah (Antheraea pernyi) e doméstico amoreira seda (Bombyx mori) como um exemplo para fornecer protocolos úteis em relação a esses temas, incluindo como prever as interações proteína-proteína por métodos computacionais, como para a produção de ligas de proteína soluções, como verificar sistemas de ligas por análise térmica, e como fabricar ligas variáveisincluindo materiais ópticos com redes de difração, materiais elétricos com revestimentos circuitos e materiais farmacêuticos para liberação da droga e entrega. Estes métodos podem fornecer informações importantes para a concepção de a próxima geração de biomateriais multifuncionais baseados em ligas diferentes de proteínas.

Introdução

Natureza criou estratégias para gerar matrizes biológicas sintonizáveis ​​e multifuncionais, utilizando um número limitado de proteínas estruturais. Por exemplo, a elastina e colagénio são sempre utilizados em conjunto in vivo para proporcionar as forças ajustáveis ​​e funções necessárias para tecidos específicos 1,2. A chave para esta estratégia é a mistura. Blending envolve a mistura de proteínas com proporções específicas e é uma abordagem tecnológica para gerar sistemas de materiais simples com sintonizável e propriedades variadas 3-5. Comparada com as estratégias de engenharia sintéticos 6,7, a mistura também pode melhorar a uniformidade de material e a capacidade de processamento do material, devido à facilidade de operação 8-16. Portanto, a concepção multifuncionais, biocompatíveis e ligas de proteína é uma área emergente de pesquisa médica. Esta tecnologia também proporcionará um conhecimento sistemático do impacto das matrizes proteicas naturais em funções das células e dos tecidos, tanto em vitro e in vivo 10,17. Ao optimizar as interfaces entre as proteínas moleculares diferentes, os materiais de liga à base de proteínas podem abranger uma gama de funções físicas, tais como a estabilidade térmica a temperaturas diferentes, a elasticidade para suportar diversos tecidos, sensibilidade eléctrica variável de órgãos, e propriedades ópticas para a regeneração do tecido da córnea 3, 18-27. O resultado desses estudos irá fornecer uma nova plataforma de proteína-materiais no campo da ciência biomédica com relevância direta para reparação de tecidos ajustáveis ​​e tratamentos de doenças e ainda levar a dispositivos de implantes biodegradáveis, onde suas características diagnósticas e terapêuticas inovadoras podem ser vislumbradas 3.

Muitas proteínas estruturais naturais têm propriedades físicas e bioativos essenciais que podem ser exploradas como candidatos para as matrizes de biomateriais. Silks de diferentes espécies de vermes, queratinas dos cabelos e lãs, elastins e colágenos de tecidos diferentes, evárias proteínas de plantas são algumas das proteínas estruturais mais comuns utilizados para a concepção de materiais à base de proteínas variáveis ​​(Figura 1), 18-27. Em geral, estas proteínas podem formar diferentes estruturas moleculares secundários (por exemplo, folhas beta para sedas, ou bobinas enroladas para queratinas), devido às suas sequências únicas repetitivas amino primário de ácido 3,28-35. Estas características promovem a formação de estruturas macroscópicas auto-organizadas com funções originais em interfaces biológicas solicitando a sua utilidade como um recurso precioso de materiais biopolímeros. Aqui, foram utilizados dois tipos de proteínas estruturais (a partir de uma proteína de seda tussah selvagem e B a partir de proteína de seda amoreira domesticados como exemplo) para demonstrar os protocolos gerais de produção de vários biomateriais liga proteína. Os protocolos demonstradas incluem parte 1: previsões de interação proteína e simulações, Parte 2: produção de soluções de liga leve de proteínas e parte 3: fabricação de liga de proteínasistemas e para aplicações ópticas, elétricas e farmacêuticos.

figure-introduction-1
Figura 1: Matérias-primas de diversas proteínas estruturais que são comumente usados ​​em nosso laboratório para a concepção de materiais à base de proteínas, incluindo sedas de diferentes espécies de vermes, queratinas dos cabelos e lãs, elastins de tecidos diferentes, e várias proteínas vegetais.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Protocolo

1 Predição de Interações Proteína

  1. Bioinfomatics Análise de moléculas de proteínas
    1. Visite o Centro Nacional de Informações sobre Biotecnologia website (www.ncbi.nlm.nih.gov/protein/), e pesquisar os nomes de proteínas que serão utilizadas para o estudo da liga. Nota: Para este exemplo, foram usadas duas proteínas: a proteína A, que é a fibroína de seda tussah selvagem, e proteína B, que é a fibroína de seda amoreira doméstico. Para uma proteína, as sequências de aminoácidos podem ser encontradas em "fibroína [Antheraea pernyi] GenBank: AAC32606.1" (Antheraea pernyi é o chinês (carvalho) Tussah Traça). Para a proteína B, as sequências de aminoácidos podem ser encontradas em "cadeia pesada de fibroína de precursor [Bombyx mori] NCBI Referência Sequência: NP_001106733.1" e "precursor de fibroína de cadeia leve [Bombyx mori] NCBI Sequência Referência: NP_001037488.1" em conjunto (Bombyx mori é o bicho domesticado da amoreira).
    2. Selecione e save as sequências de aminoácidos da proteína A e B da proteína a partir da base de dados.
    3. Visite o site da ExPASy (SIB Portal de Recursos Bioinformatics) (www.expasy.org) ou utilizar outro software comercial para o cálculo dos bioinfomatics básicos de dados de proteínas com base em suas seqüências, incluindo, mas não limitado a, carga total por molécula, o índice de hidrofobicidade molécula, curva de titulação das moléculas em diferentes valores de pH, etc Esta informação será usada como elementos básicos para a simulação computacional de interações protéicas, e vai ajudar a entender se essas duas proteínas têm interações fortes. [Nota: Este passo não é para prever com precisão todos os detalhes da interação proteína, como os usados ​​em pequenos peptídeos ou funcional ciência proteínas. O objetivo desta seção é apenas para evitar a produção de uma mistura de proteínas com separações macrophase óbvias que não podem ser chamados de um material "liga". Portanto, a estimativa pode ser aproximada, mas the sistema de liga de proteína pode ser verificada por meio de um método experimental descrito na etapa 3.1 mas utilizando análise térmica precisas].
  2. Simulação Computacional de proteína do sistema Alloy
    A seguir é descrito um procedimento para simular o sistema de liga de proteína. Um programa de simulação é escrito em linguagem de programação C, que pode ser usado em um único sistema de computador ou multiprocessador. Um modelo de-mola-massa treliça (LSM) foi usada para simular os liga proteínas 36-39. O modelo LSM dá uma descrição simples da força resultante sobre a massa quando ligado a uma mola e pode-se resolver a equação força para entender a proposta de cada massa. Um algoritmo do programa simples de modelar este sistema de liga de proteína utilizando o modelo de LSM é dada como se segue:
    1. Representar uma única proteína como uma partícula de granulação grossa que tem uma massa de m.
    2. Use um Hookean ou uma mola neo-Hookean para representar uma ligação 38,39. Ao interligar um número finito de partículas com molas, uma lata make um domínio sub-liga que representa um alicerce estável das proteínas de liga leve. Para representar os diferentes tipos de títulos no intra-ligação, usar diferentes constantes de mola / rigidez.
    3. Modelar o sistema de liga de proteína como um material composto de sub-ligas devidamente reticulados. Novamente aqui diferentes rigidezes foram usados ​​para representar diferentes vínculos entre interligações das sub-ligas.
    4. Modele a quebra de obrigações e processo de reforma por um modelo de Bell 40,41, através de ligações fracas que estão autorizados a ser reformada, mas laços fortes não pode reformar uma vez que eles estão quebrados. Quando o sistema é suficientemente salientado (ambos os laços intra-e inter-suballoy suballoy), as ligações podem ser quebradas e reformada.
    5. A fim de estudar o efeito de deformação sobre as proteínas de liga quando eles são forçados, aplicar forças externas ao sistema. Distribuir estas forças igualmente para cada partícula quando resolver a equação vigor (Leis de Newton).
    6. Para modelar interaçõesentre a solução (tais como moléculas de água) e as proteínas, aplicar uma força de arrasto adicional ou força de atrito de cada partícula.
    7. Resolva a equação da força para cada partícula com as ações de cada força (a força da mola do vínculo, a força externa, e a força de atrito).
    8. Calcular e extrair as posições das partículas de proteína em função do tempo.
    9. Calcular as quantidades físicas que caracterizam as proteínas a partir de liga as posições das partículas.
    10. Mude a rigidez vínculo no programa para entender as interações entre proteínas diferentes. (A rigidez ligação média é calculada a partir do módulo de Young dos materiais proteicos. Módulo de Young de diferentes materiais fibrosos de proteína pode ser obtida quer por Universal Tensile teste 18, ou directamente a partir de literaturas precedentes 2-4,18).

2. produção da proteína liga Solutions

A seda selvagem tussah (proteína A) e seda amoreira interno (proteína B) são seleccionados aqui como um exemplo de sistema de liga de proteína. Este protocolo apresenta primeiro como para obter a solução de seda tussah selvagem (proteína A).

  1. Cortar casulos tussah seda selvagem crus ou fibras com um peso de 3 g.
  2. Medir 3 g de dicarbonato de sódio ou carbonato de sódio (Nota: Se usando carbonato de sódio, o peso molecular das cadeias de proteína irá reduzir o processo de fervura durante 42).
  3. Encher um copo de vidro de 2 L com água destilada (H 2 O). Em seguida, coloque o copo de vidro em um palco quente, cubra com papel alumínio e calor para ferver.
  4. Remover a tampa de folha de alumínio e adicionar o dicarbonato de sódio lentamente medido para dentro da água em ebulição, deixando-se dissolver completamente. (Nota: O papel de dicarbonato de sódio é o "sabão" de limpar as proteínas solúveis e sericina outras impurezas ligadas à superfície das fibras de seda selvagem Se usando oth.er fibras de proteína natureza, por favor selecione agentes químicos correspondentes de acordo com a literatura).
  5. Adicione as fibras de proteína bruta (fibras de seda selvagem) na água fervente e deixe ferver por 2-3 horas (Nota:. O tempo de ebulição tem impacto fundamental para o peso molecular das cadeias de proteína 26,43 Deve-se selecionar um tempo adequado de acordo a literatura ou através da realização de experiências de controlo 26,43. A temperatura de ebulição pode também ser ajustado para ter impacto no peso molecular das cadeias de proteínas 26,43,44).
  6. Após a ebulição, retirar cuidadosamente as fibras de proteína com uma espátula a partir da solução e espreme-los para remover o excesso de água. (ATENÇÃO: As fibras são muito quente!)
  7. Em seguida, as fibras de mergulhar em um copo de 2 L com água destilada fria, e lava-se as fibras, duas vezes durante 30 minutos cada, para remover completamente os resíduos impuras a partir da superfície da fibra. Secam-se as fibras numa hotte durante pelo menos 12 horas.
  8. Derreta 45,784 g de cálcio nittaxa de (Ca (NO 3) 2) em um copo de vidro de modo a formar um líquido a 65 ° C para dissolver as fibras de proteína de seda selvagem. (Nota: Se estiver usando outras fibras de proteínas naturais, selecione um correspondente solvente para dissolver as proteínas Aqui você também pode usar 9,3 solução M LiSCN ou LiBr, ou uma solução de 85% de fosfato para a dissolução de diferentes fibras de seda.).
  9. Combina-se as fibras e o solvente a uma razão de 1 g de fibra em 10 ml de solvente. Permitir que as fibras se dissolva em 95 ° C durante 5 a 12 horas. (Nota: O tempo de dissolução depende do peso molecular de proteínas 26,43-45)
  10. Utilizando as seringas, injectar a solução de seda selvagem em 12 ml de cassetes de diálise (máximo de 1.000 MW medida que o tamanho de corte) ou tubos fechados de diálise (máximo 1.000 MW medida que o tamanho de corte) e diálise contra 2 L de água destilada. (Nota: A injecção é mais eficaz se mantendo a solução a 35 ° C, caso contrário, a viscosidade da solução de proteína irá aumentar dramaticamente a temperatura ambiente). Troque a água destilada com freqüência para remover Ca (NO 3) 2 solventes na solução (após 30 min, 2 horas, 6 horas, e depois a cada 12 horas durante 3 dias. No total, haverá cerca de 8 mudanças de água).
  11. Após 3 dias, recolher as soluções de proteínas a partir das cassetes de diálise ou tubo e colocar a 13.000 rpm classificado tubos.
  12. Centrifuga-se as soluções durante 1 hora a 3500 rpm a 4 ° C para remover os depósitos de 3x. Após cada ensaio de centrífuga, retirar rapidamente o sobrenadante para tubos novos. Armazene as soluções finais em um 4 ° C geladeira.
  13. Despeje 5 ml de solução de proteína para um polidimetilsiloxano (PDMS) substrato ou outro substrato hidrofóbico plano e deixe-o secar completamente (o que normalmente leva mais de 12 horas). Pesa-se o sólido restante filme de proteína e calcular a concentração da solução final, por percentagem de peso (w / v%) = Peso de medição (em mg) ÷ 5 (em ml) ÷ 10.
  14. Colete outra fibra natural da proteína selecionada (neste case, seda amoreira domesticados foi utilizado como a proteína B), e repetir o processo acima, com um "sabão" adequado e solvente de dissolução, até que a solução final de água com concentração de proteína é medida obtida. [Nota: Se os materiais proteicos estão sob a forma de pó, ou de usar tubos de membranas porosas adequado para manter as amostras durante o processo de "ensaboamento". Se a proteína já foi purificado, vá diretamente para a etapa 2.8 para dissolver o pó. Se a proteína já foi purificado e é solúvel em água, faça a sua solução aquosa com uma concentração desejada e depois vá para o passo 2.15 abaixo para fazer soluções de proteína mistura.]
  15. Lentamente, dilui-se a solução de proteína A (solução de seda aqui selvagem) em água destilada à temperatura de 4 ° C, para formar uma proteína de 1,0% em peso de uma solução aquosa. Faça o mesmo processo para a proteína B (seda aqui Caseiro).
  16. Misture lentamente a 1% em peso de proteína, uma solução com uma solução de proteína B em 4 ° C, utilizando uma pipeta para evitar protein agregação durante a mistura. (Nota 1: Não use um instrumento vortex para misturar as proteínas uma vez que algumas proteínas (por exemplo, sedas) irá formar hidrogéis durante a vibração 46,47 Nota 2:. Se possível, utilize dispositivos adicionais para controlar a taxa de mistura e mistura de tomada de tamanho Certifique-se de misturá-los o mais lento possível para evitar a agregação. Não pipetar rapidamente a solução durante a mistura).
  17. As soluções finais de mistura deve ter uma proporção em massa especificado ou uma razão molar de Proteína A: Proteína B. Tipicamente, misturá-los com a proporção de massa de 90:10, 75:25, 50:50, 25:75, 10:90, para obter um amplo espectro de soluções de liga leve. Utilizar soluções puras de proteína A e B como proteína de controlo. Para uma solução de mistura com uma razão molar de Proteína A: Proteína B = R: (100-R). Calcula-se a razão em volume de mistura (com base na mesma uma solução a 1% em peso) por: Volume R: volume B = R · (MW de A): (100-R) · (MW de B).
  18. Lançar imediatamente as soluções finais para substratos de PDMS para formar filmes ou outro desimateriais gned. (Nota: Não armazenar soluções liga proteína de alta concentração por muito tempo Mais agregados podem formar mais tarde devido às interações proteína-proteína em água.). Se necessário, diluir as soluções de mistura com água destilada livre-ion e mantê-los em um 4 ° C geladeira para evitar a agregação da proteína adicional em soluções.

3 Fabricação de proteína variados liga Materiais

  1. Confirme Liga Previsão por Análise Térmica 3,9,31-35
    1. Prepare substratos PDMS e limpá-los por imersão em água destilada.
    2. Elenco das soluções de mistura de proteínas com diferentes proporções de mistura sobre os substratos de PDMS.
    3. Seca-se as soluções durante pelo menos 12 horas num exaustor química com o fluxo de ar até que se formam películas (Nota: Utilizar o mesmo volume de soluções diferentes, de modo que a espessura dos filmes pode ser fixo).
    4. Retire os filmes de liga proteína a partir de substratos PDMS e colocá-los em pratos limpos.
    5. Pesar muitas panelas Calorimetria Diferencial de Varredura (DSC) de alumínio e tampas para estudo DSC. Combine os pares de pan e tampa para ter um peso total igual (peso de pan mais peso da tampa é igual a um peso constante). Por exemplo, foi usada aqui uma massa total da tampa e deslocar 22,50 mg, e oito conjuntos de combinações de tampa e pan com este peso total foram preparados.
    6. Encapsular 6 mg cada tipo de proteína seca combina com panelas de alumínio DSC e selá-los com suas tampas correspondentes no processo 3.1.5. Selar um recipiente vazio e par tampa para ser usada com a amostra, tal como a referência, de modo que apenas a capacidade de calor se amostras serão gravados durante a análise térmica (Nota: A DSC irá comparar a capacidade de calor de referência pan + tampa que vs de amostra + pan + tampa. Devido aos pesos iguais, a capacidade do fundo de calor das panelas e tampas serão contabilizados deixando apenas a capacidade de calor de amostra na bandeja).
    7. Coloque referências selados e panelas de amostra em um instrumento DSC, compurgados de fluxo de gás de azoto seco, de 50 ml / min, e equipado com um sistema de arrefecimento refrigerado. Antes das medições de amostras, o instrumento DSC deve primeiro ser calibrado com índio safira e para o fluxo de calor e temperatura, respectivamente.
    8. Pré-correr a DSC a uma taxa de aquecimento de 2 K / min até 150 ° C e em seguida manter a esta temperatura durante 15 minutos para remover quaisquer moléculas de água remanescente nas amostras (tipicamente cerca de 3-10% do peso total). Arrefecer rapidamente para baixo (10 K / min) a 25 ° C.
    9. Executar o DSC novamente a uma taxa de aquecimento de 2 K / min até 300 ° C, ou até que o pico de degradação de misturas de proteínas aparecer 34. Registam-se os calores de amostra de proteína em diferentes temperaturas durante este processo. Arrefecer o DSC e alterar a idade da amostra de uma nova amostra com uma proporção de mistura diferente.
    10. Calcular e definir a capacidade térmica versus curvas de temperatura para cada amostra de mistura de proteína usando o software DSC 31-35.
    11. Julgue o miscibility de misturas de proteínas pelo método seguinte (Ver Figura 4 e Figura 5 térmica) e se as duas proteínas são completamente miscíveis, que pode ser chamado de "ligas de proteína". Caso contrário, o termo "composto de proteína" seria um nome adequado de acordo com as teorias descritivas de polímero 48,49):
      1. As proteínas individuais A e B deve ter única temperatura de transição de vidro individuais, T g (A), e Tg (B) (Ver as curvas verdes e azuis na Figura 5) 3,48;
      2. Esta única temperatura de transição vítrea é normalmente intermédia entre os dos dois componentes individuais da proteína, o t g (A), e Tg (B) (Ver Figura 5) 3,48;
      3. Fase imiscível de separação é obtida se misturas tanto T g (A), e Tg (B) apareceu nas suas posições iniciais (Figura 5), e com cada passo g Taltura em proporção da composição, as duas proteínas são completamente imiscível 3,48.
      4. Semi-miscível tipo de mistura composta terá um muito amplo de transição do vidro, ou ainda pode ter duas transições de vidro, mas cada migrou para mais perto uns dos outros em relação aos componentes de proteína pura, T g (A) e t g (B) ( ver Figura 5). Neste caso, pode haver estruturas de fase de micro-heterogéneas que se formam entre os dois componentes de proteínas, e a composição pode variar de local para local.
    12. Se (3.1.11.1) é o caso mostrado na DSC, e pode ser confirmado que a proteína AB é um sistema de liga metálica, em seguida, passar para o fabrico de ligas de materiais proteicos.
  2. Fabricação de materiais ópticos por ligas de proteína
    1. Frutos (no laboratório de fabricação) ou comprar uma superfície topográfica projetado para casting. Neste exemplo específico, foi utilizado um vidro com quatro padrões de difracção (Figura 4Optical).
    2. Coloque o vidro com padrões de difração em um prato, e verifique se a superfície padronizada é enfrentado para cima.
    3. Espalhe solução PDMS uniformemente sobre a superfície do vidro, e cobrir completamente os padrões de superfície (PDMS A solução é feita por envasamento e solução de catalisador em uma proporção de 9: 1 de mistura de acordo com a instrução de utilizador 23,44).
    4. Colocar a cápsula fundição em um forno a 65 ° C durante pelo menos 2 horas, enquanto sobre uma superfície plana. A solução PDMS devem secar num substrato sólido durante este processo.
    5. Remover substrato PDMS a partir do vidro. Os padrões de difracção deve agora ser transferido para a superfície de PDMS.
    6. Perfure para fora dos moldes PDMS com padrões de difração usando um furador adequado.
    7. Solte soluções liga proteínas nas superfícies de PDMS com padrões de difração, e seque-os por pelo menos 12 horas para se obter filmes com padrões de difração.
    8. Para obter ligas de proteínas insolúveis, coloque todo o conjunto de dry filmes, incluindo os moldes PDMS em um forno de 60 ° C sob vácuo (25 kPa), com um prato de água na parte inferior da câmara. Bombear ar no forno, e deixar que os vapores de água amostras de recozimento por pelo menos 2 horas. (Este processo é chamado de recozimento de vapor de água de temperatura controlada 45. Comparando com o método de metanol amplamente utilizado, pode gerar o conteúdo da folha-beta semelhante nos materiais de seda 45). Solte o vácuo e retire a película insolúvel em água do substrato PDMS usando uma pinça. Para este exemplo, as ligas de seda domesticados-seda selvagem são usadas.
    9. Teste a qualidade de padrões de difração em filmes, comparando-os com os padrões originais no vidro (por exemplo, coletar imagens de MEV para os detalhes micro-escala; coletar padrões de difração de laser para a qualidade padrão geral).
  3. Fabricação de circuitos elétricos em proteína Ligas Materiais
    1. Para fabricar um padrão de circuito eléctrico no substrato de vidro, por um lado cleana lâmina de vidro usando um solvente, tal como o desengorduramento Alconox num aparelho de limpeza de ultra-sons durante 5 min, seguido por 5 min em acetona, seguido por 5 min em metanol. O metanol é usado última vez que evapora mais lentamente do que a acetona por isso pode ser arrancado do substrato ao invés de secar e deixar resíduos.
    2. Funda o diapositivo de vidro seco usando gás azoto seco, o qual é gerado pelo evaporações de um 180 L de azoto líquido dewar.
    3. Introduzir os materiais de substrato na câmara de deposição. (Estas orientações são para um sistema de pulverização mas outras técnicas de deposição podem ser utilizadas.) Se a câmara é concebida com uma loadlock, o vácuo na câmara de deposição não é afectado de forma significativa. Evacuar o loadlock a uma pressão de 30 mTorr.
    4. Abra a válvula de porta entre o loadlock e da câmara de deposição principal e introduzir o substrato para a câmara.
    5. Ligue o gás Ar e o regulador de pressão e controlar a pressão para o desejado Depositiopressão n. As pressões mais elevadas dar mais baixos de energia estalou átomos do metal e filmes mais uniformes, enquanto pressões mais baixas resultam em melhor adesão filmes mais rápido depositado. A gama de pressões é geralmente entre 3 mTorr e 60 mTorr, com 20 mTorr funcionando bem.
    6. Os metais são então projetadas em um obturador que protege o substrato de revestimento utilizando uma potência de RF de 100 W. Um circuito de sintonia é necessária para direcionar a energia de RF para o alvo de metal. Alimentação DC pode ser usado em vez de RF para alvos metálicos. A fim de remover as camadas de óxido e de contaminantes a partir do alvo, de pré-descarga eléctrica durante vários minutos.
    7. Abra o obturador e por pulverização catódica do metal sobre o substrato. A taxa de deposição para a configuração descrita é de cerca de 10 nm por minuto. Esta taxa dependerá da distância, a pressão, a força de trabalho íman no cátodo de magnetrão, espessura do metal alvo e vaporizada. Ajustar o tempo de deposição para conseguir a espessura desejada.
    8. Retirar a lâmina de vidro revestido dacâmara.
    9. Utilizando uma fieira, girar um revestimento foto-resistente sobre a superfície da película. Muitas resinas fotossensíveis podem ser usados. Para este caso, foi utilizado fotorresistente positivo.
    10. Após a resistir é girada sobre a película, coza suave a 90 ° C durante 5 minutos para secar a resina.
    11. Colocar uma máscara de contacto com uma imagem do dispositivo firmemente contra a resistir. Uma fonte de luz UV é usada para expor o material fotosensitivo. A exposição é de 10 segundos, mas varia de acordo com a resistência da fonte de luz e a resistir utilizado.
    12. Coloque o filme no revelador photoresist até que a imagem projectada aparece. As lavagens de desenvolvedores fora a resistir, que foi exposta à luz UV que causam a quebra das ligações de polímeros. Imediatamente após a imagem aparece, mergulhe o filme em água DI para parar o desenvolvedor de trabalhar no photoresist não exposto.
    13. Soprar as películas secas com gás de nitrogénio seco.
    14. Colocar os filmes em um forno a 120 ° C durante 15 min para "cozer duro" fotoresistir.
    15. Após os filmes esfriar, coloque-os em uma solução de gravação até que o metal não protegido pelo photoresist decola. Imersão em água para parar o ataque químico.
    16. Lavar com acetona para remover o material fotosensitivo endurecido.
    17. Enxágüe com metanol e seque com nitrogênio seco.
    18. Uma vez que os vidros revestidos estiver pronto, solte diferentes soluções de liga leve de proteínas nas superfícies de vidro, e seque-os por pelo menos 12 horas para obtenção de filmes de liga leve de proteína sobre os óculos. (Recomenda-se a primeira concentração das soluções de liga a 5% em peso para obtenção de filmes espessos de ligas de proteína.)
    19. Devido às interacções hidrofóbicas-hidrofílicas, os filmes finos de metal vai ser transferido a partir das superfícies de vidro para a liga de proteína ligada película superfícies 51. Retire os filmes de liga leve de proteína com os padrões de metal fino de substratos de vidro usando uma pinça.
    20. Para obter ligas de proteínas insolúveis, coloque os filmes secos em um 60 ° C forno a vácuo (25 kPa) com awater de prato sobre a parte inferior da câmara. Bombear ar no forno, e deixar que os vapores de água amostras de recozimento por pelo menos 2 horas. Solte o vácuo e retire a película insolúvel em água do substrato usando uma pinça.
    21. Teste as qualidades elétricas dos padrões de metal em filmes de liga leve de proteína, tais como a resistência elétrica e compará-los com os padrões originais no vidro.
  4. A fabricação de materiais farmacêuticos por ligas de proteínas
    1. Para fabricar uma liga de filmes de proteína com compostos farmacêuticos, em primeiro lugar preparar um substrato de PDMS, tal como descrito na etapa 3.2. Limpar o substrato PDMS formada por água destilada.
    2. Dissolve-se ou dispersar os compostos farmacêuticos para uma solução aquosa. Use de ultra-sons ou vórtex para misturar homogeneamente os compostos farmacêuticos com a água. Se os compostos não são solúveis em água, dispersar os pós com uma distribuição homogénea na água destilada isenta de iões.
    3. Calcula-se a razão de massas desejadade compostos para as ligas de proteína por: volume de solução de composto em percentagem de peso de x de solução de composto: volume de solução de proteína liga x percentagem de peso de uma solução de composto (aqui uma solução% em peso da liga foi usada). Seleccione uma escala para se obter uma película com uma densidade de composto pretendido na película de liga de proteína.
    4. Misture lentamente a solução do composto com a solução liga proteína seguindo as mesmas instruções na seção 2 processo 2,16. (Nota: Para evitar a gelificação, não ultrasonicate ou vortex a solução durante a mistura).
    5. Despeje um volume calculado da mistura na superfície do substrato de PDMS e secar pelo menos durante 12 horas numa hote química para se obter uma liga de proteína contendo uma proporção filme concebido de compostos farmacêuticos.
    6. Fisicamente reticulado o filme segue a mesma instrução na Seção 3.2 processo 3.2.8. Um exemplo de películas de alumínio com drogas insolúveis modelo de baixa densidade (LD) ou elevada (HD), a densidade pode ser visto na Figura 4 Química.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Resultados

Interacções proteína-proteína típica (por exemplo, entre a proteína A e proteína B) podia conter carga (charge-electrostáticas) atracções, a formação de ligações de hidrogénio, interacções hidrofóbicas-hidrofílicas, bem como dipolo, solvente, contra-ião, e efeitos entrópicos entre o específico os domínios de duas proteínas (Figura 2) 3. Portanto, fundamentalmente, podemos prever os efeitos dessas interações por meio de simulações computacionais.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Discussão

Um dos processos mais críticos na produção de proteínas do sistema "liga" é para verificar a miscibilidade das proteínas combinadas. Caso contrário, é apenas uma mistura de proteína ou proteína sistema composto imiscíveis sem propriedades estáveis ​​e ajustáveis. Um método de análise térmica experimental pode ser utilizado para este fim e para confirmar as suas propriedades da liga. Interacções proteína-proteína pode ser visualizada de acordo com o modelo de Flory-Huggins estrutura 48 como as intera...

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Divulgações

Não há conflitos de interesse declarados.

Agradecimentos

Os autores agradecem a Universidade Rowan para apoio a esta pesquisa. XH também graças Dr. David L. Kaplan, da Universidade Tufts e do NIH P41 Tissue Resource Center Engenharia (TERC) para treinamentos técnicos anteriores.

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo
NomeEmpresaNúmero de catálogoComentários
Calorímetros Exploratórios Diferenciais (DSC) Q100Instrumentos TA, New Castle, DE, EUA
N/AVocê pode usar qualquer tipo de DSC com um software para calcular a capacidade térmica.
Sistema de pulverização catódica a vácuo SS30T T-M Vacuum Products, Inc., Cinnaminson, NJ, EUAN/ACom peças personalizadas; você pode usar qualquer tipo de sistema de pulverização catódica para revestir.
VWR 1415M Forno a vácuoVWR International, Bridgeport, NJ, EUAN/APode utilizar qualquer tipo de forno a vácuo para reticular fisicamente as amostras.

Referências

  1. Rosenbloom, J., et al. Extracellular matrix 4: The elastic fiber. FASEB J. 7, 1208-1218 (1993).
  2. Traub, W., et al. On the molecular structure of collagen. Nature. 221, 914-917 (1969).
  3. Hu, X., et al. Protein-Based Composite Materials. Materials Today. 15, 208-215 (2012).
  4. Hardy, J. G., Scheibel, T. R. Composite materials based on silk proteins. Progress in Polymer Science. 35, 1093-1115 (2010).
  5. Kidoaki, S., et al. Mesoscopic spatial designs of nano- and microfiber meshes for tissue-engineering matrix and scaffold based on newly devised multilayering and mixing electrospinning techniques. Biomaterials. 26, 37-46 (2005).
  6. Teng, W. B., et al. Recombinant silk-elastin like protein polymer displays elasticity comparable to elastin. Biomacromolecules. 10, 3028-3036 (2009).
  7. Foo, C. W. P., Kaplan, D. L. Genetic engineering of fibrous proteins, spider dragline, silk and collagen. Adv Drug Delivery Rev. 54, 1131-1143 (2002).
  8. Hu, X., et al. Charge-Tunable Autoclaved Silk-Tropoelastin Protein Alloys That Control Neuron Cell Responses. Adv. Funct. Mater. 23, 3875-3884 (2013).
  9. Hu, X., et al. Biomaterials derived from silk-tropoelastin protein systems. Biomaterials. 31, 8121-8131 (2010).
  10. Hu, X., et al. The influence of elasticity and surface roughness on myogenic and osteogenic-differentiation of cells on silk-elastin biomaterials. Biomaterials. 32, 8979-8989 (2011).
  11. Hu, X., et al. Biomaterials from ultrasonication-induced silk fibroin-hyaluronic acid hydrogels. Biomacromolecules. 11, 3178-3188 (2010).
  12. Gil, E. S., et al. Swelling behavior and morphological evolution of mixed gelatin/silk fibroin hydrogels. Biomacromolecules. 6, 3079-3087 (2005).
  13. Lu, Q., et al. Green process to prepare silk fibroin/gelatin biomaterial scaffolds. Macromol. Biosci. 10, 289-298 (2010).
  14. Lu, S., et al. Insoluble and flexible silk films containing glycerol. Biomacromolecules. 11, 143-150 (2010).
  15. Mandal, B. B., et al. Silk fibroin/polyacrylamide semi-interpenetrating network hydrogels for controlled drug release. Biomaterials. 30, 2826-2836 (2009).
  16. Yeo, I. S., et al. Collagen-based biomimetic nanofibrous scaffolds, preparation and characterization of collagen/silk fibroin bicomponent nanofibrous structures. Biomacromolecules. 9, 1106-1116 (2008).
  17. Holst, J., et al. Substrate elasticity provides mechanical signals for the expansion of hemopoietic stem and progenitor cells. Nat. Biotechnol. 28, 1123-1128 (2010).
  18. Omenetto, F. G., Kaplan, D. L. New Opportunities for an Ancient Material. Science. 329, 528-531 (2010).
  19. Qin, G., et al. Mechanism of resilin elasticity. Nature Communications. 3, 1003(2012).
  20. Rockwood, D. N., et al. Materials fabrication from Bombyx mori silk fibroin. Nat. Protocols. 6, 1612-1631 (2011).
  21. Wise, S. G., et al. Engineered tropoelastin and elastin-based biomaterials. Adv Protein Chem Struct Biol. 78, 1-24 (2009).
  22. Amsden, J. J., et al. Rapid nanoimprinting of silk fibroin films for biophotonic applications. Adv. Mater. 22, 1746-1749 (2010).
  23. Lawrence, B. D., et al. Silk film biomaterials for cornea tissue engineering. Biomaterials. 30, 1299-1308 (2009).
  24. Kim, D. H., et al. Dissolvable films of silk fibroin for ultrathin conformal bio-integrated electronics. Nat. Mater. 9, 511-517 (2010).
  25. Zhang, J., et al. Stabilization of vaccines and antibiotics in silk and eliminating the cold chain. Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 11981-11986 (2012).
  26. Pritchard, E. M., et al. Effect of silk protein processing on drug delivery from silk films. Macromolecular Bioscience. 13, 311-320 (2013).
  27. Lammel, A. S., et al. Controlling silk fibroin particle features for drug delivery. Biomaterials. 31, 4583-4591 (2010).
  28. Urry, D. W. Physical chemistry of biological free energy transduction as demonstrated by elastic protein-based polymers. J Phys Chem B. 101, 11007-11028 (1997).
  29. Shao, Z., Vollrath, F. Materials: Surprising strength of silkworm silk. Nature. 418, 741-741 (2002).
  30. Jin, H. J., Kaplan, D. L. Mechanism of silk processing in insects and spiders. Nature. 424, 1057-1061 (2003).
  31. Hu, X., et al. Determining Beta-Sheet Crystallinity in Fibrous Proteins by Thermal Analysis and Infrared Spectroscopy. Macromolecules. 39, 6161-6170 (2006).
  32. Hu, X., et al. Dynamic Protein-Water Relationships during β-Sheet Formation. Macromolecules. 41, 3939-3948 (2008).
  33. Hu, X., et al. Microphase separation controlled beta-sheet crystallization kinetics in fibrous proteins. Macromolecules. 42, 2079-2087 (2009).
  34. Cebe, P., et al. Beating the Heat - Fast Scanning Melts Beta Sheet Crystals. Scientific Reports. 3, 1130(2013).
  35. Pyda, M., et al. Heat Capacity of Silk Fibroin Based on the Vibrational Motion of Poly(amino acid)s in the Presence and Absence of Water. Macromolecules. 41, 4786-4793 (2008).
  36. Buxton, G. A., et al. A lattice spring model of heterogeneous materials with plasticity. Model. Simul. Mater. Sci. Eng. 9, 485-497 (2001).
  37. Buxton, G. A., Balazs, A. C. Modeling the dynamic fracture of polymer blends processed under shear. Phys. Rev. B. 69, 054101(2004).
  38. Kolmakov, G. V., et al. Harnessing labile bonds between nanogel particles to create self-healing materials. ACS Nano. 3, 885-892 (2009).
  39. Duki, S. F., et al. Modeling the nanoscratching of self-healing materials. J. Chem. Phys. 134, 084901(2011).
  40. Bell, G. I. Models for the specific adhesion of cells to cells. Science. 200, 618-627 (1978).
  41. Bell, G. I., et al. Cell adhesion. Competition between nonspecific repulsion and specific bonding. Biophys. J. 45, 1051-1064 (1984).
  42. Wang, Q., et al. Effect of various dissolution systems on the molecular weight of regenerated silk fibroin. Biomacromolecules. 14, 285-289 (2013).
  43. Wray, L. S., et al. Effect of processing on silk-based biomaterials: reproducibility and biocompatibility. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 99, 89-101 (2011).
  44. Lawrence, B. D., et al. Silk film culture system for in vitro analysis and biomaterial design. J. Vis. Exp. (62), e3646(2012).
  45. Hu, X., et al. Regulation of Silk Material Structure by Temperature-Controlled Water Vapor Annealing. Biomacromolecules. 12, 1686-1696 (2011).
  46. Yucel, T., et al. Vortex-induced injectable silk fibroin hydrogels. Biophys J. 97, 2044-2050 (2009).
  47. Yucel, T., et al. Non-equilibrium silk fibroin adhesives. J Struct Biol. 170, 406-412 (2010).
  48. Flory, P. J. Principles of polymer chemistry. , Cornell University Press. Ithaca, N.Y.. (1953).
  49. Chen, H., et al. Thermal properties and phase transitions in blends of Nylon-6 with silk fibroin. J Therm Anal Calorim. 93, 201-206 (2008).
  50. Scabarozi, T. H., et al. Epitaxial growth and electrical-transport properties of Ti7Si2C5 thin films synthesized by reactive sputter deposition. Scripta Materialia. 65, 811-814 (2011).
  51. Tao, H., et al. Silk materials-a road to sustainable high technology. Adv Mater. 24, 2824-2837 (2012).
  52. Annabi, N., et al. Cross-linked open-pore elastic hydrogels based on tropoelastin, elastin and high pressure CO2. Biomaterials. 31, 1655-1665 (2010).
  53. Moll, R., et al. The human keratins: biology and pathology. Histochem Cell Biol. 129, 705-733 (2008).

Acesso restrito. Inicie sessão ou comece um teste para visualizar este conteúdo.

Reimpressões e permissões

Etiquetas

Misturas de Proteínas de SedaRevestimento de Circuitos EletrônicosRegeneração de Soluções ProteicasFabricação de Filmes FinosAnálise TérmicaMateriais ÓpticosMateriais ElétricosMateriais FarmacêuticosInterações Proteína-Proteína
Projetando proteína de seda-seda liga Materiais para aplicações biomédicas
Fale conosco
Recomendar à biblioteca

Privacidade

Termos de Uso

Políticas

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Todos os direitos reservados.