Fotoestimulação de varredura a laser de circuitos de prosencéfalo optogeneticamente direcionados

Resumo

Descrevemos um método para caracterizar a topografia funcional e as propriedades sinápticas dos circuitos do prosencéfalo usando uma abordagem optogenética para fotoestimular populações neuronais in vitro.

Resumo

O prosencéfalo sensorial é composto de tipos de células intrincadamente conectadas, cujas propriedades funcionais ainda não foram totalmente elucidadas. A compreensão das interações desses circuitos do prosencéfalo foi auxiliada recentemente pelo desenvolvimento de métodos optogenéticos para modulação mediada por luz da atividade neuronal. Aqui, descrevemos um protocolo para examinar a organização funcional dos circuitos do prosencéfalo in vitro usando fotoestimulação de varredura a laser de canalrodopsina, expressa optogeneticamente por meio de transfecção mediada por vírus. Essa abordagem também explora a utilidade da recombinação cre-lox em camundongos transgênicos para direcionar a expressão em tipos específicos de células neuronais. Após a transfecção, os neurônios são registrados fisiologicamente em preparações de fatias usando grampo de remendo de células inteiras para medir suas respostas evocadas à fotoestimulação de varredura a laser de fibras que expressam canalrodopsina. Essa abordagem permite uma avaliação da topografia funcional e das propriedades sinápticas. Os correlatos morfológicos podem ser obtidos por meio de imagens da expressão neuroanatômica das fibras que expressam a channelrodopsina usando microscopia confocal do corte vivo ou tecido pós-fixado. Esses métodos permitem investigações funcionais de circuitos do prosencéfalo que expandem abordagens mais convencionais.

Introdução

O elaborado circuito do prosencéfalo dos mamíferos representa um desafio experimental para dissecar os papéis funcionais de seus componentes entrelaçados. Desembaraçar essas relações foi auxiliado recentemente pelo desenvolvimento de métodos optogenéticos para excitar e inibir especificamente populações neuronais e suas projeções^1-3. Essas abordagens fazem uso da expressão geneticamente controlada de canais de membrana responsivos à luz^4-6. Digno de nota, a canalrodopsina, um canal iônico dependente de luz, despolariza as membranas neuronais após estimulação óptica, levando à excitação do neurônio expressor e suas projeções^4,7. Por outro lado, a halorodopina, uma bomba de cloreto dependente de luz, hiperpolariza a membrana, inibindo assim a projeção alvo^6,8,9. Várias variantes dessas opsinas foram projetadas, vários vetores produzidos para transfecção e expressão em populações neuronais de interesse e linhagens de camundongos transgênicos projetadas que expressam constitutivamente essas opsinas ou que permitem o controle mediado por cre-lox de sua expressão^1,2,10,11.

A utilidade desses métodos e materiais optogenéticos revolucionou a neurociência experimental moderna, permitindo a dissecação do papel de circuitos neurais específicos na fisiologia e no comportamento do organismo^12-15. Em particular, esses métodos podem ser fortemente aplicados à dissecção funcional de circuitos cerebrais usando preparações de fatias in vitro ^16-20. Nesse contexto, uma das principais vantagens desse método é a capacidade de caracterizar a fisiologia de projeções de longo alcance que são difíceis, senão impossíveis, de preservar em um corte grosso, como as conexões comissurais entre os hemisférios corticais cerebrais¹⁶. Além disso, essa tecnologia permite manipulações não possíveis com outros métodos, como a inibição seletiva de projeções com fina precisão temporal usando halorodopsina^6,8,9. Além disso, a expressão específica do tipo celular dessas opsinas permite que componentes isolados em um circuito neural sejam estimulados ou inibidos seletivamente^1,2,11,15,21. Como tal, essas novas ferramentas optogenéticas permitem a análise sem precedentes das contribuições neuronais para a fisiologia e o comportamento.

Aqui, descrevemos um protocolo para expressar channelrodopsina no cérebro de camundongos usando vetores virais adeno-associados (AAV)^1,2. A transfecção específica de populações neuronais alvo pode ser realizada usando este protocolo, com a escolha apropriada de construtos promotores ou camundongos transgênicos que expressam Cre-recombinase nos neurônios alvo de interesse e uma construção viral 'floxed'^1,11,15,21 (Figura 1). Como exemplos aqui, examinamos as projeções corticocorticais entre o córtex visual primário (V1) e o córtex visual secundário (V2) e também investigamos a projeção corticotalâmica da camada 6 do córtex somatorsensorial primário (S1) para o núcleo medial ventroposterior (VPm). Combinamos essa expressão específica com a fotoestimulação de varredura a laser in vitro para avaliar a fisiologia sináptica e a topografia funcional. A configuração apresentada aqui permite o posicionamento espacial preciso e o controle dos loci de fotoestimulação. Finalmente, descrevemos a visualização dos padrões de expressão usando microscopia confocal.

Protocolo

1. Cirurgia e Injeções

1. Anestesiar camundongos usando uma injeção intraperitoneal (agulha 22-25 G recomendada) de cetamina (100-120 mg / kg) e xilazina (7,5-16 mg / kg).
   1. Avalie a sedação usando beliscões fortes nos dedos dos pés até que nenhuma resposta seja obtida. Para todos os procedimentos em animais descritos, modifique para seguir as diretrizes locais da IACUC, conforme necessário.
2. Coloque os ratos sedados em um dispositivo estereotáxico, prendendo a cabeça e as orelhas em seus respectivos suportes.
   1. Lubrifique os olhos antes de colocar o animal no dispositivo estereotáxico com uma pomada oftálmica estéril.
3. Raspe o couro cabeludo com uma navalha e esterilize a área com cotonetes Betadine.
4. Usando um bisturi, corte uma incisão na linha média e reflita a pele e os músculos subjacentes acima da área a ser injetada.
5. Gire uma lâmina de bisturi como uma trefina para realizar uma craniotomia acima da região a ser exposta. Como alternativa, use uma pequena broca presa a uma Dremel para realizar a craniotomia.
   1. Para realizar a craniotomia, coloque a lâmina do bisturi ou broca na superfície do crânio e gire lentamente até que osso suficiente tenha sido escavado para revelar a pia-máter por baixo.
   2. Uma vez feita a escavação inicial, amplie a craniotomia usando uma pinça fina para remover cuidadosamente o osso das bordas.
6. Encha uma seringa de 1 μl com a solução viral a injetar (UNC Vector Core).
   1. Para aumentar a eficácia da transfecção, prepare a solução viral com 4 μg / ml de polibreno.
7. Abaixe a agulha na área a ser injetada e infunda 200 nl de solução contendo vírus com uma bomba de seringa.
   1. Deixe a seringa descansar por 10 min antes de retirar a agulha.
8. Suturar a pele com Nylon monofilamento inabsorvível e cobrir a incisão com pomada antibiótica.
   1. As suturas devem ser removidas após 7 a 10 dias.
9. Injete buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg) para analgesia pós-operatória.
10. Permita que os animais se recuperem no pós-operatório por 14-21 dias para permitir a expressão adequada da rodopsina em canal.

2. Preparação da fatia

1. Após o período de recuperação, anestesiar profundamente o animal com anestesia com isoflurano, conforme verificado pela ausência de reflexo de retirada quando a pata traseira e/ou dedos dos pés estiverem firmemente comprimidos.
2. Dissecar o cérebro por decapitação seguida de cortes na linha média e frontal no crânio.
3. Separe o crânio da linha média para expor o cérebro.
4. Remova cuidadosamente o cérebro usando uma espátula fina para separar os nervos cranianos da base do cérebro.
5. Coloque rapidamente o cérebro dissecado em um pequeno béquer de 100 ml contendo líquido cefalorraquidiano artificial gelado e gelado (ACSF; em mM: 125 NaCl, 3 KCl, 1,25 NaH₂PO₄, 1 MgCl₂, 2 CaCl₂, 25 NaHCO₃, 25 glicose).
6. Remova o cérebro do ACSF e coloque em uma lâmina de microscópio coberta com papel de filtro pré-umedecido com ACSF.
7. Faça um corte de bloqueio do cérebro na orientação desejada usando uma lâmina de barbear limpa.
8. Fixe a superfície bloqueada do cérebro ao estágio de corte usando cola adesiva instantânea.
9. Transfira stage para uma câmara de corte vibratome (mantida no freezer até que esteja pronto para o corte).
10. Despeje o ACSF gelado na câmara de corte.
11. Corte seções cerebrais a 400-500 μm usando um cortador de tecido vibratório.
12. Transferir fatias de cérebro para uma câmara de retenção contendo ACSF oxigenado e incubar a 30 °C durante pelo menos 1 hora antes da experiência.

3. Registro Fisiológico

1. Após o período de incubação, transferir uma fatia para uma câmara de registo numa fase microscópica modificada.
2. Prenda a fatia no banho durante o experimento usando alguns fios de filamentos de nylon presos a um suporte de fatia de fio de platina.
3. Perfunda a fatia com ACSF constantemente.
4. Puxe as pipetas de registro para uma resistência de ponta de 3-6 MΩ quando preenchidas com solução intracelular contendo o seguinte (em mM): 127 K-gluconato, 3 KCl, 1 MgCl₂, 0,07 CaCl₂, 10 HEPES, 2 Na 2-ATP, 0,3 Na-GTP, 0,1 EGTA. A solução intracelular deve ter pH 7,3, ajustado com KOH ou ácido glucônico e a osmolalidade de 280-290 mOsm.
5. Usando uma configuração padrão de gravação de células inteiras visualizadas, coloque a pipeta de gravação perto do neurônio a ser registrado enquanto aplica pressão positiva^22,23.
6. Libere a pressão positiva ao aplicar a sucção para formar a vedação Gigaohm.
7. Aplique uma breve sucção para quebrar a membrana e formar o registro da configuração de toda a célula.
8. Registre as respostas dos neurônios em voltagem ou corrente.

4. Fotoestimulação de varredura a laser

1. Iniciar software e hardware de aquisição de dados, descritos nos relatórios anteriores^23-29.
   Nota: Utilizamos os programas de aquisição Tidelwave²⁵ e, mais recentemente, Ephus²⁶, escritos em Matlab e desenvolvidos pelo laboratório de Karel Svboda em Janelia Farms³⁰. Para uma descrição completa da fotoestimulação por varredura a laser em Ephus, consulte Suter et al.²⁶ e o passo a passo³⁰.
   Nota: A configuração descrita neste artigo é derivada daquela descrita por Shepherd (2012)²³. O feixe de laser é guiado por meio de um sistema de feixe aberto de espelhos para a porta superior do microscópio através da lente objetiva para a fatia (Figura 2).
2. Desvie uma pequena parte do laser para um fotodiodo com uma lamínula de microscópio colocada no caminho do laser e use a saída de corrente desse fotodiodo para monitorar a intensidade do laser durante os experimentos.
   1. Calibre a saída de corrente de fotodiodo registrada no software para a potência do laser medida no plano focal traseiro da objetiva usando um medidor de potência durante a configuração do equipamento²³.
3. Controle a potência do laser girando uma roda de densidade neutra variável. A potência do laser usada variou entre 25-70 mW (no plano focal posterior) em nossos experimentos.
4. Defina a duração e o tempo da estimulação do laser modificando os parâmetros de pulso do laser e do obturador. A estimulação a laser geralmente tem 2 ms de duração.
5. Capture a imagem da região a ser estimulada usando a função 'Captar vídeo'.
6. Selecione a grade de estimulação de acordo com as dimensões desejadas. Normalmente usamos uma matriz de estimulação de 16 x 16 com espaçamento de 80 μm entre linhas e colunas adjacentes.
7. Sobreponha a grade de mapeamento com a imagem adquirida e ajuste o deslocamento x, y e grau para o local e orientação desejados.
8. Ative a função 'Mapa' para iniciar a estimulação e aquisição de dados.
9. Após a aquisição das respostas evocadas por fotoestimulação, realize a análise dos dados mapeados usando o programa de análise de mapa offline no Tidelwave²⁵ ou o programa 'MapAnalysis' no Ephus²⁶.

5. Imagem de fatia fixa

1. Após as gravações, transfira o fatiamento cerebral para paraformaldeído (PFA) a 4% em PBS 0,01 M (pH 7,4) durante a noite a 4 ºC.
2. Transfira a fatia em sacarose a 30% em PFA 4% / PBS 0,01 M durante a noite a 4 ºC.
3. Corte seções de 50 μm usando um criostato e colete em PBS 0,01 M.
4. Enxágue as seções em 0.01 M PBS duas vezes em temperatura ambiente.
5. Monte as seções e a lamínula em um meio antidesbotamento apropriado.
6. Transfira as seções para o microscópio confocal.
7. Concentre-se no ROI usando luz branca.
8. Escolha o comprimento de onda, o tamanho da imagem e a repetição para aquisição da imagem. Para YFP, usamos 514 nm (Ex) / 527 nm (Em).

Resultados

A fotoestimulação de varredura a laser de projeções entre a área visual primária (V1) e a área visual secundária (V2) no camundongo foi realizada após injeções de pAAV-CaMKIIa-hChR2 (H134R)-EYFP em V1 de um camundongo Balb / C (Figura 3). O promotor CaMKIIa nesta construção viral impulsiona a expressão específica de channelrhodopsina-EYFP em neurônios glutamatérgicos excitatórios^1,15. Após o preparo dos cortes para registro fisiológico, observou-se expressão de fibras de channelrodopsina-EYFP, ou seja, epifluorescência do EYFP conjugado, atravessando de V1 a V2 (Figura 3A). Além disso, as fibras corticotalâmicas no núcleo geniculado lateral (LGN) também foram observadas (Figura 3A). Registros de patch clamp de células inteiras de um neurônio em V2 revelaram EPSCs eliciadas após fotoestimulação de varredura a laser de fibras que expressam channelrhodopsin-EYFP nas camadas inferiores de V2 ( Figura 3B ).

Em outro exemplo, a fotoestimulação por varredura a laser das projeções corticotalâmicas da camada 6 do córtex somatossensorial primário (S1) para o núcleo ventroposterior (VP) foi realizada usando este protocolo. Aqui, usamos uma abordagem Cre-Lox para direcionar especificamente a expressão de channelrhodopsin nos neurônios da camada 6 e projeções corticotalâmicas de interesse. Explicitamente, injetamos pAAV-Ef1a-DIO-hChR2(H134R)-EYFP-WPRE-pA em S1 de B6. Camundongos Cg-Tg(Ntsr1-cre)GN220Gsat/Mmcd (Figuras 1 e 4). Esta cepa de camundongo transgênico expressa Cre-recombinase especificamente em neurônios corticotalâmicos da camada^{6 21} e, portanto, resulta na expressão de ChR-YFP apenas naqueles neurônios após a transfecção pela construção AAV 'floxed'. Após o preparo dos cortes, foram observadas fibras de channelrodopsina-EYFP nos neurônios da camada 6 e fibras projetando-se para a camada 4 e VP (Figuras 4A e 4B). O registro fisiológico de um neurônio VPm usando grampo de remendo de célula inteira revelou que as EPSCs podem ser obtidas após a fotoestimulação de varredura a laser perto do neurônio registrado (Figuras 4C e 4D).

A morfologia das fibras marcadas foi avaliada mais prontamente após registros fisiológicos. Aqui, ressecamos (50 μm) preparações de fatias com expressão de channelrodopsina-EYFP em neurônios corticotalâmicos da camada 6 (Figura 5). Isso revelou um padrão fino de fibras marcadas atravessando da camada 6 para a camada 4, onde terminaram e arborizaram extensivamente (Figura 5A). Além disso, foram observadas fibras corticotalâmicas entrando na substância branca em direção ao tálamo (Figuras 5A e 5B).

Figura 1. Ilustração esquemática da expressão direcionada de channelrhodopsin por meio de uma abordagem Cre-Lox. Camundongos transgênicos que expressam Cre-recombinase nas populações neuronais de interesse são injetados com um vírus 'floxed' que codifica a canalrodopsina fundida a uma proteína fluorescente, como YFP. Após a transfecção, apenas neurônios com Cre-recombinase expressarão canalrodopsina-EYFP. Clique aqui para ver a imagem ampliada.

Figura 2. Ilustração esquemática da configuração da fotoestimulação. (A) Diagrama da configuração de fotoestimulação de varredura a laser. O feixe de laser é guiado sucessivamente através de um sistema de feixe aberto para um obturador e um filtro de densidade neutra (ND). Uma lamínula reflete parte do feixe para um fotodiodo conectado a um amplificador para medições de potência do laser. Os galvanômetros de espelho são usados para posicionar o feixe de laser através de uma lente de varredura, que guia o feixe através de uma porta lateral na parte superior do microscópio. O feixe é então refletido através da lente objetiva para a preparação da fatia usando um espelho dicróico. Para mais detalhes, consulte Lam e Sherman²³ e Shepherd²⁹. (B) Exemplo do padrão de grade de fotoestimulação para o experimento representativo mostrado na Figura 3. A grade de estimulação 16 x 16 é sobreposta a uma fotomicrografia da preparação da fatia. Uma estrela vermelha indica a localização de um neurônio registrado usando o patch clamp de célula inteira. A posição do feixe de laser é guiada para cada uma das 256 posições na grade de estimulação pelo posicionamento computadorizado dos galvanômetros de espelho. As posições do laser dos 5 primeiros locais de estimulação são representadas na figura. As respostas do neurônio registrado à fotoestimulação em cada um dos locais são representadas na Figura 3. Clique aqui para ver a imagem ampliada.

Figura 3. Fotoestimulação de varredura a laser de projeções corticocorticais do córtex visual primário (V1) para o córtex visual secundário (V2) no camundongo. (A) Imagem epifluorescente da preparação do corte mostrando fibras de channelrodopsina-EYFP de V1 a V2 e no núcleo geniculado lateral (LGN). A expressão específica de channelrhodopsin-EYFP em neurônios glutamatérgicos excitatórios é impulsionada por uma construção viral contendo o promotor CaMKIIa. (B) Correntes pós-sinápticas excitatórias (EPSCs) eliciadas de um neurônio em V2 após fotoestimulação de varredura a laser. A estrela vermelha indica o local de gravação. Barras de escala: (A) 500 μm, (B) 200 pA, 100 mseg. Clique aqui para ver a imagem ampliada.

Figura 4. Fotoestimulação por varredura a laser de projeções corticotalâmicas do córtex somatossensorial primário (S1) para o núcleo ventroposterior (VP) no camundongo. (A) Imagem epifluorescente da preparação do corte mostrando fibras de channelrhodopsina-EYFP em S1. (B) Imagem epifluorescente de fibras marcadas em VP. (C) Correntes pós-sinápticas excitatórias (EPSCs) eliciadas de um neurônio VP após fotoestimulação de varredura a laser. (D) Gráfico de EPSCs médios. A estrela vermelha indica o local de gravação. Os rastreamentos em caixa em (C) correspondem aos valores em caixa em (D). Barras de escala: (A) 250 μm, (B) 250 μm, (C) 100 pA, 100 mseg. Clique aqui para ver a imagem ampliada.

Figura 5. Imagem de neurônios da camada 6 expressando channelrhodopsin-EYFP no córtex somatossensorial primário (S1) do camundongo. (AB) Neurônios marcados na camada 6 e fibras projetando-se para a camada 4 e a substância branca. Barras de escala: (A) 250 μm, (B) 250 μm. Clique aqui para ver a imagem ampliada.

Discussão

O protocolo descrito detalha uma abordagem para a avaliação in vitro da topografia funcional e fisiologia dos circuitos neuronais, que não se limita à investigação dos circuitos do prosencéfalo, ou seja , os do tálamo e do córtex. Várias construções virais para transfecção optogenética foram disponibilizadas para a comunidade científica e podem ser facilmente obtidas no UNC Vector Core. Para obter uma descrição das construções virais prontamente disponíveis, consulte o UNC Vector Core³¹, a página de recursos de optogenética no Deisseroth Lab da Universidade de Stanford³² e o laboratório de neurobiologia sintética Boyden no MIT³³. Variantes dessas opsinas foram desenvolvidas por esses laboratórios e permitem modos abrangentes para controlar a excitabilidade neuronal^1,2. A obtenção desses vetores do UNC Vector Core requer um Contrato de Transferência de Material dos laboratórios de origem. Neste protocolo, notamos que a adição de polibreno aumenta a eficácia da transfecção. Além disso, outra variável que influencia a expressão é o período de recuperação pós-cirúrgica, que notamos que um período de pelo menos 14 dias é suficiente para obter uma expressão robusta nas vias do prosencéfalo de camundongos.

Para a transfecção direcionada de grupos neuronais específicos, várias linhagens de camundongos Cre-transgênicos foram desenvolvidas, que podem ser usadas em combinação com construções virais de quadro de leitura aberto invertidas 'floxed' que foram desenvolvidas¹¹. Várias cepas pertinentes à pesquisa em neurociência estão disponíveis nos Centros Regionais de Recursos de Camundongos Mutantes³⁴. Atlas de padrões de expressão de Cre-recombinase nessas linhagens transgênicas são oferecidos por meio do banco de dados GENSAT³⁵. Além disso, o Jackson Labs oferece várias cepas Cre-transgênicas, bem como outras que expressam opsinas constitutivamente em grupos neuronais específicos. Um passo crítico para utilizar essas linhagens de camundongos é levar em consideração o tempo necessário para obter e estabelecer uma colônia de reprodução, que pode variar de acordo com a cepa específica de interesse.

Para a fotoestimulação, utilizamos e adaptamos a configuração desenvolvida pelo Shepherd Lab da Northwestern University, descrita em um protocolo recente²⁹. Embora otimizada para desenjaulamento de glutamato, essa configuração também é passível de fotoestimulação de channelrodopsina sem modificação. Essa configuração permite o controle espacial preciso e o posicionamento dos loci de fotoestimulação, o que permite uma avaliação da topografia funcional da inervação da canalrodopsina dos neurônios registrados. Embora o controle espacial seja aprimorado com esse método de fotoestimulação, ele tem um custo mais proibitivo do que os métodos que utilizam iluminação de campo baseada em LED²⁰. Além disso, a não uniformidade do tecido cerebral é uma limitação da optogenética ou de qualquer técnica que envolva manipulação da luz. Na prática, porém, raramente é um fator, uma vez que os resultados são interpretados principalmente de maneira qualitativa. Caso seja necessária uma comparação mais quantitativa entre as regiões do cérebro, pode-se sempre usar a intensidade máxima da luz para obter respostas "saturadas".

Além disso, usamos os programas de software Tidelwave e Ephus escritos em Matlab para controlar a fotoestimulação de varredura a laser e a aquisição de dados^25,26. No entanto, recomenda-se que aqueles que configuram um sistema semelhante empreguem o software Ephus²⁶ mais recente, que tem suporte disponível através do site de desenvolvimento Janelia Farms³⁰. Um passo fundamental é escolher qual desses pacotes de software usar, pois seus requisitos de hardware diferem ligeiramente. Além disso, os programas de análise de mapas são adaptados aos seus respectivos programas de aquisição de dados.

Várias dessas etapas podem ser modificadas para se adequar à configuração específica do médico. As injeções de soluções virais podem ser realizadas com mecanismos de administração além de uma seringa, por exemplo , pipetas de vidro capilar puxadas para diâmetros de ponta de ~ 40 μm também funcionam bem. Para cirurgias, um porta-cabeça não estereotáxico pode ser substituído se essas coordenadas não forem necessárias para guiar as injeções. Além disso, as composições de ACSF e solução intracelular podem ser alteradas dependendo dos requisitos experimentais específicos, por exemplo , substituindo uma solução intracelular de césio ou alto cloreto para isolar correntes inibitórias. Além disso, uma alternativa à imagem dos padrões de expressão em fatias fixas também pode ser feita na fatia viva em um equipamento de imagem adequado com um sistema de perfusão por banho.

Em resumo, este protocolo permitirá ao praticante caracterizar a topografia funcional e a fisiologia sináptica das projeções in vitro, o que pode não ser possível usando métodos padrão, por exemplo, caracterizar projeções de longo alcance que não podem ser preservadas em uma fatia. O protocolo de transfecção descrito pode ser aplicado a experimentos optogenéticos in vivo ^1-3,12,14, uma vez que o mecanismo de entrega é o mesmo. Finalmente, embora este protocolo descreva a transfecção de camundongos, muitos dos vetores virais disponíveis podem ser usados para teoricamente transfectar e expressar essas opsinas em uma ampla gama de espécies de mamíferos, permitindo assim uma miríade de estudos comparativos e específicos de espécies^1-3.

Materiais

Lista de materiais utilizados neste artigo

Nome	Empresa	Número de catálogo	Comentários
Polybrene	Santa Cruz Biotech	SC134220
Paraformaldeído 32% solução	EMS	15714
VECTASHIELD	Vector Labs	H-1400
AAV construções virais	UNC Vector Core	NA
Mouse suporte de cabeça estereotáxico	Stoelting	51730
Nanocool injetor	Harvard Aparelho	703040
Laser UV: 355 nm, Nd:YVO4; 1 W;	DPSS Lasers, Inc	3500
Galvonometers	Cambridge Scanning	6210
espelhos	Cambridge Scanning	6m2003S-A
montagem	Cambridge Scanning	6102103L
cabo	Cambridge Scanning	6010-19-120
driver/controlador	Cambridge Scanning	67121-1
Obturador - ZM revestido (compatível com UV)	Uniblitz	L23-ZM2
Controlador de obturador	Uniblitz	VMM-D1
Amplificador de corrente	Stanford Research Systems	SR570
6713 placa	National Instruments	777741-01
2110 caixa de fuga	National Instruments	777643-01
PCI-MIO-16E-4	Cabos National Instruments	777383-01
BNC-2090	National Instruments	777270-01
National	Instruments	184749-01
MATLAB	Mathworks
TCS SP2	Leica Microsystems